ARTICLE
Auteur(s) : Cécile Arnaud, Léna Coïc,
Pierre Beriel, Emmanuella Leveille, Françoise Yim, Françoise
Bernaudin
Centre de référence de la drépanocytose, Service de pédiatrie,
Centre Hospitalier Intercommunal de Créteil (CHIC), 40 avenue de
Verdun, 94010 Créteil cedex
Certaines formes sévères de drépanocytose nécessitent un
programme transfusionnel au long cours. Elles peuvent être à
l’origine d’un épuisement progressif des voies d’abord
veineuses périphériques, entraînant douleur et longueur de
soins, s’ajoutant au grand nombre d’hospitalisations depuis la
petite enfance. À l’image de son utilisation déjà plus ancienne
dans d’autres pathologies, la chambre implantable (figure 1) semble donc être
une bonne alternative en cas de difficultés de voies d’abord, tant
pour améliorer le confort du patient que pour faciliter le travail
de l’équipe soignante.
Même si la littérature ne semble pas encourager l’utilisation de
chambres implantables (CIP) chez les patients drépanocytaires,
l’expérience de notre équipe du Centre hospitalier intercommunal de
Créteil a montré que les chambres implantables pouvaient être
utilisées sans un excès de complications infectieuses ou
thrombotiques si l’on conserve un taux d’hémoglobine S inférieur à
40 %. En effet, 17 chambres ont été posées et sur une durée de
suivi de 11,6 ans, on relève un ratio d’infections et de
thromboses de 0,06 pour 1 000 CIP jours avec une durée moyenne de
survie de la CIP de 1 054 jours, chiffres bien inférieurs aux
publications antérieures [1-10].
Afin de limiter les risques de complications, la pose et
l’entretien des chambres implantables suivent un protocole
standardisé comme suit.
Technique de pose
Le programme d’échange est débuté en périphérie quelques mois avant
la pose de CIP pour avoir un taux d’HbS inférieur à 40 % le
jour de l’intervention.
Les chambres implantables sont toutes posées par le même
anesthésiste référent, assurant une méthode rigoureuse et
constante. Aucune antibiothérapie préalable n’est utilisée, ni
aucune anticoagulation particulière. Leur mise en place se déroule
dans des conditions d’asepsie chirurgicale, au bloc opératoire, par
la méthode de Seldinger. L’emplacement de la chambre et l’existence
d’un reflux sont ensuite contrôlés par une purge suivie d’une
radiographie de contrôle. La CIP peut être utilisée si besoin en
post-opératoire immédiat.
Entretien mensuel de la CIP
La réalisation du programme d’échange nécessite une venue en
hôpital de jour toutes les 4 à 5 semaines. L’entretien de la
CIP est effectué par une équipe fixe d’infirmières, en conditions
stériles (sur-blouses, masques et matériel stériles) dans une
chambre fermée.
La piqûre de la chambre implantable est réalisée à l’aide d’une
aiguille de Huber (figure 2), après la
pose d’un patch d’EMLA à l’arrivée et avec parfois inhalation d’un
mélange équimolaire de protoxyde d’azote et d’oxygène au moment du
geste. Des prélèvements systématiques sont ensuite
effectués : une hémoculture, une recherche d’agglutinines
irrégulières (RAI), une numération formule sanguine (NFS), une
électrophorèse d’hémoglobine prétransfusionnelle, un dosage du fer
sérique et de la ferritinémie. La chambre est ensuite rincée avec
40 ml de sérum physiologique. Une hydratation est souvent
posée en attente du début de l’échange pour diminuer
l’hyperviscosité et faciliter le temps de saignée.
L’échange est réalisé manuellement (voir l’article sur l’échange
transfusionnel dans le présent numéro) avec alternance
saignée/remplissage puis transfusion sur la chambre.
