ARTICLE
Auteur(s) :, Virginie
Moalic1,*, Claude Ferec2
1Laboratoire de génétique moléculaire et
d’histocompatibilité, CHU Augustin Morvan, 2, Avenue Foch, 29200
Brest. Téléphone : 02 98 44 52 23. Fax : 02 98 44 50
91
2Etablissement français du sang de Bretagne, Site de
Brest, 46, rue Félix Le Dantec, 29000 Brest. Unité Inserm U613,
Génétique moléculaire et épidémiologique, 46 rue Félix Le Dantec,
29200 Brest. Tél. : 02 98 44 52 23. Fax : 02 98 44 50
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La possibilité de disposer de concentrés plaquettaires a contribué
de façon importante au développement des pratiques cliniques
actuelles. En effet, la transfusion de plaquettes a permis
notamment une meilleure prise en charge des patients
d’oncohématologie présentant une thrombopénie chimio-induite, ainsi
que celle des patients des services de chirurgie présentant un
déficit plaquettaire qualitatif ou quantitatif. Malheureusement, la
survenue d’une inefficacité transfusionnelle ou « état
réfractaire » est un frein aux avancées thérapeutiques auquel
le clinicien doit assez souvent faire face. Après une description
des concentrés plaquettaires à disposition, et celle de leurs
indications en pratique transfusionnelle chez l’adulte, cet article
développera la définition d’un état réfractaire, ses nombreuses
causes d’origine immune ou non immune, la difficulté du diagnostic
biologique qui est d’abord un diagnostic d’exclusion des causes non
immunes, avant la réalisation des tests biologiques recherchant une
allo-immunisation antiplaquette. Enfin, cet article abordera les
moyens de prévenir l’inefficacité transfusionnelle chez les
patients les plus à risque, avant de conclure sur les futures
alternatives à la transfusion plaquettaire.
Les différents concentrés plaquettaires disponibles
Les transfusions plaquettaires peuvent avoir lieu avec deux sortes
de concentrés plaquettaires (CP). Le CP d’aphérèse déleucocyté
(CPA) contient de 2 à 8 × 1011 plaquettes dans un volume
de 200 à 650 mL, et est prélevé avec un séparateur de
cellules, permettant de restituer au donneur les autres composants
cellulaires et le plasma [1-3]. Le mélange de CP standard
déleucocyté (MCP) correspond à un mélange de 2 à 12 dons, dans un
volume final de 80 à 720 mL, avec un contenu en plaquettes de
3,7 +/– 1,0 × 10 11 plaquettes [1-3]. Les CPA
présentent l’avantage par rapport aux MCP de diminuer le nombre de
donneurs sollicités et de réduire le risque de transmission
d’agents infectieux et le risque d’allo-immunisation [1]. Leur date
limite de conservation est de 5 jours après la date du
prélèvement, à 22 °C sous agitation continue, et idéalement il
serait préférable d’utiliser ceux prélevés depuis moins de trois
jours, car la recirculation est meilleure et moins émaillée de
complications transfusionnelles [3, 4]. Les CP peuvent subir des
étapes de transformation, parmi lesquelles une irradiation par des
rayonnements ionisants, pour éviter la survenue chez un patient
immunodéprimé d’une réaction du greffon contre l’hôte
post-transfusionnelle, ou une déplasmatisation pour s’affranchir du
risque d’intolérance aux protéines plasmatiques [1]. La circulaire
N° DGS/DH/98/118 du 20 février 1998 [5] rend obligatoire la
déleucocytation systématique des produits sanguins labiles. Cette
déleucocytation a plusieurs objectifs : réduction efficace de
l’incidence de l’allo-immunisation HLA, prévention de la
transmission d’agents infectieux vectorisés par les leucocytes
(virus, bactéries), limitation de la sécrétion par les leucocytes
de cytokines inflammatoires pendant la conservation des produits
sanguins, prévention de l’induction d’une immunosuppression, en
particulier chez les malades atteints de pathologie cancéreuse,
prévention dans de nombreux cas du syndrome
« frissons-hyperthermie » [3, 4, 6]. La déleucocytation
permettrait aussi la prévention de la transmission d’agents
infectieux non conventionnels comme les prions [7]. Il existe
actuellement une forte suspicion de transmission des prions par
transfusion sanguine chez l’homme [8]. La déleucocytation doit pour
les CP permettre d’obtenir un taux résiduel de globules blancs
inférieur à 1.106[1, 5]. La qualification des CP
s’applique en réalisant une recherche d’anticorps
anti-cytomégalovirus (CMV) chez les donneurs, afin d’éviter une
infection par le CMV, infection pouvant être mortelle chez les
receveurs à risque comme les patients allogreffés, les greffés
pulmonaires, les femmes enceintes, et les nouveaux-nés. Les autres
qualifications, c’est-à-dire le phénotypage pour les systèmes HLA
(Human Leucocyte Antigen) et HPA (Human Platelet Antigen) ne
concernent que les CPA [1].
