Données actuelles sur le dosage de l’excrétion urinaire de l’albumine

ARTICLE

Auteur(s) : WG Miller¹, DE Bruns², GL Hortin³, S Sandberg⁴, KM Aakre⁴, MJ McQueen⁵, Y Itoh⁶, JC Lieske⁷, DW Seccombe⁸, G Jones⁹, DM Bunk¹⁰, GC Curhan¹¹, AS Narva¹²

¹Department of Pathology, Virginia Commonwealth University, Richmond, VA
²Department of Pathology, University of Virginia Medical School, Charlottesville, VA
³Department of Laboratory Medicine, Warren Magnuson Clinical Center, National Institutes of Health, Bethesda, MD
⁴Laboratory of Clinical Biochemistry, Haukeland University Hospital and The Norwegian Quality Improvement of Laboratory Services in Primary Care (NOKLUS), Bergen Norway
⁵Hamilton Regional Laboratory Medicine Program, Department of Pathology and Molecular Medicine, McMaster University, Hamilton, Ontario, Canada
⁶Department of Laboratory Medicine, Asahikawa Medical College, Asahikawa, Japan
⁷Mayo Clinic Renal Function Laboratory, Department of Laboratory Medicine and Pathology, Mayo Clinic Division of Nephrology and Hypertension, Department of Internal Medicine, Rochester, MN
⁸Canadian External Quality Assessment Laboratory and Department of Pathology and Laboratory Medicine, University of British Columbia, Vancouver, BC, Canada
⁹Department of Chemical Pathology, St Vincent’s Hospital Sydney, Sydney, Australia
¹⁰Analytical Chemistry Division, National Institute of Standards and Technology, Gaithersburg, MD
¹¹Renal Division, Department of Medicine, Brigham and Women’s Hospital, Harvard Medical School, Boston, MA
¹²National Kidney Disease Education Program, National Institute for Diabetes and Digestive Diseases, National Institutes of Health, Bethesda, MD

Article reçu le 16 Octobre 2009, accepté le 2 Novembre 2009

Le dosage urinaire de l’albumine est couramment utilisé pour mettre en évidence et suivre les patients ayant une affection rénale. Une conférence sur l’utilisation clinique et le dosage de l’albumine urinaire a été organisée par le groupe de travail « laboratoire » du programme national d’éducation pour les pathologies rénales (National kidney disease education program) et l’IFCC, afin de faire le point sur les pratiques actuelles de mesure de l’albumine urinaire et de l’utilisation de ses résultats dans la prise en charge de la maladie rénale. Les objectifs de cette conférence étaient de préciser les besoins de standardisation du dosage et les recommandations de pratique clinique concernant l’excrétion urinaire de l’albumine. Cet article reprend les observations et les conclusions de cette conférence.

Historiquement, l’albuminurie a été définie en terme d’excrétion urinaire par unité de temps, classiquement 24 heures. La difficulté d’un recueil urinaire sur 24 heures a donné lieu à des mesures de ratio de l’excrétion urinaire de l’albumine (albumin excretion rate : AER) [13]. Un ratio largement utilisé est le rapport entre les concentrations urinaires de l’albumine et de la créatinine (albumin creatinin rate : ACR) [1]. Pour ce dernier rapport, le recueil d’échantillon urinaire est souvent utilisé sans prise en compte de l’heure dans la journée, et un intervalle de référence unique pour l’homme et la femme est souvent utilisé. Cependant, plusieurs facteurs peuvent modifier le rapport albumine/créatinine [1] comme l’heure de prélèvement dans la journée, l’excrétion plus importante de créatinine chez l’homme que chez la femme, chez le sujet de race noire par rapport aux sujets de race blanche, ou à l’inverse la diminution d’excrétion de la créatinine chez les sujets ayant eu une fonte musculaire, ou enfin les effets de l’alimentation sur cette même excrétion urinaire.

Recommandations sur l’utilisation du dosage urinaire de l’albumine

Le tableau 1 reproduit 10 recommandations établies par ces organisations depuis 2002 ; 5 recommandations sont directement liées à la maladie diabétique et préconisent une évaluation annuelle. Les 10 recommandations préconisent l’utilisation de l’ACR, 8 conseillent le recueil des urines du matin, 7 proposent un recueil d’un échantillon urinaire, et 4 recommandent l’expression de l’ACR en mg/g ou mg/mmol (1 mg/g = 1 μg/mg = 0,113 mg/mmol). Sept recommandations mentionnent, avec un degré variable de détails, la nécessité de réaliser plusieurs déterminations pour confirmer les résultats ; 2 indiquent clairement que le recueil des urines de 24 heures n’est pas nécessaire mais 1 recommandation propose ce recueil urinaire sur 24 heures comme la plus pertinente parmi trois méthodes possibles pour ce recueil.

Bien que la mesure de l’ACR soit généralement recommandée, l’absence de méthodes standardisées reconnues pour le recueil d’échantillon, pour la mesure d’ACR et l’expression des résultats peuvent limiter l’utilisation de ce rapport en pratique clinique et en recherche. L’expression des résultats peut se faire en mg d’albumine par g (ou μg/mg) ou par mmol de créatinine, et la signification de ces deux modes d’expression est souvent obscure pour les non spécialistes. Ainsi, les médecins généralistes ont du mal à comprendre la signification d’un résultat d’albuminurie et éprouvent des difficultés dans l’interprétation pratique du résultat (par exemple un résultat qui témoigne d’un risque accru de maladies cardiovasculaires ou la progression d’une maladie rénale). Ils peuvent être perdus par le nombre important de tests de mesure de la fonction rénale et sont surpris qu’une valeur seuil commune et unique telle que celle généralement citée de 30 mg/g (30 μg/mg, 3,4 mg/mmol ou 3,4 g/mol), ne puisse être appliquée pour les patients quel que soit leur âge, leur sexe ou leur ethnie [1, 4]. De plus, la relation entre l’excrétion urinaire de l’albumine et l’augmentation du risque cardiovasculaire rénal est linéaire, et considérer que toutes les valeurs d’ACR inférieures à 30 mg/g constituent un résultat normal apparaît aujourd’hui inapproprié [1].

Tableau 1 Résumé des recommandations de pratique clinique pour le dosage de l’albumine urinaire^a.

Conditions préanalytiques affectant l’AER

Variations biologiques intra-individuelles

Le tableau S1 (dans la partie « supplément de données » qui accompagne la version en ligne de cet article à l’adresse http://www.clinchem.org/content/vol55/issue1) montre les estimations de variabilité intra-individuelle (CVi) pour l’excrétion urinaire de 4 % à 103 % avec 1 tertile central de 28 % à 47 %. Les facteurs de variation les plus importants sont la période de recueil de l’échantillon urinaire (jours, semaines, mois), le type d’échantillon (24 heures, premières urines du matin, temps fixé dans la journée, ou aléatoire), la nature de l’exploration, la concentration de l’albumine dans les urines, les conditions de santé du sujet, et les conditions préanalytiques de prise en charge et de conservation des échantillons urinaires. La plupart de ces études ne décrivent pas le mode du calcul du CVi de façon suffisamment détaillée pour permettre de comprendre et comparer les différences rapportées.