En fin de transfusion ou après tout prélèvement sur la chambre,
il est essentiel d’effectuer un rinçage abondant par sérum
physiologique, par pressions successives d’un volume total de
40 ml, pour éviter la constitution de dépôts précurseurs de
thrombose. Une héparinisation par 5 ml d’héparine sodique est
encore habituelle dans le service, même si le rôle du rinçage
semble actuellement aussi efficace que l’héparine et à moindre
risque infectieux dans la prévention de la formation des thromboses
[11].
L’aiguille de Huber est alors enlevée en maintenant toujours une
pression positive pour éviter un reflux pouvant engendrer des
dépôts sur les parois. Puis une compression manuelle d’une minute
environ est effectuée avant la pose d’un pansement pour
12 heures.
Quelques aspects pratiques des difficultés rencontrées avec la
chambre
Vérifier systématiquement la bonne position de l’aiguille de
Huber (figure
3)
L’aiguille suit une direction perpendiculaire, au septum de la
chambre, après repérage soigneux de celle-ci par palpation.
L’aiguille doit traverser les tissus cutanés, le manchon de
fibrine, puis passer à travers le septum où l’on sent une petite
résistance, avant de venir buter sur le fond métallique de la
chambre. Elle est alors solidaire de la chambre lors de sa
mobilisation. L’infirmière vérifie sa bonne position, puis essaye
d’injecter un rinçage au sérum physiologique tout en évitant
d’exercer une pression trop forte à risque de rompre le cathéter
(utiliser des seringues de 10 ml au moins).
Si la chambre est difficilement ponctionnable
Il faut suspecter une chambre « retournée » avec passage
du septum en dessous avec le fond métallique au-dessus (figure 4) lorsque
l’aiguille ne veut pas s’enfoncer ou qu’elle semble buter
directement contre un matériau métallique. L’anesthésiste référent
pourra alors essayer de la repositionner manuellement ou, sinon, le
faire chirurgicalement au bloc.
Si l’injection est possible mais sans reflux
- a) Après avoir vérifié la bonne position de l’aiguille,
il faut évoquer une chambre « positionnelle » par
plicature du cathéter lors d’une boucle sur son trajet.
L’infirmière essaye alors différentes techniques pour le mobiliser
et le repositionner : faire écarter ou lever les bras de
l’enfant, le faire tousser…
- b) Un « clappet de fibrine » doit être ensuite
évoqué (figure
5). L’injection reste possible mais en cas d’inversion du
flux lors d’un prélèvement, le caillot flottant de fibrine bloque
la lumière et empêche donc tout reflux. Le protocole urokinase peut
être essayé (Annexe 1).
- c) Si une douleur survient lors de l’injection avec une
aiguille en place, il faut penser à une rupture entre la chambre et
le cathéter secondaire soit à une anomalie constitutionnelle du
système, soit à une erreur de manipulation. En effet, si une
hyperpression brutale est réalisée lors d’une injection difficile,
le cathéter peut se rompre par surpression. Après confirmation par
une radiographie pulmonaire avec opacification et aiguille de Huber
en place, l’ablation de la chambre au bloc est réalisée.
En cas d’impossibilité d’injecter ou de prélever
- a) Il faut vérifier la situation de l’aiguille qui peut
s’être enfoncée dans le manchon de fibrine entourant la
chambre : dans l’axe ou latéralement (figure 6).
- b) Si elle est en place, il faut alors évoquer une
thrombose (de l’extrémité du cathéter ou en endoluminale) ou bien
une migration du cathéter et réaliser une radiographie pulmonaire
avec aiguille de Huber en place :
- – en cas de radiographie pulmonaire normale, la
thrombose est la première hypothèse à évoquer. Une échographie
locorégionale, sans être systématique, peut être décidée afin de
confirmer la bonne position du cathéter, de localiser un thrombus.
Un fibrinolytique est ensuite utilisé (Annexe 1) ;
- – en cas de migration du cathéter, une ablation au bloc
est réalisée.
