ARTICLE
Auteur(s) : Samir Hamamah, Delphine
Haouzi, Stephan Gasca, Frank Pellestor, Tal Anahory, John De Vos,
Hervé Dechaud
Département de Médecine et Biologie de la Reproduction, Inserm U
847, Hôpital Arnaud de Villeneuve, 34295 Montpellier cedex 5
Environ 60 000 couples en âge de procréer en France sont
confrontés tous les ans à des problèmes d’infertilité, dont près de
60 % des cas sont à mettre sur le compte des infertilités
féminines. L’apparition de la fécondation in vitro (FIV) en 1978 a
permis de traiter en partie ces problèmes d’infertilités féminines.
Depuis, les demandes d’aide médicale à la procréation (AMP)
augmentent chaque année. En 2005, d’après le rapport de l’Agence de
la biomédecine « Bilan des activités de procréation et
génétique humaines en France 2002-2005 » : 9 026 enfants
sont nés en France après une AMP. Plus de vingt et un mille (21
635) FIV classiques (FIVc), 30 049 fécondations in vitro avec
micro-injection intracytoplasmique de spermatozoïdes (ICSI) ont été
pratiquées, et 13 539 transferts d’embryons congelés (TEC) ont été
réalisés.
Ces chiffres encourageants ne sauraient néanmoins masquer deux
faits. D’une part, que le taux des embryons obtenu par ovocyte
injecté est de 55,8 % dans le cas de la FIVc et de 62,9 %
dans le cas de l’ICSI, d’autre part qu’il persiste une certaine
stabilité dans les chances de grossesse (de l’ordre de 22 à
23 % par cycle de FIVc, de 21 à 24 % par cycle d’ICSI, et
de 17,1 % pour les TEC) ainsi que des risques augmentés de
grossesses multiples (de l’ordre de 23 %) dues aux transferts
intra-utérins de deux embryons ou plus. Les trois quarts de ces
grossesses aidées médicalement conduisent à un accouchement, comme
dans les cas de grossesses naturelles. Les échecs inhérents d’AMP
sont le plus souvent associés à une mauvaise qualité embryonnaire,
qui dépend elle-même de la qualité des gamètes. La sélection des
ovocytes et des embryons dans les laboratoires d’AMP se réalisant
sur l’évaluation de critères essentiellement morphologiques, et
donc subjectifs, il convient de s’interroger sur les manières
d’améliorer les méthodes d’évaluation de la qualité ovocytaire et
embryonnaire afin d’augmenter les chances de grossesse.
Les critères morphologiques de sélection ovocytaire et
embryonnaire
Les ovocytes
Pour apprécier la qualité ovocytaire, il est nécessaire d’enlever
préalablement les cellules du cumulus de l’ovocyte afin de vérifier
que celui-ci est mature et se trouve en métaphase II, qui se
caractérise par la présence du 1er globule polaire dans l’espace
périvitellin, entre la surface de l’ovocyte et la zone pellucide.
Les premiers critères morphologiques excluant de facto un
ovocyte à candidature à la fécondation sont sa forme, sa taille, ou
sa couleur anormale, des anomalies de la zone pellucide qu’il
s’agisse d’une épaisseur excessive, de son ovale, ou de son
hétérogénéité, une granularité ou une homogénéité du cytoplasme
ovocytaire (figure 1). L’absence
d’organites cytoplasmiques dans la zone corticale, la présence de
vacuoles plus ou moins importantes, d’inclusions cytoplasmiques, de
corps rétractiles, de zones nécrotiques ou d’accumulation de
réticulum endoplasmique lisse sont également des éléments
rédhibitoires. De même, la taille de l’espace périvitellin et la
présence d’éventuel débris dans cet espace, des anomalies dans la
taille du premier globule polaire ou sa fragmentation excluent
d’office les ovocytes pour une tentative de fécondation (figure 1).
Certains ovocytes peuvent d’ailleurs cumuler plusieurs de ces
dysmorphies. Les causes de ces dysmorphies peuvent être d’origine
multiple : l’âge de la patiente, le type de stimulation
ovarienne, l’environnement hormonal dans le follicule de l’ovocyte,
ou encore des pathologies ovocytaires propres à la patiente. Même
s’il a été montré dans plusieurs études qu’il n’existe pas de
corrélation directe entre les dysmorphies ovocytaires et les taux
de fécondation en FIVc ou en ISCI, et le développement embryonnaire
[1], il semble que ces dysmorphies ovocytaires soient pourtant
associées à un taux élevé de fausses couches spontanées. Cependant,
une étude portant sur des femmes ayant eu des anomalies
morphologiques sous stimulation par gonadotrophines, l’adjonction
d’hormone de croissance pendant la stimulation ovarienne a permis
de doubler les taux de grossesse alors que les ovocytes des
patientes présentaient au minimum 2 dysmorphies [2].
