ARTICLE
Auteur(s) : Brigitte Leroy-Martin
Laboratoire de Biologie de la Reproduction, Hôpital Jeanne de
Flandre, 2 avenue Oscar Lambret, 59037 Lille Cedex
Pour qu’un bébé naisse, il suffit de fabriquer un embryon et
donc en théorie, il suffit d’un ovocyte et d’un spermatozoïde. Mais
qu’en est-il en réalité ?
Depuis les débuts de l’AMP, l’homme a toujours essayé de
dépasser les limites tant sur le plan clinique mais aussi sur le
plan biologique et tout cela dans un seul et unique but :
résoudre toutes les infertilités des couples pour que ceux-ci
puissent tous connaître le bonheur d’une grossesse et d’une
naissance. Plus de 3 millions d’enfants sont nés à travers le
monde grâce aux progrès constants des techniques et pourtant, en
2007, nous nous heurtons à certaines limites impliquant
spermatozoïdes, ovocytes ou embryons.
Les techniques classiques et leurs limites
La première technique, bien sûr la plus simple et la première
proposée aux couples si cela s’avère possible, est
l’insémination intra-utérine. Cependant, elle présente
d’emblée ses limites puisqu’elle nécessite pour la femme, une bonne
ovulation associée à une perméabilité tubaire et pour l’homme, un
sperme correct. Il nous faut donc obtenir, après optimisation par
gradients de densité, plus d’1 million de spermatozoïdes
mobiles progressifs à inséminer.
La deuxième technique est la fécondation in vitro classique
(FIV). C’est le point de départ de toutes les techniques en
AMP. Elle date de bientôt 30 ans avec la naissance de Louise
Brown en 1978 en Angleterre et d’Amandine en France en 1982. Elle
est bien maîtrisée mais a aussi ses limites. Elle implique d’une
part l’obtention d’un ou plusieurs ovocytes fécondables donc en
métaphase de 2e division méiotique (avec expulsion du
1er globule polaire) après une stimulation hormonale et
d’autre part la présence d’un nombre suffisant de spermatozoïdes
mobiles progressifs : on considère qu’il faut au moins 500 000
spermatozoïdes mobiles fléchants après optimisation du sperme pour
pouvoir obtenir des embryons en FIV.
Les limites biologiques de l’AMP ont été repoussées finalement
assez récemment. La mise au point et le développement de
l’injection intracytoplasmique d’un spermatozoïde (ICSI) ont
révolutionné le traitement de nombreuses infertilités d’origine
masculine. Le premier bébé conçu par ICSI est né en Belgique en
1992 et en France en 1994. L’ICSI comme la FIV implique aussi
l’obtention d’un ou plusieurs ovocytes fécondables mais ne
nécessite plus cette fois qu’un nombre minimal de spermatozoïdes
utilisables en ICSI. Il faut donc suffisamment de spermatozoïdes de
morphologie normale mobiles ou au moins vivants pour pouvoir
injecter tous les ovocytes matures obtenus. Plus de 6 000 enfants
sont nés par ICSI l’année dernière en France.
Mais en 2007, cette technique a encore ses limites et ne
peut résoudre toutes les déficiences spermatiques.
Les limites spermatiques de l’ICSI
1re limite : limite de nombre
La cryptoazoospermie se caractérise par une absence de
spermatozoïdes à l’examen direct du sperme et par la mise en
évidence de spermatozoïdes après examen minutieux du culot de
centrifugation. Les patients faisant l’objet d’une
cryptoazoospermie risquent de présenter une azoospermie le jour de
la tentative même si 2 recueils sont réalisés. Pour appréhender
sereinement la tentative, ces patients peuvent bénéficier
d’autoconservations itératives préalables [1]. Plusieurs recueils
de sperme peuvent être effectués par le patient afin de pouvoir
confectionner au moins 2 pailles avant la tentative. Il est
nécessaire que l’éjaculat contienne une bonne dizaine de
spermatozoïdes mobiles injectables pour qu’une paille puisse être
réalisée. Une fois les pailles confectionnées et cryoconservées, la
tentative est programmée en ICSI. Un certain nombre de patients
échappent ainsi à un geste chirurgical et évitent le prélèvement
testiculaire.