Néanmoins, certaines conclusions générales peuvent être déduites des données du tableau S1. Le CVi de l’ACR est le plus faible dans 22 des 30 études (73 %), dans lesquelles les CVi de l’excrétion des 24 heures, des rapports d’excrétion nocturnes ou des concentrations ont été comparés au CVi de l’ACR. Les CVi de l’ACR d’un jour à l’autre, essentiellement pour les déterminations nocturnes et matinales, sont en général plus faibles que les CVi d’ACR mesurées d’une semaine à l’autre ou d’un mois à l’autre. Cependant, la variation des CVi pour les différentes études apparaît importante et probablement liée à la différence des méthodes utilisées (par exemple les facteurs préanalytiques tels que la conservation des échantillons avant analyse) et des facteurs liés au mode de calcul des CVi (tels que l’exclusion de résultats aberrants et l’évaluation de l’homogénéité des variances). La non prise en compte de ces deux derniers facteurs est de nature à augmenter les CVi rapportés dans la littérature. De façon intéressante, l’ACR ou la concentration de l’albumine fournissent des CVi plus élevés dans le cas des échantillons urinaires randomisés [34, 35] (S1 et S14 dans le supplément des données en ligne). Un second échantillon des urines du matin s’est avéré comparable à l’utilisation d’un échantillon des urines de 24 heures [36] et deux études du tableau S1 du supplément de données en ligne qui ont utilisé un second échantillon des urines du matin ont fourni des valeurs de CVi comparables aux autres études qui n’ont utilisé que le premier échantillon des urines matinales. Cependant, aucune comparaison directe entre les premières urines et les secondes urines n’a été réalisée.

Tableau 2 Eléments cliniques et paracliniques affectant l’excrétion urinaire de l’albumine^a.

Modification de la concentration urinaire de l’albumine au cours du recueil et de la conservation de l’échantillon

De nombreuses recommandations différentes existent concernant la conservation à long terme et la stabilité de l’albumine dans les échantillons urinaires [42-46]. Les données récentes suggèrent que les échantillons urinaires sont stables à - 80 °C sur des périodes longues. La conservation à des températures supérieures, en particulier - 20 °C semblent induire des modifications variables de l’albumine [46-50].

Dans la pratique quotidienne de laboratoire, les urines fraîches, recueillies en milieu de jet urinaire sont préférables. L’albumine est généralement stable dans les échantillons urinaires conservés entre 2 °C et 8 °C pendant 7 jours [36, 42]. L’influence de la présence de bactéries et de protéases n’a pas été précisément étudiée, mais ces deux causes peuvent induire des modifications de la concentration d’albumine recueillie dans les urines. Des précipités se forment fréquemment au sein des urines conservées à + 4 °C ou congelées, et leur existence sur le dosage de l’albumine n’a pas été non plus été précisément étudiée. Ces précipités se redissolvent le plus souvent lorsque l’urine est réchauffée avant l’analyse ; la décongélation à 37°C des urines congelées semble réduire la précipitation [51] mais peut augmenter l’activité protéasique. La centrifugation d’urines troubles peut être nécessaire pour diminuer le matériel insoluble avant le dosage.

Recueil des échantillons urinaires et évaluation des pratiques

Au cours de l’année 2006, une évaluation par questionnaire de la détermination de l’albuminurie en prévention primaire a été réalisée auprès de 2 078 médecins dans 9 pays européens [55]. Un échantillon urinaire était le plus souvent réalisé pour une première évaluation de l’albumine, alors que des recueils à temps fixé étaient utilisés pour des tests répétés, particulièrement dans les structures hospitalières. Seulement 45 % et 77 % des médecins généralistes questionnés effectuaient un second test lorsque le premier était positif. La prévalence des tests réalisés au sein même du cabinet médical pour l’analyse urinaire de l’albumine variait entre 4 et 88 % selon les pays avec les pourcentages les plus élevés en Norvège et en Suède, et les plus faibles en France. Lorsque ces tests étaient utilisés dans les cabinets médicaux, la détermination quantitative de l’ACR était le plus souvent réalisée en Scandinavie, alors que les tests semi-quantitatifs étaient plus largement répandus dans les autres pays. Dans tous les pays à l’exception des Pays-Bas, 4 moyens d’expression des résultats de l’albuminurie ont été utilisés : la concentration (mg/L), l’excrétion par 24 heures (mg/24h), l’excrétion par minute (μg/min) et l’ACR (mg/mmol ou mg/g). Dans la majorité des pays les cliniciens estimaient qu’une variation de 33 % des résultats de l’albumine urinaire témoignait d’une modification cliniquement significative de la fonction rénale, indépendamment du type d’échantillon utilisé pour cette détermination.

En 2006, une enquête australienne/néo-zélandaise dans 55 laboratoires a montré une grande variabilité des pratiques de recueil et des types d’échantillon recommandés, incluant le recueil des urines de 24 heures, les échantillons à temps fixé, les échantillons urinaires simples, et le recueil des urines du matin [56]. Le seuil rapporté par les laboratoires variait de 15 à 30 mg/L pour la concentration urinaire d’albumine et de 1,0 à 3,6 mg/mmol (9 à 32 mg/g) pour l’ACR. Il n’y avait pas dans cette étude de relation entre les intervalles de référence et la méthodologie d’analyse utilisée.

Formes moléculaires de l’albumine dans l’urine

Structure de l’albumine

Des allèles mutés de l’albumine sont exprimés dans moins 1 pour 1 000 sujets [57], affectant rarement l’analyse quantitative de cette protéine. Cependant, quelques mutations ponctuelles ont été décrites qui modifient la clairance rénale de l’albumine [60] et induisent des proportions variées de cette albumine modifiée dans le sérum et dans l’urine.

Le pH usuel de l’urine (entre 5 et 8) ne modifie pas la forme de l’albumine. En dessous de pH 4 et au-dessus de pH 8, l’albumine subit des modifications conformationnelles importantes, qui sont pour la plupart d’entre elles réversibles [57]. La concentration maximale de l’urée dans l’urine, environ 1 mol/L, ne provoque pas la dénaturation de l’albumine [57].

L’albumine possède au moins 6 sites de fixation pour les acides gras à longue chaîne par molécule. Dans le plasma, seule une molécule d’acide gras est en général fixée par molécule d’albumine, mais ce rapport peut augmenter de façon importante au cours du stress, de l’exercice ou d’un traitement par l’héparine. Une augmentation du nombre d’acides gras fixés peut modifier la mobilité électrophorétique de l’albumine, en conditions non dénaturantes et en isoélectrofocalisation [61, 62].

L’albumine est une molécule porteuse pour de nombreuses molécules organiques de petite taille et pour des ions [57, 63-68]. La fixation de ces molécules peut modifier sa conformation [57, 66, 69]. De nombreux composés endogènes, tels que le cuivre ou la thyroxine, se fixent également à l’albumine, mais sur un pourcentage très faible de celle-ci, moins de 1 %. De même, la bilirubine se fixe sur quelques molécules d’albumine sauf dans les états d’hyperbilirubinémie dans lesquels plus de la moitié des molécules d’albumine peuvent porter des molécules de bilirubine. Aux concentrations physiologiques dans le plasma, 1 à 2 ions calcium et 7 à 8 ions chlorure sont fixés par molécules d’albumine [67, 68]. La fixation de ces ions est dépendante du pH et donc variable au niveau urinaire ; les ions peuvent rapidement se dissocier de l’albumine ou être échangés avec d’autres ions au cours de la conservation de l’échantillon.