En cas d’hémoculture positive
L’enfant est reconvoqué à la réception des résultats. En fonction
de son état clinique et du bilan inflammatoire, il sera
réalisé :
- – un verrou antibiotique (Annexe 2) en cas d’hémoculture
positive sans fièvre avec un état local propre et un bilan
inflammatoire négatif, avec nouvelle convocation 48 heures
plus tard pour contrôle clinique et nouvelle
hémoculture ;
- – une hospitalisation en cas de fièvre, ou hémocultures
centrales et périphériques positives avec début d’une
biantibiothérapie probabiliste intraveineuses. Il y aura ablation
systématique de la chambre en cas d’infection à staphylocoque
aureus ou à un agent fongique.
Conclusion
Certaines formes sévères de drépanocytose nécessitent de recourir à
un programme transfusionnel mensuel pouvant devenir très
contraignant pour un enfant s’il perdure sur des années ; et
ce, du fait de l’épuisement progressif et inévitable du capital
veineux.
C’est pourquoi l’utilisation d’une chambre implantable au cours
d’un programme d’échange est à encourager car elle représente à la
fois un accès veineux facile, tout en assurant une meilleure
qualité de vie aux patients. Il est donc important d’optimiser son
utilisation en adaptant sa prise en charge aux particularités de la
drépanocytose. En plus des précautions habituelles concernant leur
utilisation, les avis actuels rejoignent l’habitude de l’équipe qui
consiste à privilégier un rinçage abondant par 40 à 50 ml de
sérum physiologique en fin de transfusion ou de prélèvement pour
empêcher tout dépôt de fibrine sur les parois de la chambre en
évitant ainsi de former un début de thrombose [11]. La modification
de l’image corporelle par la chambre est un problème qui concerne
en grande partie les adolescents, filles ou garçons. Cependant,
l’acceptation est majoritairement bonne en comparaison avec la
contrainte des prélèvements, grâce à un dialogue constant avec
l’équipe soignante et les familles.
Ces chambres permettent donc d’assurer aux enfants présentant
une forme sévère de la drépanocytose une meilleure qualité de vie
sans limiter leurs activités quotidiennes. Elles diminuent
l’anxiété et la douleur que provoque la recherche mensuelle d’une
voie veineuse périphérique de bonne qualité.
Annexe 1
Protocole urokinase
En cas d’impossibilité de prélever ou d’injecter dans la chambre et
après avoir vérifié par une radiographie sa bonne position, il est
essayé un fibrinolytique pour essayer de détruire le caillot.
On utilise un flacon d’urokinase à 100 000 UI : la poudre
est reconstituée avec 5 ml du solvant prévu à cet effet. On
prélève 1 ml = 20 000 UI que l’on dilue avec 9 ml de
sérum physiologique pour obtenir une concentration de 1 ml = 2
000 UI. On injecte alors 1 à 2 ml de la solution tout en
réalisant des manœuvres douces d’aspiration/injection en évitant
toute surpression. On laisse alors le produit en contact entre 1 et
24 heures, dès le reflux sanguin, on rince par du sérum
physiologique.
Annexe 2
Protocole verrou d’antibiotiques
En cas d’hémoculture centrale isolée, sans signe clinique
d’infection, il est essayé un verrou antibiotique, en attendant
l’identification du germe dans un deuxième temps :
– Targocid® : en cas de suspicion
d’infection à staphylocoque.
À la dose de 10 mg/kg dans 5 ml d’héparine sodique à 100
UI/ml :
– Amiklin® : en cas de suspicion
d’infection à staphylocoque ou pyocyanique ; à la dose de 5 mg
dans 5 ml d’héparine sodique à 100 UI/ml.
Références
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Experience with the port-a-cath in sickle cell disease. Clin Lab
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11 Pierre E. Prévention des obstructions. In : 4e congrès
des dispositifs intraveineux de longue durée (DILD) ; 15 et 16
octobre 2004.
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