Indications des concentrés plaquettaires
Les indications de la transfusion de plaquettes sont les
hémorragies liées à des thrombopénies centrales, et les syndromes
hémorragiques liés à des thrombopathies avec ou sans thrombopénies
[4]. Une conférence de consensus a défini en 1997 les indications
thérapeutiques des CP [9], et une autre en 2001 a défini les
critères de transfusions de CP dans les pays anglo-saxons pour les
patients d’oncologie [10]. Les recommandations françaises actuelles
sont celles publiées par l’Agence française de sécurité sanitaire
des produits de santé (Afssaps) en juin 2003 [1]. Pour toute
transfusion de produits sanguins labiles, le clinicien doit définir
le meilleur rapport bénéfice/risque pour son patient. Cependant, il
doit s’appuyer pour cela sur les recommandations établies par
l’Afssaps, lesquelles comportent plusieurs grades : un grade
A correspondant à une preuve scientifique établie, un grade B
correspondant à une présomption scientifique, et un grade C
correspondant à un faible niveau de preuve. Les autres
recommandations sont issues d’un consensus professionnel [1]. Il
est recommandé, dans la mesure du possible, de transfuser des CP
ABO et RH1 (RhD) isogroupes (grade B). Les autres recommandations
concernant la transfusion de concentrés plaquettaires sont définies
dans le tableau 1( Tableau 1 ). La
posologie minimale préconisée chez l’adulte est de 0,5 à 0,7 ×
1011 plaquettes pour 7 kg de poids (accord
professionnel), et l’ordonnance doit préciser le poids du patient,
ainsi que la dernière numération plaquettaire (NP) [1].
Tableau 1 Recommandations de l’Afssaps concernant
l’utilisation des concentrés plaquettaires
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Milieu chirurgical et obstétrical
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La numération plaquettaire doit être supérieure à 50 g/L
(grade B)
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Au moins 100 g/L en chirurgie cardiaque avec microsaignement
(garde B)
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Seuil de 50 g/L en chirurgie hépatique (grade C)
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Seuil de 100 g/L si intervention au niveau du SNC, de l’œil,
des gros troncs veineux, d’une CEC
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HELLP Syndrome ou éclampsie : au moins 50 g/L si
césarienne et 30 g/L si accouchement par voie basse (accord
professionnel)
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Oncohématologie à titre prophylactique
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Seuil de 10 g/L en l’absence de facteurs de risque (grade
A)
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Seuil de 20 g/L si fièvre > 38,5 °C, HTA, mucite de
grade 2, de chute de la numération plaquettaire (grade B)
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Seuil de 50 g/L en cas de coagulopathie (CIVD, Fibrinolyse),
de traitement anti-coagulant (grade C) ou de geste invasif (grade
C)
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Oncohématologie à titre curatif
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Transfuser en urgence après chimiothérapie, ou en cas d’hémorragie
extériorisée ou non ou en cas d’aplasie médullaire
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Dans tous les autres cas, préférer les transfusions à titre
prophylactique
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Définition d’un état réfractaire
Une inefficacité transfusionnelle plaquettaire constatée après deux
transfusions successives utilisant une posologie adéquate définit
un état réfractaire [1]. Bien souvent, l’efficacité
transfusionnelle est appréciée par une numération plaquettaire
post-transfusionnelle [1]. Celle-ci peut avoir lieu dans l’heure
qui suit la transfusion afin d’apprécier la séquestration splénique
des plaquettes, ou plus souvent à 24 heures, car elle témoigne
alors d’une consommation retardée, le plus souvent indépendante
d’un conflit immunologique [3, 4]. En pratique courante, la NP est
souvent réalisée 16 heures après la transfusion [4]. De même,
il est fréquemment admis de considérer comme efficace une
transfusion ayant permis d’arrêter les saignements d’un patient
[11]. Cependant, d’autres paramètres sont également à la
disposition du clinicien pour juger la thérapeutique
transfusionnelle mise en œuvre : il s’agit soit du rendement
post-transfusionnel (RPT), soit de l’augmentation corrigée du
compte plaquettaire ou Correct Count Increment (CCI), qui sont
respectivement définis dans le tableau 2( Tableau 2 )[2-4].