Comparativement au plasma, l’urine est enrichie en molécules peptidiques et dérivés acides aminés ou dérivés, tel que l’acide hippurique et la phénylacétylglutamine [47, 70, 71]. Sur une base molaire, la concentration urinaire de ces composés est en général supérieure à celle de l’albumine, et ceux-ci peuvent être des ligands de l’albumine [70, 71]. Dans le plasma, l’albumine fixe différents peptides mais les données de la littérature sont limitées concernant l’affinité et la stœchiométrie de fixation de ces molécules à l’albumine [72, 73]. L’albumine contient 2 sites (site 1 et 2 sutlow) capables de fixer de nombreux médicaments et des composés endogènes [63]. Certains de ces composés tels que les salicylates, les sulfamides antibactériens et la pénicilline sont présents dans l’urine à des concentrations élevées.

Formes covalemment modifiées de l’albumine

L’albumine possède une demi-vie longue, d’environ 20 jours, dans la circulation sanguine [57, 83], ce qui lui permet de subir de façon prolongée des modifications chimiques. Les réactions au niveau des chaînes latérales des acides aminés constitutifs permettent la formation de groupement carbonyles, de carboxyméthyllysine et de produits de la glycation avancée sur une petite proportion des molécules d’albumine circulante [76, 84, 85]. Des groupements dityrosines ont également été mis en évidence [77]. Dans le plasma, entre 1 et 10 % des molécules d’albumine sont glyquées par réaction avec le glucose, et des concentrations plus élevées d’albumine glyquée sont retrouvées chez les patients diabétiques [57, 86]. La plus grande proportion d’albumine glyquée dans l’urine par rapport au plasma a été attribuée à une plus faible efficacité de la réabsorption tubulaire rénale de la forme glyquée [86]. Cette réabsorption tubulaire de l’albumine est un processus médié par un récepteur avec une très grande spécificité [87, 88].

Fragmentation de l’albumine

Des fragments d’albumine de masse moléculaire comprise entre 500 et 5 000 Da ont été retrouvés au niveau plasmatique et au niveau urinaire [95-103]. Certains s’accumulent au niveau plasmatique chez les patients souffrant d’une atteinte rénale. La filtration glomérulaire rénale est un processus dépendant de la taille et de la charge électrique des molécules : il est probable que les petits fragments chargés positivement formés au niveau plasmatique soient rapidement éliminés par les reins en condition physiologique [104, 105].

Des formes tronquées de l’albumine ont également été détectées au niveau plasmatique, caractérisées par la délétion de 1 ou 2 acides aminés N-terminaux [106], ou de 1, 6 ou 13 acides aminés C-terminaux [107, 108]. L’albumine ayant perdu sa leucine C-terminale représente entre 4 et 15 % de l’albumine d’un plasma normal [107] et peut devenir la forme majoritaire de l’albumine plasmatique et urinaire de patients souffrant de pathologies aiguës [107, 108].

Les protéases du tractus urinaire et celles présentes dans les urines peuvent elles-mêmes générer des fragments d’albumine ou modifier des fragments préexistants soit au niveau du tractus urinaire lui-même soit durant la conservation des échantillons [109-111]. Certaines molécules d’albumine qui ont subi une réabsorption tubulaire peuvent être partiellement protéolysées ; les fragments peuvent alors être retrouvés au niveau urinaire [112].

Influence des différentes formes structurales de l’albumine urinaire sur son dosage

Méthodes usuelles de quantification de l’albumine urinaire

Méthodes usuelles de l’albumine urinaire

La chromatographie liquide d’exclusion stérique (exclusion diffusion) a été proposée comme méthode alternative et fournit des valeurs plus élevées que les immunodosages pour la majorité des échantillons. Une hypothèse, controversée, est que la chromatographie d’exclusion détecterait une forme d’albumine non détectée par la méthodologie immunologique [114, 116-118]. Cette hypothèse remettrait en cause la réactivité des antisérums polyclonaux avec des sites antigéniques multiples de l’albumine [82, 113]. Il faut cependant noter que la chromatographie d’exclusion co-isole et mesure l’albumine et d’autres protéines de même taille, notamment certaines protéines urinaires [82].

Performance des méthodes de dosage de l’albumine urinaire

Le tableau 3 montre que différents organisateurs du contrôle Eqas utilisent des matériels différents et les traitent de différentes façons. Les échantillons utilisant une urine native liquide avec ou sans addition de créatinine et d’albumine purifiées sont plus aisément transférables. L’expérience du centre norvégien pour l’assurance qualité en santé publique (Noklus) indique que les échantillons de patients présentant une albuminurie se comportent différemment avec différentes méthodes par rapport à des urines normales surchargées avec de l’albumine purifiée. Plus l’échantillon subit de traitements et s’écarte de la réalité, moins le résultat est transférable. Les échantillons qui ont subi une lyophilisation sont très souvent non comparables aux échantillons natifs. Les échantillons non transférables ne doivent donc être utilisés que pour les comparaisons entre laboratoires utilisant la même méthode ou le même appareillage, et ne peuvent pas être utilisés pour évaluer l’homogénéité des résultats obtenus entre différentes méthodes.

Le tableau 4 reproduit des exemples d’intervalles de résultats obtenus au cours de différents programmes Eqas dans différents pays. Lorsque le matériel Eqas est considéré comme ayant une probabilité forte d’être transférable, les résultats de tous les participants au programme ont été regroupés pour déterminer les performances interméthodes et interlaboratoires. Quand le matériel s’avérait moins transférable, les résultats ont été séparés par méthode pour déterminer la performance interlaboratoire d’une même méthode. Tous les programmes Eqas éliminent les valeurs aberrantes (en utilisant différentes procédures) avant l’exploitation statistique des résultats. L’intervalle de ± 2 écarts types a été calculé pour déterminer l’intervalle à 95 % des résultats.

Toutes les enquêtes ont montré une variabilité entre les laboratoires et entre les méthodes de dosage (tableau 4). La variation interlaboratoires pour une même méthode est apparue plus faible que la variation interlaboratoires et interméthodes, indiquant des différences de calibrage entre les méthodes de dosage. Il est difficile d’évaluer si les performances analytiques actuelles sont en accord avec les besoins d’interprétation clinique des résultats car ceux-ci n’ont pas été définis sur la base de preuves d’évolution clinique. En considérant que l’imprécision de mesure de l’albumine urinaire constitue la moitié de la variation biologique intra-individuelle, et que le CVi est pris à 40 % (tableau S1 du supplément de données en ligne), alors les résultats de l’Eqas remplissent totalement ce critère. L’existence de biais ne peut pas être recherchée puisqu’il n’existe pas de méthodologie de référence.

Tableau 3 Synthèse et programme EQAS de différents pays.

Un système de référence pour le dosage de l’albumine urinaire

Un matériel de référence souhaitable pour le calibrage des procédures de dosage en routine doit être transférable aux urines natives pour toutes les procédures. Ceci implique que les méthodes de routine doivent avoir une réactivité immunochimique équivalente vis-à-vis de la molécule ou des molécules d’albumine dans le matériel de référence et pour l’albumine des échantillons d’urine native. La transférabilité est plus difficile à définir pour les urines car la matrice biologique est extrêmement variable dans différentes conditions pathologiques et car le mesurande n’est pas totalement défini. Un matériel de référence qui utilise de l’albumine hautement purifiée ne reflète pas les différentes formes moléculaires présentes dans les urines. Cependant, l’utilisation d’albumine purifiée comme matériel de référence apparaît être l’approche plus pragmatique pour effectuer un calibrage standardisé des procédures de dosage de routine.