D’autres anomalies paraissent être rédhibitoires pour la FIVc ou
l’ICSI. Ainsi, la visualisation du fuseau méiotique apparaît comme
une condition sine qua non à la qualité embryonnaire [3-4]. Si le
fuseau méiotique n’est pas visualisable dans les ovocytes, seul
moins d’un tiers des embryons sont de bonne qualité, alors que s’il
est visible, la qualité de l’ensemble des embryons obtenus se
révèle tout à fait satisfaisante. La taille des ovocytes semble
également déterminante. Les ovocytes géants (mesurant plus de
220 μm) sont de bien moins bons candidats à la fécondation
comparés aux ovocytes normaux (mesurant entre 120 et 150 μm),
car étant souvent diploïdes et pouvant contenir deux nucleus, ils
donnent fréquemment des embryons triploïdes, et même polyploïdes
[5-6] (figure 1). Cette
information est à rapprocher du facteur âge de la patiente. En
effet, d’après une étude, à partir de 38 ans, les ovocytes des
patientes présentent un taux d’aneuploïdies de plus de 50 %
[7].
Les embryons
Des critères de sélection morphologiques des embryons peuvent être
appliqués dès le stade zygote (figure 1). Ces
critères portent notamment sur l’aspect des pronuclei au moment de
la fécondation. Une étude a montré que quand la morphologie des
zygotes est normale, c’est-à-dire caractérisée par la présence de
deux pronuclei de taille égale et centrés dans le cytoplasme, les
taux de grossesse par transfert sont doublés et passent de
28 % à 49,5 % [8]. De même, des nucléoles bien
positionnés font augmenter le taux de grossesse de 9 % à
50 % [9]. Une autre étude a montré que le transfert d’un
embryon provenant d’un zygote présentant un nombre et une
distribution spatiale des nucléoles identiques dans les deux
pronuclei provoque un taux de grossesses de 44,8 % et
d’implantation de 30,2 %, alors que ces taux sont
respectivement de 22,1 % et 11,2 % quand l’embryon
transféré provient d’un zygote jugé anormal [10]. Les zygotes
dysmorphiques présentant 3 pronuclei par exemple donnent des
embryons porteurs d’anomalies chromosomiques dans la grande
majorité des cas (figure 1).
Inversement, le transfert d’embryons issus de zygotes ayant
présenté un clivage précoce entre la 25e et la
27e heure après insémination fait augmenter aussi
bien les taux d’implantation que les taux de grossesse [11-12].
Cependant, des zygotes avec des pronuclei normaux ne conduisent pas
nécessairement à des embryons de bonne qualité, ce qui semble
indiquer que morphologie du zygote et morphologie de l’embryon sont
deux paramètres indépendants [13].
Les critères morphologiques de sélection des embryons
préimplantatoires sont, quant à eux, évalués le jour du transfert,
deux ou trois jours après la ponction ovocytaire et la fécondation.
L’évaluation des embryons les plus compétents, c’est-à-dire au
potentiel de développement et de transfert le plus élevé, est
réalisée en fonction de leur cinétique de division, de leur nombre
de blastomères et de leur régularité, de la présence de blastomères
multinucléés, et enfin du taux de fragmentation cellulaire (figure 1). En ce
qui concerne la cinétique du développement embryonnaire et du
nombre de blastomères, il apparaît que si celle-ci est trop lente
ou présente un arrêt au jour 3, 70 % des embryons sont
porteurs d’une anomalie chromosomique [14-15]. La régularité des
blastomères apparaît tout aussi déterminante puisque quand les
embryons comportent un blastomère dominant, celui-ci est
fréquemment polyploïde et multinucléé [16-17]. Lors d’une FIVc ou
d’une ICSI, environ 12 % des embryons présentent une
multinucléation ou une micronucléation. Les données de la
littérature montrent que si tous les embryons transférés sont
multinucléés, alors les taux de grossesse varient de 8 à 16 %,
tandis que si aucun des embryons transférés ne présente de
multinucléation les taux de grossesse sont de 28 à 32 %,
[18-19]. À peu près 80 % des embryons obtenus in vitro
présentent une fragmentation cellulaire. Ce taux de fragmentation
embryonnaire semble être lié au taux de mosaïque, plus le premier
est élevé dans l’embryon, plus le second augmente [20]. Une
fragmentation embryonnaire élevée semble également être liée à un
moindre taux d’évolution vers le stade blastocyste [21]. De même, à
partir de 35 % de fragmentation cellulaire, le nombre
d’anomalies chromosomiques s’accroît [22]. Ces données sont
corrélées avec les chances d’accouchement qui sont de l’ordre de
23 % pour un taux de fragmentation inférieur à 10 % par
embryon, de 11 % quand le taux de fragmentation est compris
entre 10 et 25 %, et de 1 % quand la fragmentation par
embryon est supérieure à 25 % [23]. Les raisons de ce rôle
néfaste de la fragmentation sur le développement embryonnaire
préimplantatoire ne sont pas précisément connues. Les fragments
pourraient gêner physiquement des interactions intercellulaires, ce
qui interférerait avec le développement de l’embryon, en
particulier aux stades de la compaction, de la cavitation et de la
formation de blastocyste [24-25]. Ces fragments pourraient diminuer
le volume cytoplasmique et, de ce fait, dépléter les embryons
d’organelles essentielles ou de domaines polarisés indispensables
au bon déroulement du développement embryonnaire [26]. Enfin, ces
fragments pourraient libérer des substances toxiques endommageant
les cellules voisines [27-28].