L’azoospermie (absence de spermatozoïdes) est soit d’origine
excrétoire, soit d’origine sécrétoire. Elle représente 8 % des
infertilités masculines. En cas d’azoospermie excrétoire (40 %
des azoospermies), on peut en général récupérer des spermatozoïdes
par prélèvement épididymaire (microchirurgical epididym sperm
aspiration ou MESA). En cas d’azoospermie sécrétoire (60 % des
azoospermies), on réalise une biopsie testiculaire uni ou
bilatérale (testicular sperm extraction ou TESE) et on recherche
les spermatozoïdes dans la pulpe par dilacération. Dès la mise en
évidence d’un spermatozoïde mobile injectable, il est possible,
soit d’utiliser les spermatozoïdes frais en ICSI si un cycle
synchrone a été réalisé, soit, pour éviter un prélèvement
ovocytaire avec biopsie testiculaire négative, de congeler
immédiatement la suspension testiculaire en plusieurs paillettes
selon la richesse du prélèvement. Ce n’est qu’après décongélation
que les spermatozoïdes seront utilisés en ICSI [2]. En moyenne
50 % des biopsies testiculaires sont positives et congelables.
Malheureusement, il est difficile de prédire avec certitude le
résultat de la biopsie testiculaire à partir des critères
échographiques (taille des testicules) ou biologiques (FSH,
inhibine).
Pour pallier l’absence de spermatozoïdes matures, certaines
équipes ont essayé de réaliser des tentatives d’ICSI à partir de
spermatides rondes retrouvées soit dans l’éjaculat, soit dans les
prélèvements testiculaires. Les résultats ont été décevants avec de
faibles taux de fécondation, un risque élevé de fausses couches et
un risque de malformations a priori plus important [3].
L’efficacité et l’innocuité de cette technique restent ainsi encore
à prouver.
2e limite : limite de morphologie
Une tératospermie majeure n’empêche pas l’obtention de fécondation
et de grossesse mais les chances de grossesse sont nettement moins
grandes. De plus, il faut prendre en compte l’éventuel risque
génétique de certaines anomalies morphologiques pour l’enfant à
naître : par exemple, il ne faut pas injecter de
spermatozoïdes macrocéphales qui sont dans 60 % des cas
diploïdes ou aneuploïdes avec risque génétique pour le conceptus.
Une nouvelle approche technologique des anomalies morphologiques
est apparue récemment : elle consiste à observer le
spermatozoïde en microscopie haute résolution, c’est-à-dire à un
très fort grossissement, à x par 6 600. Le spermatozoïde est ainsi
grossi plus de 16 fois soit plus qu’avec le grossissement
habituel : c’est la technique du MSOME (motile sperm
organellar morphology examination) qui a été décrite par Bartoov et
son équipe dès 2002 [4]. On distingue beaucoup mieux les anomalies
morphologiques et un spermatozoïde considéré comme normal au
grossissement habituel peut être porteur d’anomalies, en
particulier de vacuoles intranucléaires. Cette technique permet une
sélection plus rigoureuse du spermatozoïde à injecter : c’est
ce qu’on appelle l’IMSI (injection intracytoplasmique avec
magnification du spermatozoïde). En cas d’échecs répétés
d’implantation après ICSI qui sont probablement d’origine
paternelle, ce procédé permet d’augmenter le taux de grossesses
évolutives [5]. Cependant, c’est une technique lourde qui n’est
réalisée que dans certains centres.
3e limite : limite de mobilité
L’akinétozoospermie absolue, donc l’absence de mobilité totale, est
une situation qui peut être rencontrée lors de dyskinésies
flagellaires ou avec des spermatozoïdes testiculaires. Le problème
majeur en ICSI est de distinguer les spermatozoïdes vivants des
spermatozoïdes morts. L’utilisation du test hypoosmotique
(HOS : hypo osmotic swelling test) permet de repérer les
spermatozoïdes vivants qui réagissent à la solution hypoosmotique
par un gonflement et un enroulement du flagelle. Un autre procédé
consiste à utiliser la pentoxifylline qui, grâce à son action sur
l’AMP cyclique, permet aux spermatozoïdes immobiles mais vivants de
retrouver une mobilité de courte durée facilitant ainsi la
technique de l’ICSI [6].