Matériels et méthodes actuellement utilisés comme référence pour le calibrage des procédures de dosage de l’albumine urinaire

Une équipe de chercheurs japonais a montré que 5 à 10 % des solutions de calibrage utilisées dans les immunodosages de routine contiennent de l’albumine polymérisée [51]. La même étude indique que certaines méthodologies utilisent le CRM470 dilué comme point de départ de la valeur de calibrage alors que d’autres méthodologies utilisent le coefficient d’absorption molaire de l’albumine sérique humaine.

Matériel de référence candidat pour l’albumine urinaire

Puisqu’il n’existe pas de procédure de dosage de référence, ce matériel de référence potentiel a été mesuré par rapport au CRM470 dilué en utilisant des procédures immunométriques habituelles [124]. Brièvement, 13 systèmes de mesure usuels ont montré une réactivité immunochimique identique à celle du matériel de référence potentiel et au CRM470 dilué. Les concentrations déterminées pour le matériel de référence potentiel par chacune des méthodes de routine, en regard du CRM470, ont été moyennées pour définir la concentration de ce matériel de référence de 226,1 (8,4) mg/L [moyenne (incertitude)] après reconstitution avec 3 mL d’eau.

Les investigateurs japonais sont en cours de validation de la transférabilité de ce nouveau matériel de référence et vont le soumettre pour approbation au JCTLM. Une autre approche est en cours, utilisant une albumine humaine recombinante pour créer un matériel de référence primaire, sur la base de méthodologies utilisées pour le matériel de référence secondaire.

Procédure de dosage de référence potentielle pour l’albumine urinaire

Une équipe de la Mayo Clinic (Rochester) a récemment développé une procédure de dosage de type LC-MS qui mesure le fragment des 24 acides aminés N-terminaux de l’albumine. Cette méthode met en œuvre une fragmentation de l’albumine qui n’utilise pas la protéolyse trypsique, évitant ainsi les risques de digestion incomplète. Des résultats similaires ont été obtenus avec l’albumine sérique humaine marquée par l’azote 15 préparée chez la levure [125] et par l’albumine sérique bovine, moins onéreuse, comme étalon interne. Le calibrage est effectué à partir d’une urine après absorption sur du charbon supplémenté avec de l’albumine sérique humaine [126] dont la concentration est quantifiée par mesure de l’absorption moléculaire [38553 (L/mol-cm)] à 280 nM [127]. Cette méthodologie quantifiant un fragment spécifique de l’albumine, il était nécessaire de vérifier les urines physiologiques et pathologiques contiennent des fragments d’albumine avec ces 24 acides aminés N-terminaux ou des molécules d’albumine tronquée au niveau N-terminal. L’utilisation de la LC-MS pour détecter d’autres fragments de l’albumine pourrait faciliter l’étude de la nature, de la quantité et de la signification clinique des différentes espèces de l’albumine au niveau urinaire au cours des pathologies rénales et cardiovasculaires. La technologie LC-MS, qui n’est pas basée sur une réaction immunologie, peut ainsi être une procédure de dosage de référence pour le dosage de l’albumine urinaire.

Un système de référence pour le dosage de la créatinine urinaire

Le programme de standardisation de la créatinine sérique initié par le NKDEP est basé sur l’existence de procédure de dosage de référence validé et sur le développement d’un matériel de référence secondaire transférable pour la créatinine sérique. Un travail similaire est nécessaire pour disposer d’une méthode de dosage de grande qualité de la créatinine au niveau urinaire. Le JCTLM a établi une procédure de dosage de référence pour la créatinine urinaire basé sur une méthodologie de type dilution isotopique-chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse [128], et un matériel de référence primaire (c’est-à-dire un composé pur) certifié existe pour la créatinine (Institut national des standards et de la technologie, États-Unis, SRM 914a). Cependant, il n’existe pas à ce jour de matériels de référence secondaire pour la créatinine urinaire.

En raison de l’absence de ces matériels de référence secondaire, le calibrage des méthodes de dosage usuelles pour la mesure urinaire est souvent réalisé avec des matériels de référence sériques. Cette pratique n’est cependant pas idéale car il existe de nombreuses différences entre les matrices sérique et urinaire.

Conclusion

Éléments de pratiques actuelles reflétant un consensus parmi les participants à la conférence

2. Les échantillons urinaires de la première miction du matin fournissent une plus faible variabilité que les échantillons urinaires utilisés à différents temps de la journée.

3. Les échantillons urinaires de la deuxième miction du matin sont également utilisables mais aucune évidence n’a démontré leur supériorité par rapport aux urines de la première miction.

4. L’albumine urinaire doit être mesurée sur des échantillons qui n’ont pas subi de congélation. L’albumine urinaire est stable lorsqu’elle est conservée entre 2 °C et 8 °C pendant 7 jours avant le dosage. Un trouble de l’échantillon lié à la précipitation ou à des éléments cellulaires doit être éliminé par centrifugation avant la conservation réfrigérée.

5. Les échantillons urinaires réfrigérés doivent être ramenés à la température ambiante avant le dosage, afin de dissoudre des précipités qui peuvent avoir été formés et qui auraient aidé à absorber l’albumine. L’urine doit être visuellement observée pour détecter de tels précipités et centrifuger si nécessaire pour les éliminer.

6. Si l’urine doit être congelée avant le dosage, cela doit être à une température inférieure ou égale à - 70 °C. Tout trouble lié à une précipitation ou à des éléments cellulaires doit être éliminé par centrifugation avant la conservation à l’état congelé. Les échantillons décongelés doivent être ramenés à température ambiante et parfaitement homogéinisés avant le dosage. L’effet de la congélation et de la décongélation sur les formes moléculaires de l’albumine n’est pas totalement défini à ce jour.

7. Un rapport albumine/créatinine doit être associé à tous les résultats des dosages d’albumine urinaire.

8. Une confusion existe dans l’expression des résultats en unité de « mg d’albmumine/mmol de créatinine », « g d’albumine/mol de créatinine » ou « mg albumine/g créatinine » ou « μg albumine/mg créatinine ». Cette situation est liée à des préférences nationales ou régionales et n’est pas résolue à ce jour. Idéalement, les unités du système international doivent être adoptées. Dans l’attente, des recommandations d’uniformisation doivent être mises en œuvre à l’intérieur d’un même pays ou d’une même région.

9. Les concentrations d’albumine exprimées en mg/L sont difficiles à interpréter, et ne doivent donc pas constituer le seul mode d’expression de ces concentrations.

Problèmes à résoudre pour standardiser le dosage et l’expression des résultats d’albumine urinaire

• – influence du type de récipient ;
• – influence du moment de recueil (premières urines du matin, secondes urines du matin, échantillon urinaire, urines des 24 heures) en fonction de la variabilité biologique ;
• – influence de la présence du sang (d’origine menstruelle ou liée à un saignement dans le tractus urinaire), de liquide séminal ou de tout autre contaminant de l’urine.

2. Clarification des différentes formes moléculaires de l’albumine dans les urines fraîchement émises et définition du mesurande.

3. Clarification du niveau de dégradation de l’albumine urinaire en fonction des conditions de conservation.

4. Clarification des variations liées à la composition de la matrice urinaire.

5. Clarification sur les données cliniques pour apprécier l’erreur totale sur le dosage de l’albumine urinaire.

6. Développement d’une procédure de référence de dosages.

7. Développement d’un matériel de référence secondaire de l’albumine urinaire incluant la validation de la transférabilité et son accréditation par le JCTLM.