Aussi, un enjeu majeur pour l’amélioration des taux de succès de
la FIV est l’approfondissement de nos connaissances sur
l’expression des gènes dans les ovocytes, les cellules du cumulus
et de l’embryon précoce, afin d’identifier des indicateurs
pertinents et fiables de la qualité ovocytaire et embryonnaire.
Une approche d’avenir, la face cachée de l’ovocyte et
de l’embryon : le génome
La fréquence excessive d’embryons préimplantatoires présentant des
anomalies chromosomiques est une donnée bien connue et en FIVc ou
en ICSI. Cependant, la sélection embryonnaire par ce critère non
morphologique n’est mise en œuvre que dans des cas où les parents
présentent des risques élevés de transmettre des anomalies
chromosomiques ou des mutations génétiques : caryotype
parental altéré, âge maternel supérieur à 38 ans, multiples
avortements spontanés, échecs répétés de FIVc ou ICSI, maladie
autosomique monogénique dominante (récessive, si les deux personnes
du couple sont affectées par la maladie), anomalies chromosomiques
de structure, parents porteurs d’une maladie liée au sexe. Dans ces
cas bien précis, et encadrés par la loi, les laboratoires procèdent
à un diagnostic préimplantatoire (DPI). Le DPI repose sur l’analyse
génétique d’un ou deux blastomères prélevés sur des embryons
obtenus par FIVc ou ICSI au troisième jour de leur développement au
stade 6 à 8 cellules. Selon l’indication spécifique de chaque DPI,
l’étude génétique des embryons se fait par des techniques
cytogénétiques ou moléculaires. L’analyse cytogénétique permet la
recherche d’anomalies chromosomiques de nombre ou de structure par
la technique de fluorescent in situ hybridization (FISH). L’analyse
moléculaire par réaction en chaîne par polymérase (PCR) permet la
recherche des maladies monogéniques. Malgré son indéniable utilité,
le DPI reste une technique lourde en raison même de l’ablation d’un
ou deux blastomères nécessaire aux analyses. Cette ablation pose en
outre la question de la pertinence de ce genre d’approche, en
raison même de l’hétérogénie des anomalies qui peut exister d’un
blastomère à un autre. La technique a cependant le mérite de
pointer de nouvelles pistes de recherche.
Les critères morphologiques de sélection des ovocytes, zygotes,
et embryons préimplantatoires étant probablement en partie associés
aux résultats insuffisants de la FIVc et de l’ICSI, il est
important de pouvoir accéder aux signatures moléculaires pour
comprendre au mieux le développement ovocytaire et celui de
l’embryon préimplantatoire. La connaissance de l’expression des
gènes est également la première étape indispensable à
l’identification de potentiels marqueurs moléculaires de
l’expression de gènes anormaux aussi bien dans les ovocytes que
dans les embryons préimplantatoires. Ce type d’approche a déjà été
en partie réalisé sur les cellules du cumulus, sur des ovocytes, et
sur des embryons préimplantatoires humains (figure 2).