Le rendement transfusionnel normal n’est jamais de 100 %
après transfusion, mais varie autour de 50 à 60 %. En effet,
il faut tenir compte de la séquestration physiologique de
plaquettes dans la rate. Chez des patients splénectomisés, ce
rendement peut dépasser 80 %. Si une à 24 heures après
une transfusion adaptée au poids du receveur, avec un concentré
plaquettaire ABO compatible datant de moins de 48 heures, le
RTP est inférieur à 0,2 ou le CCI inférieur à 7, alors la
transfusion sera jugée inefficace [1]. Les receveurs qui sont
réfractaires aux transfusions plaquettaires représentent environ
10 % de tous les receveurs de plaquettes [12] et 15 % des
receveurs chroniques [13].
Récemment, une étude a testé l’utilisation du test
PFA-100® (Platelet Function Analyzer) pour évaluer
l’efficacité des transfusions plaquettaires par rapport au CCI. Le
PFA-100® est un automate d’évaluation des fonctions
plaquettaires in vitro, qui travaille sur sang citraté, et qui
simule les conditions hémorrhéologiques rencontrées lors d’une
brèche vasculaire. C’est un système qui permet d’évaluer le temps
de formation du clou plaquettaire, et par là même, les
dysfonctionnements plaquettaires. Le PFA-100® s’est
avéré efficace pour juger de l’efficacité transfusionnelle et pour
prendre la décision de transfusions plaquettaires additionnelles
chez certains patients [14].
Tableau 2 Définition du rendement post-transfusionnel
et de l’augmentation corrigée du compte plaquettaire
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Rendement post-transfusionnel
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Augmentation corrigée du compte plaquettaire
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RPT = (N post – N pré) × P × 0,075 / Q
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CCI = (N post – N pré) × SC × 100 / Q
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N post = numération plaquettaire (g/L) post-transfusionnelle
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N post = numération plaquettaire (g/L) post-transfusionnelle
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N pré = numération plaquettaire (g/L) pré-transfusionnelle
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N pré = numération plaquettaire (g/L) pré-transfusionnelle
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P = Poids du patient en kg
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Q = quantité de plaquettes transfusées (× 1011).
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Q = quantité de plaquettes transfusées (× 1011).
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SC : surface corporelle du receveur en m2.
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Étiologies des états réfractaires
Devant le constat d’inefficacité de transfusion plaquettaire, il
convient d’en rechercher les causes qui peuvent être classiquement
séparées en causes non immunologiques ou en causes de mécanisme
immunologique.
Les causes non immunologiques
On distingue l’insuffisance quantitative de plaquettes transfusées,
pouvant être due soit à une mauvaise évaluation du nombre de
concentrés plaquettaires à utiliser, soit à la déplasmatisation qui
fait toujours perdre des plaquettes, et les anomalies qualitatives
des plaquettes dues à de mauvaises conditions de conservations des
CP ou à une utilisation de CP conservés plus de trois jours [4,
15]. En effet, durant les phases de préparation et de conservation
des CP, les plaquettes sont soumises à des altérations potentielles
dues à des facteurs mécaniques et chimiques [15]. Les autres causes
identifiées sont liées à la pathologie du patient ou à son
traitement : troubles de la répartition des plaquettes
(splénomégalie), consommations excessives (fièvre, sepsis, maladie
du greffon contre l’hôte), destructions accélérées (coagulation
intravasculaire disséminée, maladie veino-occlusive du foie,
micro-angiopathie thrombotique), administration de médicaments
(amphotéricine B…) [15]. Il est à noter que l’administration de
certains médicaments peut être considérée comme une cause
immunologique, car certains agissent soit par un mécanisme
immuno-allergique (héparine, quinines, procaïnamide, pénicillines),
soit par une destruction immunologique (sérum anti-lymphocytaire).