8. Développement d’un matériel de référence secondaire de la créatinine urinaire, incluant la validation de sa transférabilité et l’accréditation par le JCTLM.

9. Identification de matériaux EQAS appropriés permettant la comparaison des performances analytiques des méthodes usuelles.

10. Des résultats de dosage standardisés sont nécessaires pour permettre des études cliniques qui détermineront les seuils optimaux de décision pour l’AER et l’ACR.

11. Différents seuils de décision sont nécessaires selon le temps de recueil des échantillons (premières urines du matin, recueil standardisé…), en raison de la grande variablité des modalités existantes de recueil.

12. L’ACR varie avec l’âge, le sexe et l’ethnie. Des seuils de décision appropriés pour ces sous-groupes doivent être déterminés. Un seuil de décision unique n’apparaît pas apporter une sensibilité suffisante.

13. Le risque de pathologies rénales chroniques et de maladies cardiovasculaires est associé à la concentration urinaire d’albumine. Les seuils de risque appropriés pour des populations données (par exemple la popualtion générale ou des groupes à haut risque tels que les diabétiques, les hypertendus ou les sujets atteints de maladies cardiovasculaires) doivent être terminés.

14. L’étude de l’utilité d’algorithme spécifique en fonction du sexe et de l’âge pour la conversion de l’ACR en une valeur estimée de l’AER pour lequel une limite unique de référence peut être appropriée.

Remerciements

Références

2 American Diabetes Association Position Statement. Standards of medical care in Diabetes. Diabetes Care 2007 ; 30 : 19-21.

3 International Diabetes Federation Clinical Guidelines Task Force. Global guidelines for type 2 diabetes ; chapter 14 : kidney damage. (Accessed November 2008).

4 Levey AS, Eckardt K, Tsukamoto Y, Levin A, Coresh J, Rossert J, et al. Definition and classification of chronic kidney disease : a position statement from kidney disease : improving global outcomes (KDIGO). Kidney Int 2005 ; 67 : 2089-100.

5 National Kidney Foundation. Kidney disease outcomes quality improvement (K/DOQI^TM) clinical practice guidelines for chronic kidney disease : evaluation, classification and stratification. Am J Kidney Dis 2002 ; 39 : 1-266.

6 National Kidney Foundation. Kidney disease outcomes quality improvement (K/DOQI^TM) clinical practice guidelines and clinical practice recommendations for diabetes and chronic kidney disease. Am J Kidney Dis 2007 ; 49 : 1-180.

7 Caring for Australians with Renal Injury (CARI) Guidelines. Urine protein as a diagnostic test. 2004 (Accessed November 2008).

8 Joint Specialty Committee on Renal Medicine of the Royal College of Physicians and the Renal Association, and the Royal College of General Practitioners. Chronic kidney disease in adults : UK guidelines for identification, management and referral 2006 :112 p. Royal College of Physicians London.

9 Taal M, Tomson C. Clinical practice guidelines : module 1 : chronic kidney disease 2nd ed. final version 2007 The Renal Association Petersfield (UK). (Accessed December 2008).

10 National Institute for Clinical Excellence. Management of type 2 diabetes : renal disease, prevention and early management (Guideline F) ; 2002. (Derived from the guideline entitled Diabetic Renal Disease : Prevention and Early Management commissioned from collaboration between the Royal College of General Practitioners, the Royal College of Physicians, and the Royal College of Nursing and Diabetes UK.) (Accessed November 2008).

11 National Kidney Foundation. K/DOQI^TM clinical practice guidelines on hypertension and antihypertensive agents in chronic kidney disease. Am J Kidney Dis 2004 ; 43 : 1-290.

12 Estivi P, Urbino R, Tetta C, Pagano G, Cavallo-Perin P. Urinary protein excretion induced by exercise : effect of a mountain agonistic footrace in healthy subjects : renal function and mountain footrace. J Sports Med Phys Fitness 1992 ; 32 : 196-200.

13 Poortmans J, Dorchy H, Toussaint D. Urinary excretion of total proteins, albumin, and beta 2-microglobulin during rest and exercise in diabetic adolescents with and without retinopathy. Diabetes Care 1982 ; 5 : 617-23.

14 Sentürk UK, Kuru O, Koçer G, Gündüz F. Biphasic pattern of exercise-induced proteinuria in sedentary and trained men. Nephron Physiol 2007 ; 105 : 22-32.

15 Poortmans JR, Ouchinsky M. Glomerular filtration rate and albumin excretion after maximal exercise in aging sedentary and active men. J Gerontol A Biol Sci Med Sci 2006 ; 61 : 1181-5.

16 Bertoluci MC, Friedman G, Schaan BD, Ribeiro JP, Schmid H. Intensity-related exercise albuminuria in insulin dependent diabetic patients. Diabetes Res Clin Pract 1993 ; 19 : 217-25.

17 Huttunen NP, Käär ML, Pietiläinen M, Vierikko P, Reinilä M. Exercise-induced proteinuria in children and adolescents. Scand J Clin Lab Invest 1981 ; 4 : 583-7.

18 Vittinghus E, Mogensen CE. Graded exercise and protein excretion in diabetic man and the effect of insulin treatment. Kidney Int 1982 ; 21 : 725-9.

19 Robertshaw M, Cheung CK, Fairly I, Swaminathan R. Protein excretion after prolonged exercise. Ann Clin Biochem 1993 ; 30 : 34-7.

20 Clerico A, Giammattei C, Cecchini L, Lucchetti A, Cruschelli L, Penno G, et al. Exercise-induced proteinuria in well-trained athletes. Clin Chem 1990 ; 36 : 562-4.

21 Garg SK, Chase HP, Shapiro H, Harris S, Osberg IM. Exercise versus overnight albumin excretion rates in subjects with type 1 diabetes. Diabetes Res Clin Pract 1995 ; 28 : 51-5.

22 O’Brien SF, Watts GF, Powrie JK, Shaw KM. Exercise testing as a long-term predictor of the development of microalbuminuria in normoalbuminuric IDDM patients. Diabetes Care 1995 ; 18 : 1602-5.

23 Hemmingsen L, Skaarup P. Urinary excretion of ten plasma proteins in patients with febrile diseases. Acta Med Scand 1977 ; 201 : 359-64.

24 Solling J, Solling K, Mogensen CE. Patterns of proteinuria and circulating immune complexes in febrile patients. Acta Med Scand 1982 ; 212 : 167-9.

25 Richmond JM, Sibbald WJ, Linton AM, Linton AL. Patterns of urinary protein excretion in patients with sepsis. Nephron 1982 ; 31 : 219-23.

26 Hernandez C, Simo R. Albumin excretion rate is not affected by asymptomatic urinary tract infection : a prospective study. Diabetes Care 2004 ; 27 : 1565-9.

27 Carter JL, Tomson CR, Stevens PE, Lamb EJ. Does urinary tract infection cause proteinuria or microalbuminuria ? A systematic review. Nephrol Dial Transplant 2006 ; 21 : 3031-7.

28 Watts GF, O’Brien SF, Shaw KM. Urinary infection and albumin excretion in insulin-dependent diabetes mellitus : implications for the measurement of microalbuminuria. Diabet Med 1996 ; 13 : 520-4.

29 Dodge WF, West EF, Smith EH. Bruce Harvey, 3rd. Proteinuria and hematuria in schoolchildren : epidemiology and early natural history. J Pediatr 1976 ; 88 : 327-47.