4e limite : la fragmentation de l’ADN du
spermatozoïde
La fragmentation de l’ADN est présentée par certains auteurs comme
un facteur d’échec d’implantation ou de fausse couche après ICSI
sans anomalie de l’embryogenèse précoce. Elle serait due à l’action
délétère de radicaux libres. La susceptibilité au stress oxydatif
du spermatozoïde est d’autant plus grande que la réorganisation du
noyau avec en particulier sa condensation pendant la spermiogenèse
n’a pas été parfaite. Le taux de fragmentation de l’ADN du
spermatozoïde peut être quantifié par cytométrie en flux : un
taux de fragmentation supérieur à 30 % pourrait expliquer
certains échecs d’implantation ou des fausses couches répétés. Pour
essayer de pallier ce problème, il est possible de proposer au
patient un traitement antioxydant pendant 3 mois et en cas
d’échec, il serait peut-être alors intéressant d’envisager l’IMSI
[7].
Les limites ovocytaires de l’ICSI
La qualité ovocytaire est un élément majeur du succès de la
technique et il est indispensable de disposer d’ovocytes matures en
métaphase de 2e division méiotique pour assurer une
fécondation et un bon développement embryonnaire. Environ 75 %
des ovocytes ponctionnés sont matures et présentent une intégrité
morphologique.
La technique de MIV (maturation in vitro) des follicules
consiste à mener in vitro la transformation de l’ovocyte immature
en ovocyte mature en le plaçant dans un milieu de culture adapté
contenant des hormones et des facteurs de croissance. Sans
stimulation ou après une très faible stimulation, les follicules de
3 à 11 mm de diamètre sont ponctionnés et on recherche les
complexes cumulo-ovocytaires que l’on va faire maturer. Une fois
l’obtention d’ovocytes matures, ceux-ci sont injectés par ICSI.
Cette technique peut être utile pour des femmes présentant des
ovaires polykystiques avec risque d’hyperstimulation sévère ou
lorsqu’il existe de nombreux ovocytes immatures en stimulation
classique, même si les taux de grossesse sont inférieurs à ceux de
la FIV conventionnelle [8]. Les limites de cette technique se
situent actuellement dans les conditions de recueil et de culture
des ovocytes.
Les limites des techniques associées à l’ICSI
La congélation embryonnaire à 48 heures, 72 heures
ou au 5e jour (qui correspond en général à un embryon à
4 cellules, à 8 cellules ou au stade blastocyste) est une technique
qui a vu la naissance du premier bébé à avoir connu l’état congelé
pendant sa vie embryonnaire en 1984 en Australie et en 1986 en
France. Cette technique consiste à congeler les embryons
surnuméraires obtenus en FIV ou en ICSI et qui présentent moins de
30 % de fragments cytoplasmiques. En effet, les embryons
présentant plus de 30 % de fragments résistent très mal au
processus de congélation-décongélation. La technique de congélation
la plus utilisée est la congélation dite lente – descente en
température progressive – utilisant comme cryoprotecteurs le
sucrose et, soit le propane diol pour les embryons jusqu’à 8
cellules, soit le glycérol pour les blastocystes. Certaines équipes
pratiquent la congélation ultrarapide par vitrification – descente
brutale en température – nécessitant des fortes concentrations de
cryoprotecteurs (Ficoll, DMSO, éthylène glycol) avec un risque
toxique potentiel pour les embryons [9].
La culture prolongée jusqu’au stade de blastocyste à J5
ou J6 permet une meilleure sélection embryonnaire et va mettre en
évidence l’activation du génome embryonnaire à J3. Le problème de
cette technique est celui du blocage embryonnaire à J3 et d’un
arrêt de l’embryon au stade de 8 cellules [10]. Par ailleurs, le
blastocyste doit être réimplanté ou congelé avant son éclosion en
général au 7e jour.
Le hatching consiste à perforer la zone pellucide située
autour de l’embryon afin d’en faciliter l’éclosion et ainsi
l’implantation. Le hatching peut être réalisé de façon mécanique,
chimique, enzymatique ou avec laser. Les résultats sont
controversés mais cette technique peut donner des bons résultats en
termes de grossesse sur des embryons décongelés car la congélation
embryonnaire entraîne un durcissement de la zone pellucide
[11].
La congélation d’ovocytes est une technique qui a permis
la naissance du premier bébé dès 1986 à Taïwan. Elle ne s’est
développée que plus récemment avec l’arrivée de l’ICSI et
l’amélioration des techniques de congélation embryonnaire. Le
principal problème technique rencontré est la fragilité de
l’ovocyte II dont les chromosomes sont bloqués en métaphase sur
leur fuseau mitotique. Elle a surtout pour but de congeler de façon
préventive des ovocytes dans le cadre de traitement stérilisant
pour une réutilisation ultérieure dans le cadre d’une AMP [12].