La liste des médicaments ayant pour effet secondaire la survenue
d’une thrombopénie est disponible sur le site suivant :
www.biam2.org/www1/SubEIIMCTHROMBOPENIE.html.
Les causes immunologiques
Si l’on excepte certains médicaments, les causes immunologiques
rencontrées sont les suivantes : une incompatibilité ABO, les
allo-immunisations anti-HLA (Human Leucocyte Antigen) et anti-HPA
(Human Platelet Antigen). Le système HLA situé chez l’homme sur le
bras court du chromosome 6 (région 6p21.1-21.3), sur une distance
totale de 3,6 mégabases, s’organise essentiellement en loci de
classe I (HLA A, B, et Cw) et en loci HLA de classe II (HLA DR, DQ
et DP). Les plaquettes ne portent à leur surface que les antigènes
de classe I [16]. La distribution des antigènes HLA à la surface
des plaquettes n’est pas uniforme, et certains y sont faiblement
exprimés tels que HLA B44, HLA B45, HLA B40, et HLA B8 [17]. Le
système HPA permet de classifier les antigènes plaquettaires. Le
premier antigène plaquettaire a été décrit par Van Loghem et al. en
1959 [18]. Depuis lors, plusieurs antigènes plaquettaires localisés
sur les glycoprotéines plaquettaires majeures ont été identifiés.
Ces derniers ont fait l’objet d’une première classification HPA en
1990 [19], qui a été révisée en 2003 [20]. Les antigènes sont
classés de HPA-1 à HPA-16, suivi de la lettre a désignant
l’antigène le plus fréquent ou de la lettre b pour le moins
fréquent [19, 21]. Ces deux systèmes sont caractérisés par leur
polymorphisme, qui est lui-même à l’origine d’une allo-immunisation
post-transfusionnelle anti-HLA ou anti-HPA, ou d’une
allo-immunisation contre les deux systèmes simultanément.
L’utilisation de plaquettes phénotypées a ses indications chez les
receveurs allo-immunisés par des transfusions ou des grossesses
antérieures, ou chez les nouveaux-nés atteints de thrombopénie
néonatale allo-immune. Les chiffres concernant l’allo-immunisation
post-transfusionnelle sont variables selon le produit transfusé et
le statut immunitaire du patient. Pour Rebulla et al., 40 patients
sur 480, soit 8,3 % des patients recevant plus de deux
transfusions plaquettaires, deviennent réfractaires [22]. Le
pourcentage de patients réfractaires varie de 10 à 70 % selon
les études, en fonction de facteurs propres aux patients et des
concentrés perfusés (déleucocytés ou non) [11]. Il est fort
probable que ce chiffre se rapproche de 5 % depuis
l’utilisation systématique de CP déleucocytés, comme le souligne
l’article de Heal et Blumberg [23]. Dans les états réfractaires aux
transfusions de plaquettes, une allo-immunisation anti-HLA était
retrouvée chez 50 % des patients lorsque les produits
n’étaient pas systématiquement déleucocytés [24]. La
déleucocytation a fait chuter l’allo-immunisation anti-HLA à
20 % [24] tandis qu’une allo-immunisation anti-HPA n’est
retrouvée que dans 2 à 17 % des cas [25, 26]. L’utilisation de
concentrés de plaquettes d’aphérèse contenant des plaquettes
prélevées chez un donneur à l’aide d’un séparateur de cellules,
permettrait de réduire le nombre d’états réfractaires, mais sans
abolir leur survenue. En effet, les CPA seraient capables d’en
différer le début [27, 28]. En moyenne, 5 donneurs de plaquettes
compatibles disponibles sont suffisants pour gérer une thrombopénie
réfractaire survenant chez un patient d’un service
d’oncohématologie [12]. L’étude de Legler ne retrouve des
allo-anticorps responsables de transfusions inefficaces de
plaquettes que chez 18 % des patients, alors que la présence
concomitante d’un sepsis et d’allo-anticorps se produit chez
20 % d’entre eux [29]. Les principaux receveurs à risque
d’états réfractaires sont des femmes à antécédents de grossesse, et
les patients transfusés avant la déleucocytation systématique de
1998 [30].