30 Vehaskari VM, Rapola J. Isolated proteinuria : analysis of a school-age population. J Pediatr 1982 ; 101 : 661-8.

31 Wagner MG, Smith Jr FG, Tinglof Jr BO, Cornberg E. Epidemiology of proteinuria : a study of 4,807 schoolchildren. J Pediatr 1968 ; 73 : 825-32.

32 Rytand DA, Spreiter S. Prognosis in postural (orthostatic) proteinuria : forty to fifty-year follow-up of six patients after diagnosis by Thomas Addis. N Engl J Med 1981 ; 305 : 618-21.

33 Springberg PD, Garrett Jr LE, Thompson Jr AL, Collins NF, Lordon RE, Robinson RR. Fixed and reproducible orthostatic proteinuria : results of a 20-year follow-up study. Ann Intern Med 1982 ; 97 : 516-9.

34 Watts GF, Shaw KM, Polak A. The use of random urine samples to screen for microalbuminuria in the diabetic clinic. Practical Diabetes 1986 ; 3 : 86-8.

35 Witte EC, Lambers Heerspink HJ, Bakker SJL, De Jong PE, De Zeeuw D, Gansevoort RT. Timed urine collections or spot urine samples to monitor albuminuria over time [Abstract] ? J Am Soc Nephrol 2007; 18 : 337A.

36 Hofmann W, Guder WG. A diagnostic programme for quantitative analysis of proteinuria. J Clin Chem Clin Biochem 1989 ; 27 : 589-600.

37 Mura-Galelli MJ, Voegel JC, Behr S, Bres EF, Schaaf P. Adsorption/desorption of human serum albumin on hydroxyapatite : a critical analysis of the Langmuir model. Proc Natl Acad Sci USA 1991 ; 88 : 5557-61.

38 Hara F, Shiba K. Nonspecific binding of urinary albumin on preservation tube. Jpn J Clin Chem 2003 ; 32 : 28-9.

39 Nicholov R, Lum N, Veregin RPN, DiCosmo F. Human serum albumin adsorption at solid-liquid interface monitored by electron spin resonance spectroscopy. In : Horbett TA Brash JL, eds. Proteins at interfaces II : fundamentals and applications 1995 : 280-295 American Chemical Society Washington (DC). ACS symposium series, 0097-6165 ; 602.

40 Clark DC, Smith LJ, Wilson DR. A spectroscopic study of the conformational properties of foamed bovine serum albumin. J Colloid Interface Sci 1988 ; 121 : 136-7.

41 Lad MD, Birembaut F, Matthew JM, Frazier RA, Green RJ. The adsorbed conformation of globular proteins at the air/water interface. Phys Chem Chem Phys 2006 ; 8 : 2179-86.

42 Osberg I, Chase HP, Garg SK, DeAndrea A, Harris S, Hamilton R, et al. Effects of storage time and temperature on measurement of small concentrations of albumin in urine. Clin Chem 1990 ; 36 : 1428-30.

43 MacNeil MLW, Mueller PW, Caudill SP, Steinberg KK. Considerations when measuring urinary albumin : precision, substances that may interfere, and conditions for sample storage. Clin Chem 1991 ; 37 : 2120-3.

44 Giampietro O, Penno G, Clerico A, Cruschelli L, Cecere M. How and how long to store urine samples before albumin radioimmunoassay : a practical response. Clin Chem 1993 ; 39 : 533-6.

45 Tencer J, Thysell H, Andersson K, Grubb A. Long-term stability of albumin, protein HC, immunoglobulin G, Kappa- and lambda-chain-immunoreactivity, orosomucoid, and alpha 1-antitrypsin in urine stored at –20 degrees C. Scand J Urol Nephrol 1997 ; 31 : 67-71.

46 Brinkman JW, de Zeeuw D, Duker JJ, Gansevoort RT, Kema IP, Hillege HL, et al. Falsely low urinary albumin concentrations after prolonged frozen storage of urine samples. Clin Chem 2005 ; 51 : 2181-3.

47 Sviridov D, Drake SK, Hortin GL. Reactivity of urinary albumin (microalbumin) assays with fragmented or modified albumin. Clin Chem 2008 ; 54 : 61-8.

48 Brinkman JW, de Zeeuw D, Lambers Heerspink HJ, Gansevoort RT, Kema IP, De Jong PE, et al. Apparent loss of urinary albumin during long-term frozen storage : HPLC vs immunonephelometry. Clin Chem 2007 ; 53 : 1520-6.

49 Hara F, Nakazato K, Shiba K. Studies of diabetic nephropathy; I, effects of storage time and temperature on microalbuminuria. Biol Pharma Bull 1994 ; 17 : 1241-5.

50 Elving LD, Bakkeren JAJM, Jansen MJH, de Kat Angelino CM, de Nobel E, et al. Screening for microalbuminuria in patients with diabetes mellitus : frozen storage of urine decreases their albumin content. Clin Chem 1989 ; 35 : 308-10.

51 Uemura Y. Preparation of reference material for albumin without lot difference. Laboratory Med 2004 ; 5 : 557-61.

52 Harwell TS, McDowall JM, Eyler N, Little RR, Helgerson SD, Gohdes D. Laboratory testing for microalbuminuria in the general community. Diabetes Care 2000 ; 23 : 1028-30.

53 Fagnani F, Souchet T, Labed D, Gaugris S, Hannedouche T, Grimaldi A. Management of hypertension and screening of renal complications by GPs in diabetic type 2 patients (France-2001). Diabetes Metab 2003 ; 29 : 58-64.

54 Edge JA, Swift PG, Anderson W, Turner B. Youth and Family Advisory Committee of Diabetes UK. Diabetes services in the UK : fourth national survey ; are we meeting NSF standards and NICE guidelines ? Arch Dis Child 2005 ; 90 : 1005-9.

55 Aakre KM, Thue G, Subramaniam-Haavik S, Bukve T, Morris H, Müller M, et al. Postanalytical external quality assessment of urine albumin in primary health care : an international survey. Clin Chem 2008 ; 54 : 1630-6.

56 Jones G. Urine albumin sampling and reporting : current practice in Australasia. Clin Biochem Newsl, 2006 ; : 31-3.

57 Peters T. All about albumin : biochemistry, genetics, and medical applications. San Diego (CA) : Academic Press, 1996.

58 Carter DC, He XM, Munson SH, Twigg PD, Gernert KM, Broom MB, et al. Three-dimensional structure of human serum albumin. Science (Wash DC) 1989 ; 244 : 1195-8.

59 Curry S, Mandelkow H, Brick P, Franks N. Crystal structure of human serum albumin complexed with fatty acid reveals an asymmetric distribution of binding sites. Nature (Lond). Struct Biol 1998 ; 5 : 827-35.

60 Iwao Y, Hiraike M, Kragh-Hansen U, Mera K, Noguchi T, Anraku M, et al. Changes in net charge and alpha-helical content affect the pharmacokinetic properties of human serum albumin. Biochim Biophys Acta 2007 ; 1774 : 1582-90.

61 Merler E, Remington JS, Finland M, Gitlin D. Differences between urinary albumin and serum albumin. Nature (Lond) 1962 ; 196 : 1207-8.

62 Ghiggeri GM, Ginevri F, Candiano G, Oleggini R, Perfumo F, Queirolo C, et al. Characterization of cationic albumin in minimal change nephropathy. Kidney Int 1987 ; 32 : 547-53.