Enfin, la congélation de tissu ovarien est une technique
qui consiste à congeler des fragments de cortex ovarien chez des
patientes qui vont devoir subir un traitement castrateur et qui
souhaitent une grossesse dans l’avenir. C’est une technique
efficace : en effet, 80 % des follicules primordiaux
survivent au processus de congélation-décongélation. Cependant,
elle pose le problème de la réutilisation des fragments congelés.
S’il n’y a aucun risque de transmission de la maladie résiduelle,
la greffe est possible et la première naissance par cette technique
a été obtenue en 2004 en Belgique [13]. Dans l’autre cas, la seule
possibilité est la maturation in vitro des follicules primordiaux
afin d’obtenir des ovocytes matures utilisables en AMP. Cette
technique qui a déjà permis l’obtention de grossesses chez
l’animal, reste du domaine de la recherche dans l’espèce
humaine.
Conclusion
Il existe encore des limites biologiques aux techniques en AMP.
Cependant l’être humain, comme depuis les débuts de l’AMP,
cherchera toujours à essayer de les dépasser. Cela impliquera
d’améliorer encore les techniques en particulier la sélection des
gamètes, spermatozoïdes comme ovocytes. En l’absence de ceux-ci,
peut-être l’homme arrivera-t-il à fabriquer des gamètes à partir de
cellules souches embryonnaires ? Certains échecs demeurent
encore inexpliqués et les progrès constants réalisés en AMP
permettront peut-être de proposer les solutions adéquates à ces
couples présentant un désir d’enfant.
Références
1 Koscinski I, Wittemer C, Lefebvre-Khalil V,
Marcelli F, Defossez A, Rigot JM. Optimal management
of extreme oligozoospermia by an appropriate cryopreservation
programme. Hum Reprod 2007 ; 22 : 2679-84.
2 Rigot JM, Saint Pol P. Indications et résultats de
la cryoconservation de spermatozoïdes testiculaires. Expérience des
CECOS. Contracept Fertil Sex 1998 ; 26 : 578-9.
3 Zech H, Vanderzwalmen P, Prapas Y,
Lejeune B, Duba E, Schoysman R. Congenital
malformations after intracytoplasmic injection of spermatids. Hum
Reprod 2000 ; 15 : 969-71.
4 Bartoov B, Berkovitz A, Eltes F,
Kogosowski A, Menezo Y, Barak Y. Real-time fine
morphology of motile human sperm cells is associated with IVF-ICSI
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5 Berkovitz A, Eltes F, Lederman H, et al.
How to improve IVF-ICSI outcome by sperm selection. Reprod Biomed
Online 2006 ; 12 : 634-8.
6 Terriou P, Hans E, Giorgetti C, et al.
Pentoxifylline initiates motility in spontaneously immotile
epididymal and testicular spermatozoa and allows normal
fertilization, pregnancy and birth after intracytoplasmic sperm
injection. J Assist Reprod Genet 2000 ; 17 : 194-9.
7 Tesarik J, Mendoza-Tesarik R, Mendoza C. Sperm
nuclear DNA damage : update on the mechanism, diagnosis and
treatment. Reprod Biomed Online 2006 ; 12 : 715-21.
8 Poirot C, Abirached F, Vauthier-Brouzes D,
et al. Maturation in vitro des ovocytes : bilan et
perspectives dans l’espèce humaine. Gynecol Obstet Fertil
2003 ; 31 : 803-12.
9 Vanderzwalmen P, Zech N, Greindl AJ,
Ectors F, Lejeune B. Cryopréservation des embryons
humains par vitrification. Gynecol Obstet Fertil 2006 ;
34 : 760-9.
10 Plachot M, Guérin JF, Jimenez C. Prolongation
des cultures embryonnaires et intérêt du transfert au stade de
blastocyste. Gynecol Obstet Fertil 2002 ; 30 :
159-65.
11 Gabrielsen A, Agerholm I, Toft B, et al.
Assisted hatching improves implantation rates on cryopreserved-
thawed embryos. A randomized prospective study. Hum Reprod
2004 ; 19 : 2258-62.
12 Porcu E, Venturoli S. Progress with oocyte
cryopreservation. Curr Opin Obstet Gynecol 2006 ; 18 :
273-9.
13 Donnez J, Dolmans MM, Demylle D, et al.
Livebirth after orthotopic transplantation of cryopreserved ovarian
tissue. Lancet 2004 ; 364 : 1405-10.
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