Diagnostic biologique
Diagnostic biologique
Le diagnostic biologique d’un état réfractaire aux transfusions de
plaquettes doit écarter les causes non immunologiques, puis
rechercher une cause immunologique. Le bilan biologique repose sur
un ensemble de tests, parmi lesquels le dépistage et
l’identification chez le receveur des principaux allo-anticorps mis
en cause, à savoir les anticorps anti-HLA et anti-HPA [30]. Un taux
dix fois plus élevé d’allo-anticorps a été retrouvé chez des
receveurs multitransfusés [31] ou chez les femmes multipares [32].
Les anticorps anti-HLA sont les plus fréquemment retrouvés [33],
cependant tous les patients avec des anticorps anti-HLA ne sont pas
forcément réfractaires aux transfusions de plaquettes [33].
L’inefficacité transfusionnelle est d’autant plus prononcée que les
anticorps anti-HLA sont polyspécifiques [24]. Parmi les anticorps
anti-HPA, la spécificité HPA-5b est retrouvée plus fréquemment dans
les allo-immunisations post-transfusionnelles [25, 34]. En moyenne,
une allo-immunisation post-transfusionnelle anti-HPA apparaît dans
2 à 8 % des cas [25, 33], voire même 17 % pour une étude
[26]. Cependant, les anticorps anti-HPA ne génèrent pas
obligatoirement un état réfractaire aux transfusions plaquettaires
[33]. La présence concomitante d’anticorps anti-HLA et d’anticorps
anti-HPA chez un même patient est peu fréquente, 13,9 % des
cas pour Kiefel et al. [25], tandis que Sanz et al. ne rapportent
que 3,8 % des patients doublement immunisés [35]. Aussi, ils
préconisent de ne pas rechercher les anticorps anti-HPA de façon
systématique chez les patients avec anticorps anti-HLA [35]. Enfin,
chez des patients multitransfusés, des anticorps réagissant contre
plusieurs glycoprotéines plaquettaires peuvent être retrouvés. Ces
anticorps ont été dénommés auto-anticorps ou anticorps pan-réactifs
[25]. Certains auteurs les considèrent comme n’ayant aucun impact
sur la survie des plaquettes [24], mais leur signification en
transfusion demeure encore incertaine [25].