63 Sudlow G, Birkett DJ, Wade DN. Further characterization of specific drug binding sites on human serum albumin. Mol Pharmacol 1976 ; 12 : 1052-61.

64 Honoré B. Conformational changes in human serum albumin induced by ligand binding. Pharmacol Toxicol 1990 ; 66 : 7-26.

65 Kragh-Hansen U, Chuang VT, Otagiri M. Practical aspects of the ligand-binding and enzymatic properties of human serum albumin. Biol Pharm Bull 2002 ; 25 : 695-704.

66 Ahmed-Ouameur A, Dianmantoglou S, Dedaghat-Herati MR, Nafishi SH, Carpentier R, Tajmir-Riahi HA. The effects of drug complexation on the stability and conformation of human serum albumin : protein unfolding. Cell Biochem Biophys 2006 ; 45 : 203-13.

67 Fogh-Andersen N. Albumin/calcium association at different pH, as determined by potentiometry. Clin Chem 1977 ; 23 : 2122-6.

68 Fogh-Andersen N, Bjerrum PJ, Siggaard-Andersen O. Ionic binding, net charge, and Donnan effect of human serum albumin as a function of pH. Clin Chem 1993 ; 39 : 48-52.

69 Fujiwara S, Amisaki T. Molecular dynamics study of conformational changes in human serum albumin by finding of fatty acids. Proteins 2006 ; 64 : 730-9.

70 Hortin GL, Meilinger B. Cross-reactivity of amino acids and other compounds in the biuret reaction : interference with urinary peptide measurements. Clin Chem 2005 ; 51 : 1411-9.

71 Norden AGW, Sharratt P, Cutillas PR, Cramer R, Gardner SC, Unwin RJ. Quantitative amino acid and proteomic analysis : very low excretion of polypeptides > 750 Da in normal urine. Kidney Int 2004 ; 66 : 1994-2003.

72 Lowenthal MS, Mehta AL, Frogale K, Bandle RW, Araujo RP, Hood BL, et al. Analysis of albumin-associated peptides and proteins from ovarian cancer patients. Clin Chem 2005 ; 51 : 1933-45.

73 Lopez MF, Mikulski A, Kuzdzal S, Golenko E, Petricoin 3rd EF, Liotta LA, et al. A novel, high-throughput workflow for discovery and identification of serum carrier protein-bound peptide biomarker candidates in ovarian cancer samples. Clin Chem 2007 ; 53 : 1067-74.

74 Fiskerstrand T, Refsum H, Kvalheim G, Ueland PM. Homocysteine and other thiols in plasma and urine : automated determination and sample stability. Clin Chem 1993 ; 39 : 263-71.

75 Hortin GL, Seam N, Hoehn GT. Bound homocysteine, cysteine, and cysteinylglycine distribution between albumin and globulins. Clin Chem 2006 ; 52 : 2258-64.

76 Musante L, Candiano G, Petretto A, Bruschi M, Dimasi N, Caridi G, et al. Active focal segmental glomerulosclerosis is associated with massive oxidation of plasma albumin. J Am Soc Nephrol 2007 ; 18 : 799-810.

77 Oettl K, Stauber RE. Physiological and pathological changes in the redox state of albumin critically influence its binding properties. Br J Pharmacol 2007 ; 151 : 580-90.

78 Wiggins RC, Kshrisagar B, Kelsch RC, Wilson BS. Fragmentation and polymeric complexes of albumin in human urine. Clin Chim Acta 1985 ; 149 : 155-63.

79 Ghiggeri GM, Candiano G, Delfino G, Queirolo C. Electrical charge of serum and urinary albumin in normal and diabetic humans. Kidney Int 1985 ; 28 : 168-77.

80 Yagame M, Suzuki D, Jinde K, Yano N, Naka R, Abe Y, et al. Urinary albumin fragments as a new clinical parameter for the early detection of diabetic nephropathy. Intern Med 1995 ; 34 : 463-8.

81 Candiano G, Musante L, Bruschi M, Petretto A, Santucci L, Del Boccio P, et al. Repetitive fragmentation products of albumin and 1-antitrypsin in glomerular diseases associated with nephritic syndrome. J Am Soc Nephrol 2006 ; 17 : 3139-48.

82 Sviridov D, Meilinger B, Drake SK, Hoehn GT, Hortin GL. Co-elution of other proteins with albumin during size-exclusion HPLC : implications for urine albumin analysis. Clin Chem 2006 ; 52 : 389-97.

83 Chaudhury C, Mahnaz S, Robinson JM, Hayton WL, Pearl AM, Roopenian DC, et al. The major histocompatibility complex-related Fc receptor for IgG (FcRn) binds albumin and prolongs its lifespan. J Exp Med 2003 ; 197 : 315-22.

84 Westwood ME, Thornalley PJ. Molecular characteristics of methylglyoxal-modified bovine and human serum albumins : comparison with glucose-derived advanced glycation endproduct-modified serum albumins. J Protein Chem 1995 ; 14 : 359-72.

85 Wagner Z, Molnar M, Molnar GA, Tamasko M, Laczy B, Wagner L, et al. Serum carboxymethyllysine predicts mortality in hemodialysis patients. Am J Kidney Dis 2006 ; 47 : 294-300.

86 Cha T, Tahara Y, Yamato E, Yoneda H, Ikegami H, Noma Y, et al. Renal handling of glycated albumin in non-insulin-dependent diabetes mellitus with nephropathy. Diabet Res Clin Pract 1991 ; 12 : 149-56.

87 Cutillas PR, Chalkley RJ, Hansen KC, Cramer R, Norden AG, Waterfield MD, et al. The urinary proteome in Fanconi syndrome implies specificity in the reabsorption of proteins by renal proximal tubule cells. Am J Physiol Renal Physiol 2004 ; 287 : 353-64.

88 Gekle M. Renal tubule albumin transport. Ann Rev Physiol 2005 ; 67 : 573-94.

89 Hortin GL, Sviridov D. Analysis of molecular forms of albumin in urine. Proteomics Clin Appl 2008 ; 2 : 950-5.

90 Thongboonkerd V, McLeish KR, Arthur JM, Klein JB. Proteomic analysis of normal urinary proteins isolated by acetone precipitation or ultracentrifugation. Kidney Int 2002 ; 62 : 1461-9.

91 Lafitte D, Dussol B, Andersen S, Vazi A, Dupuy P, Jensen ON, et al. Optimized preparation of urine samples for two-dimensional electrophoresis and initial application to patient samples. Clin Biochem 2002 ; 35 : 581-9.

92 Khan A, Packer NH. Simple urinary sample preparation for proteomic analysis. J Proteome Res 2006 ; 5 : 2824-38.

93 Zerefos PG, Vougas K, Dimitraki P, Kossida S, Perolekas A, Stravodimos K, et al. Characterization of the human urine proteome by preparative electrophoresis in combination with 2-DE. Proteomics 2006 ; 6 : 4346-55.

94 Varghese SA, Powell TB, Budisavljevic MN, Oates JC, Raymond JR, Almeida JS, et al. Urine biomarkers predict the cause of glomerular disease. J Am Soc Nephrol 2007 ; 18 : 913-22.

95 Kausler E, Spiteller G. Fragments from albumin and β2-microglobulin : constituents of the middle molecule fraction in hemofiltrate. Biol Chem Hoppe-Seyler 1991 ; 372 : 849-55.