La détection des anticorps anti-HLA de classe I (HLA A et
B)
Elle fait appel à plusieurs techniques. La technique de référence
est la microlymphocytotoxicité complément dépendante (LCT)
introduite par Terasaki et al. en 1964 [36]. Le sérum contenant
d’éventuels anticorps est mis en contact dans les puits d’une
plaque, avec un panel de lymphocytes de spécificités antigéniques
HLA connues et aussi nombreuses que possible. Lors de la
réalisation du test, du complément de lapin est ajouté dans chaque
puits. Lorsqu’un anticorps a reconnu l’antigène lui correspondant à
la surface d’un lymphocyte donné, l’immun complexe ainsi formé
active le complément de lapin à la surface cellulaire. Il s’ensuit
une lyse de la cellule, qui permet à un colorant fluorogénique
ajouté en dernière étape de la réaction de pénétrer dans la
cellule. La lecture finale de la plaque au microscope à
fluorescence permet de détecter les puits dans lesquels a eu lieu
la lyse. Bien que la LCT soit la technique de référence, d’autres
techniques ont leur utilité car les plaquettes peuvent être
détruites par des anticorps anti-HLA non cytotoxiques, donc non
détectés en LCT [37]. Les autres techniques sont le test Elisa, la
cytométrie en flux ou le Maipa (Monoclonal Antibody Specific
Immobilisation of Platelet Antigens) [38-40]. Dernièrement, une
nouvelle technique de détection et d’identification des anticorps
anti-HLA a vu le jour par l’emploi de la technologie
Luminex100 microspheres system® (Luminex
corporation, Austin, USA). Cette technologie associe les
performances de la cytométrie en flux utilisant deux lasers,
permettant de reconnaître des microsphères ou billes et les
performances d’une réaction de type Elisa qui se passe à la surface
des billes. Ces billes servent de support solide à des antigènes
HLA purifiés, qui sont la cible d’éventuels anticorps anti-HLA. La
révélation de la fixation de l’anticorps sur l’antigène est
réalisée comme suit : un troisième fluorochrome émettant dans
le vert, couplé à un conjugué qui est une antiglobuline humaine
anti-IgG, permet de détecter l’interaction antigène/anticorps se
produisant à la surface [41-43]. Concernant la détection des
anticorps anti-HLA, l’étude de Kurz et al. a comparé leur détection
en LCT et en Maipa [40]. La technique Maipa s’avère plus sensible
que la LCT, car 24,5 % des sérums sont positifs en Maipa
contre seulement 8,2 % des mêmes sérums en LCT. Les anticorps
anti-HLA détectés par Maipa peuvent donc être associés avec un
rendement post-transfusionnel faible, alors qu’ils ne seraient pas
détectés par LCT car non cytotoxiques [40].
Le dépistage des anticorps anti-HPA
Il fait appel à plusieurs techniques, telles que
l’immunofluorescence indirecte, le test de Coombs plaquettaire
[44], un test Elisa [44, 45] ou la cytométrie en flux [45].
L’identification repose sur la technique d’immuno-empreinte ou sur
la technique Maipa [44, 45]. L’immuno-empreinte consiste à séparer
les protéines et glycoprotéines plaquettaires par électrophorèse,
puis après transfert à les incuber avec le sérum à tester, puis à
révéler leur fixation sur les composants des plaquettes [44]. Avec
la technique Maipa, le sérum à tester est incubé avec des
plaquettes issues d’un panel de donneurs phénotypés et un anticorps
monoclonal murin spécifique d’une glycoprotéine connue dans le
puits de la plaque. Après incubation, les plaquettes sont lysées,
les lysats sont alors transférés dans un puits contenant une
immunoglobuline de chèvre anti-IgG de souris. La fixation
antigène/anticorps est révélée par une antiglobuline de chèvre
anti-IgG humaine marquée à la peroxydase. En rajoutant le substrat
de l’enzyme, une réaction colorée au lieu, et la lecture se fait au
spectrophotomètre [34, 44].
Prévention des états réfractaires
Il est recommandé de transfuser des CP ABO RH1 isogroupe
[30]
Dans la mesure du possible, il convient de respecter la
compatibilité sanguine ABO car les plaquettes portent aussi les
antigènes de groupes sanguins ABO [46]. Les antigènes Rhésus ne
sont pas présents à la surface de la plaquette, mais la faible
contamination de ces plaquettes par les érythrocytes expose les
patients Rhésus négatif à une allo-immunisation Rhésus [24]. La
compatibilité Rhésus doit être respectée chez les femmes en âge de
procréer. À défaut, la prévention de l’immunisation anti-Rhésus
sera assurée par l’injection de gammaglobulines anti-D (100 μg)
dans les 72 heures suivant la transfusion [1, 3, 4]. Lorsqu’on
se heurte à des difficultés de disponibilité des produits
compatibles, la compatibilité ABO (préférentiellement souhaitable,
car des cas de mauvais rendements transfusionnels ont déjà été
rapportés consécutivement à un titre élevé d’agglutinines anti-A ou
anti-B) [24, 46] peut ne pas toujours être respectée. Il convient
alors impérativement de juger la recirculation
post-transfusionnelle par contrôle une heure après la transfusion.
Si celle-ci est mauvaise, il faudra impérativement respecter la
compatibilité ABO [46].
Devant les transfusions plaquettaires inefficaces conduisant à
un état réfractaire
L’exploration biologique repose a minima sur une recherche
hebdomadaire d’anticorps anti-HLA de classe I (loci HLA A et B)
chez le receveur [30]. L’allo-immunisation est aussi fortement
diminuée par l’utilisation obligatoire de produits déleucocytés
[1]. En cas d’allo-immunisation, plusieurs stratégies dans le choix
de plaquettes compatibles existent : soit une compatibilité
sérologique, basée sur la mise en contact des cellules du donneur
avec le sérum du receveur immunisé (épreuve de compatibilité
croisée ou cross-match) [30], soit une compatibilité antigénique
basée sur l’appariement des antigènes HLA A et B du donneur et du
receveur, soit les deux stratégies couplées [47]. Les groupes
plaquettaires HPA doivent aussi être pris en compte lorsqu’il
existe une immunisation plaquettaire spécifique ou une double
immunisation anti-HLA et anti-HPA [48]. La sélection sérologique
consiste à mettre en contact les lymphocytes des donneurs avec les
sérums des receveurs, en se basant sur le test de
lymphocytotoxicité complément dépendante. Le sérum contenant
d’éventuels anticorps est mis en contact dans les puits d’une
plaque, avec un panel de lymphocytes issus de donneurs HLA
compatibles avec le receveur. Lors de la réalisation du test, du
complément de lapin est ajouté dans chaque puits. Lorsqu’un
anticorps a reconnu l’antigène lui correspondant à la surface d’un
lymphocyte donné, l’immun complexe ainsi formé active le complément
de lapin à la surface cellulaire. Il s’ensuit une lyse de la
cellule, qui permet à un colorant fluorogénique ajouté en dernière
étape de la réaction de pénétrer dans la cellule. La lecture finale
de la plaque au microscope à fluorescence permet de détecter les
puits dans lesquels a eu lieu la lyse. Le cross-match plaquettaire
fait appel aux lymphocytes qui possèdent à leur surface les
antigènes HLA A et B. Ils peuvent aussi avoir lieu en utilisant
comme cible les plaquettes des donneurs à la place des lymphocytes,
mais il est moins aisé de le réaliser à cause des problèmes de
conservation des plaquettes [48]. Malheureusement, l’utilisation de
plaquettes HLA compatibles est limitée par le fait que les donneurs
parfaitement HLA compatibles peuvent être rares ou indisponibles
[49]. Une autre méthode consiste à choisir les donneurs de
plaquettes selon la spécificité des anticorps anti-HLA présents
chez le receveur. Cette méthode est désignée par ASP pour Antibody
Specificity Prediction, et s’est avérée au moins aussi efficace que
la sélection des donneurs selon leur phénotypage HLA A et B et le
résultat des cross-matchs plaquettaires [49]. Il existe également
des logiciels informatiques (HLAMatchmaker® par
exemple), permettant de choisir des donneurs HLA A et B compatibles
pour les patients réfractaires aux transfusions de plaquettaires,
suite à une forte immunisation HLA. Le principe repose sur le fait
que chaque antigène HLA a de nombreux épitopes, pouvant générer
chacun une réponse immune, donc la formation d’anticorps anti-HLA.
Les déterminants antigéniques définis par sérologie correspondent à
des variants chromosomiques, ce qui se traduit par des différences
d’acides aminés au niveau des protéines HLA. Le logiciel compare
des séquences de trois acides aminés consécutifs (triplets) chez le
donneur et le receveur. Un triplet en une position donnée sur la
séquence protéique d’un antigène non compatible s’il est retrouvé
sur la même position sur la séquence protéique d’un antigène HLA du
receveur, n’entraînera pas de réponse spécifique en anticorps chez
le patient [50]. Il existe aussi depuis peu un procédé de
cross-match plaquettaire sur automate qui utilise un test
d’immunoadhérence (Capture P, Immunocor, Norcross, GA, USA).