96 Heine G, Raida M, Forssmann WG. Mapping of peptides and protein fragments in human urine using liquid chromatography-mass spectrometry. J Chromatogr A 1997 ; 776 : 117-24.

97 Raida M, Schulz-Knappe P, Heine G, Forssmann WG. Liquid chromatography and electrospray mass spectrometric mapping of peptides from human plasma filtrate. J Am Soc Mass Spectrom 1999 ; 10 : 45-54.

98 Richter R, Schulz-Knappe P, Schrader M, Standker L, Jurgens M, Tammen H, et al. Composition of the peptide fraction in human blood plasma : database of circulating human peptides. J Chromatogr B 1999 ; 726 : 25-35.

99 Wittke S, Mischak H, Walden M, Kolch W, Radler T, Wiedemann K. Discovery of biomarkers in human urine and cerebrospinal fluid by capillary electrophoresis coupled to mass spectrometry : towards new diagnostic and therapeutic approaches. Electrophoresis 2005 ; 26 : 1476-87.

100 Jurgens M, Appel A, Heine G, Neitz S, Menzel C, Tammen H, et al. Towards characterization of the human urinary peptidome. Comb Chem High Throughput Screen 2005 ; 8 : 757-65.

101 Haubitz M, Wittke S, Weissinger EM, Walden M, Rupprecht HD, Floege J, et al. Urine protein patterns can serve as diagnostic tools in patients with IgA nephropathy. Kidney Int 2005 ; 67 : 2313-20.

102 Chalmers MJ, Mackay CL, Hendrickson CL, Wittke S, Walden M, Mischak H, et al. Combined top-down and bottom-up mass spectrometric approach to characterization of biomarkers for renal disease. Anal Chem 2005 ; 77 : 7163-71.

103 Kemperman RF, Horvatovich PL, Hoekman B, Reijmers TH, Muskiet FA, Bischoff R. Comparative urine analysis by liquid chromatography-mass spectrometry and multivariate statistics : method development, evaluation, and application to proteinuria. J Proteome Res 2007 ; 6 : 194-206.

104 Brenner BM, Hostetter TH, Humes HD. Molecular basis of proteinuria of glomerular origin. N Engl J Med 1978 ; 298 : 826-33.

105 Norden AG, Lapsley M, Lee PJ, Pusey CD, Scheinman SJ, Tam FW, et al. Glomerular protein sieving and implications for renal failure in Fanconi syndrome. Kidney Int 2001 ; 60 : 1885-92.

106 Brennan SO, George PM, Peach RJ. Characterisation of a slow component of normal human serum albumin. Clin Chim Acta 1988 ; 176 : 179-84.

107 Brennan SO, George PM. Three truncated forms of serum albumin associated with pancreatic pseudocyst. Biochim Biophys Acta 2000 ; 1481 : 337-43.

108 Bar-Or D, Rael LT, Bar-Or R, Slone DS, Craun ML. The formation and rapid clearance of a truncated albumin species in a critically ill patient. Clin Chim Acta 2006 ; 365 : 346-9.

109 Vlaskou D, Hofmann W, Guder WG, Siskos PA, Dinyssiou-Asteriou A. Human neutral brush border endopeptidase EC 3.4.24.11 in urine, its isolation, characterization and activity in renal disease. Clin Chim Acta 2000 ; 297 : 103-21.

110 Bond JS, Matters GL, Banerjee S, Dusheck RE. Meprin metalloprotease expression and regulation in kidney, intestine, urinary tract infections and cancer. FEBS Lett 2005 ; 579 : 3317-22.

111 Trof RJ, Di Maggio F, Leemreis J, Goeneveld AB. Biomarkers of acute renal injury and renal failure. Shock 2006 ; 26 : 245-53.

112 Russo LM, Bakris GL, Comper WD. Renal handling of albumin : a critical review of basic concepts and perspective. Am J Kidney Dis 2002 ; 39 : 899-919.

113 Sakata S, Atassi MZ. Immunochemistry of serum albumin, X : five major antigenic sites of human serum albumin are extrapolated from bovine albumin and confirmed by synthetic peptides. Mol Immunol 1980 ; 17 : 139-42.

114 Brinkman JW, Bakker SJ, Gansevoort RT, Hillege HL, Kema IP, Gans RO, et al. Which method for quantifying urinary albumin excretion gives what outcome ? A comparison of immunonephelometry with HPLC. Kidney Int 2004 ; 66 : 69-75.

115 Giampietro O, Lucchetti A, Cruschelli L, Clerico A, Berni R, Penno G, et al. Measurement of urinary albumin excretion (UAE) in diabetic patients : immunonephelometry versus radioimmunoassay. J Nucl Med Allied Sci 1989 ; 33 : 252-7.

116 Osicka TM, Comper WD. Characterization of immunochemically nonreactive urinary albumin. Clin Chem 2004 ; 50 : 2286-91.

117 Clavant SP, Sastra SA, Osicka TM, Comper WD. The analysis and characterization of immuno-unreactive urinary albumin in healthy volunteers. Clin Biochem 2006 ; 39 : 143-51.

118 Owen WE, Roberts WL. Performance characteristics of an HPLC assay for urinary albumin. Am J Clin Pathol 2005 ; 124 : 219-25.

119 In vitro diagnostic medical devices-measurement of quantities in biological samples-metrological traceability of values assigned to calibrators and control materials. ISO 17511 2003 International Organization for Standardization Geneva.

120 Joint Committee for Traceability in Laboratory Medicine (JCTLM). Database of higher-order reference materials, measurement methods/procedures and services. (Accessed November 2008).

121 Baudner S, Bienvenu J, Blirup-Jensen S, Carlström A, Johnson AM, Ward AM, et al. The certification of a matrix reference material for immunochemical measurement of 14 human serum proteins. CRM470. BCR Publication 92/92. BCR Brussels, 1992.

122 Reimer CB, Smith SJ, Wells TW, Nakamura RM, Keitges PW, Ritchie RF, et al. Collaborative calibration of the US National and the College of American Pathologists reference preparations for specific serum proteins. Am J Clin Pathol 1982 ; 77 : 12-9.

123 Price CP, Newman DJ, Blirup-Jensen S, Gudar WG, Grubb A, Itoh Y, et al. First international reference preparation for individual proteins in urine. Clin Biochem 1998 ; 31 : 467-74.

124 Itoh Y, Hosogaya S, Kishi K, Hiroko S. Standardization of immunoassays for urine albumin. Jpn J Clin Chem 2008 ; 37 : 5-14.

125 Singh R, Crow FW, Babic N, Lutz WH, Lieske JC, Larson TS, et al. A liquid chromatography-mass spectrometry method for the quantification of urinary albumin using a novel 15N-isotopically labeled albumin internal standard. Clin Chem 2007 ; 53 : 540-2.

126 Babic N, Larson TS, Grebe SK, Turner ST, Kumar R, Singh RJ. Application of liquid chromatography-mass spectrometry technology for early detection of microalbuminuria in patients with kidney disease. Clin Chem 2006 ; 52 : 2155-7.

127 Gill SC, von Hippel PH. Calculation of protein extinction coefficients from amino acid sequence data. Anal Biochem 1989 ; 182 : 319-26.

128 Siekmann L. Determination of creatinine in human serum by isotope dilution-mass spectrometry : definitive methods in clinical chemistry, IV. J Clin Chem Clin Biochem 1985 ; 23 : 137-44.