L’automatisation permet un gain de temps important, car il faut 160
minutes en moyenne pour cross-matcher le sérum d’un patient
vis-à-vis de 94 suspensions plaquettaires [22]. Certaines équipes
préconisent aussi de cross-matcher le sérum des patients avec des
donneurs possédant l’antigène HLA B12, qui se sous-divise en HLA
B44 et B45 [51]. En effet, il a été démontré que ces antigènes sont
plus faiblement exprimés à la surface des plaquettes que d’autres
antigènes du système HLA, si bien qu’une sélection basée sur cette
unique différence entre le donneur et le receveur, permet
d’accroître le nombre de donneurs compatibles [17, 51]. Si des
donneurs compatibles n’ont malgré tout pas été identifiés, il faut
éliminer au maximum les causes d’hémorragies (gestes invasifs,
etc.). Il est inutile de continuer à transfuser des plaquettes si
le patient ne saigne pas. Si un saignement massif se produit, il
faudrait administrer massivement des CP issus de plusieurs
donneurs, avec l’espoir qu’un donneur soit compatible [10].
Alternatives à la transfusion de plaquettes
La splénectomie ou l’administration d’immunoglobulines
intraveineuses ont été envisagées chez les patients réfractaires
aux transfusions plaquettaires, mais sans succès [52, 53]. La
thrombopoïétine (TPO) est l’hormone physiologique qui régule la
production plaquettaire. Deux formes de TPO ont été utilisées dans
des essais cliniques : une TPO recombinante glycosylée
(rHuTPO, recombinant Human TPO), et une forme couplée chimiquement
au polyéthylène glycol (PEG-rHuMGDF, Pegylated-recombinant Human
Megakaryocyte Growth and Development Factor). Les TPO recombinantes
ont été utilisées chez les patients atteints de cancer, afin de
réduire la durée de la thrombopénie post-chimiothérapie. Les deux
formes sont cliniquement bien tolérées mais l’augmentation de la
numération plaquettaire après leur injection est variable et
imprévisible [54]. Des cas de thrombopénie survenant chez des
volontaires sains et chez des patients atteints de cancer ont été
décrits après injection de PEG-rHuMGDF. Cette thrombopénie avait
une cause immunologique puisque les patients ont tous développé des
anticorps contre le PEG-rHuMGDF. De plus, ces anticorps bloquaient
aussi la TPO endogène [55]. Les incidents immunologiques ont
actuellement ralenti l’utilisation de cette alternative
thérapeutique à la transfusion de plaquettes. L’utilisation
d’autres cytokines thrombopoïétiques telles que l’interleukine 11
recombinante humaine (reHuIL-11) a été approuvée par la FDA pour le
traitement des thrombopénies consécutives à la chimiothérapie,
malgré la survenue d’effets indésirables importants (anémie,
myalgies, problèmes cardiovasculaires) [56]. Actuellement, d’autres
essais utilisant d’autres ligands de Mpl, récepteur de la TPO, sont
actuellement à l’étude [56].
Conclusion
L’inefficacité transfusionnelle en matière de transfusion
plaquettaire constitue un problème angoissant pour le clinicien,
particulièrement dans les unités d’oncohématologie. Les
recommandations de l’Afssaps publiées en 2003 ont permis de définir
des seuils transfusionnels. Cependant, certaines questions sont
encore difficiles à régler. Cela tient essentiellement au fait que
la plaquette est une cellule fragile, qui a tendance à s’agréger
facilement, et qui est de conservation et de maniement difficiles.
Bien que la transfusion de plaquettes reste la thérapeutique
standard pour la gestion des cas de thrombopénies extrêmes, leur
administration est souvent associée à de nombreux problèmes parmi
lesquels leur disponibilité, leur coût, leur immunogénicité et le
risque infectieux. Les transfusions de plaquettes sont soumises aux
règles de l’hémovigilance et tout incident post-transfusionnel doit
être déclaré au responsable d’hémovigilance du site. Les recherches
actuelles s’orientent sur les alternatives à la transfusion
plaquettaire, qui sont représentées par les interleukines
thrombopoïétiques ou les ligands du récepteur Mpl de la TPO.
Malheureusement, certaines études ont déjà permis de rejeter les
espoirs mis dans certaines de ces molécules, tandis que d’autres
sont encore en essais cliniques.
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