Lors de leur maturation, les ovocytes requièrent l’expression de
nombreux gènes spécifiques. Certains de ces gènes sont activés pour
le métabolisme de l’ovocyte durant le processus spécifique de
maturation. Grâce aux récents développements de l’amplification
linéaire permettant de réussir à détecter par microarray de très
petites quantités d’ARN, l’analyse de l’expression des gènes d’un
seul ovocyte a été rendue possible [29]. Sur des ovocytes isolés,
il a été montré par PCR que les ARNm de SUMO-1, SUMO-2, SUMO-3
(small ubiquitin related modifier), et le lactate deshydrogénase-B
(LDH-B), des protéines impliquées dans le métabolisme énergétique
de la cellule, étaient détectés dans tous les ovocytes [30]. Une
autre étude a réussi à comparer chez la souris le niveau
d’expression de 86 gènes associés à la reprogrammation épigénétique
dans des ovocytes matures au stade MII, le stade capable de
reprogrammer la chromatine spermatique. Sur ces 86 gènes, 57 ont pu
être détectés. Quatre étaient surexprimés dans les ovocytes, 18
étaient sous-exprimés, et 35 avaient leur expression inchangée
[31]. Outre le fait que quelques-uns des mécanismes que l’ovocyte
emploie pour se reprogrammer après la fertilisation ont été
élucidés, cette étude montre la présence de nombreux gènes
exclusivement exprimés dans l’ovocyte (figure 2).
Le dialogue entre l’ovocyte et les cellules somatiques qui
l’entourent, particulièrement les cellules du cumulus, est
essentiel à l’acquisition par l’ovocyte de sa compétence à la
méiose et au développement embryonnaire. D’un côté, l’ovocyte
contrôle la croissance des cellules du follicule et sa méiose, mais
aussi en partie la prolifération et la différenciation des cellules
du cumulus. De l’autre, les cellules du cumulus du fait de leur
différenciation influencent à la fois la croissance et la
maturation ovocytaire. La compréhension des mécanismes qui
régissent la maturation des ovocytes humains est toutefois encore
rudimentaire. A ce titre, les études de l’expression des gènes dans
les ovocytes humains et dans les cellules du cumulus sont
doublement intéressantes. D’une part, elles pourraient contribuer à
l’identification des facteurs impliqués dans la voie de maturation
de l’ovocyte, d’autre part, elles pourraient aussi fournir des
marqueurs moléculaires fiables de l’expression de gènes anormaux
dans les ovocytes à compétence réduite. Des avancées ont d’ailleurs
déjà été réalisées dans la connaissance des profils des expressions
différentielles des transcrits exprimés dans les ovocytes matures,
dans les ovocytes immatures, et dans les cellules du cumulus (figure 2). Par
une approche selon la technique des microarrays à oligonucléotides
sur 30 000 gènes, il a été mis en évidence que 1 514 gènes sont
surexprimés dans l’ovocyte humain, et 2 600 dans les cellules du
cumulus [32]. L’analyse de la liste de ces gènes a permis de
montrer que les ovocytes surexpriment des gènes impliqués dans la
méiose. Alors que 24 % des gènes surexprimés dans les cellules
du cumulus ont une vocation membranaire ou extracellulaire,
démontrant ainsi une forte polarisation de ces cellules vers des
gènes impliqués dans la communication intercellulaire. En
s’appuyant sur ces données, une autre étude a pu montrer que le
gène RB1, qui code une protéine suppresseur de tumeur contrôlant le
cycle cellulaire, ne s’exprimait pas dans les ovocytes matures ou
immatures, mais uniquement dans les cellules du cumulus, alors même
qu’il est présent dans la plupart des tissus humains [33].
L’expression de facteurs interagissant avec RB1, tel que RBL1 qui
est seulement exprimé dans les cellules du cumulus laisse à penser
que la régulation par RB1 est à l’œuvre dans ces cellules. RBL1
apparaît donc comme un potentiel marqueur spécifique dans les
cellules du cumulus.
La fécondation de l’ovocyte par le spermatozoïde libère le
zygote, ainsi formé, du cycle cellulaire arrêté en métaphase
méiotique II et initie l’activation du génome embryonnaire. De
nombreux gènes qui n’étaient pas exprimés dans l’ovocyte en cours
de maturation sont présumés entrer en activité durant les premières
étapes du développement embryonnaire, avant l’activation de
l’expression du zygote. Chez l’être humain, comme chez de nombreux
animaux vertébrés et invertébrés, la fusion des gamètes est suivie
par une brève période sans transcription dans l’embryon
nouvellement formé. Cette période est marquée par une transition de
l’ovocyte vers le zygote dans laquelle le programme de
développement est d’abord exécuté par des informations
maternellement héritées avant d’être transféré sous le contrôle des
gènes embryonnaire. Cette période de transition dure jusqu’au stade
4 à 8 cellules chez l’être humain, c’est-à-dire 2 ou 3 jours
après la fertilisation [34]. Chez la souris, des changements
significatifs dans l’expression des gènes ont été trouvés durant le
processus des premiers stades de développement embryonnaires. Ces
expressions spécifiques favoriseraient l’avancement d’un stade
embryonnaire à l’autre [35-37]. En utilisant les microarrays, la
globalité de l’expression des gènes s’exprimant dans un embryon
normal unique a pu être caractérisée durant les trois premiers
jours de la vie embryonnaire [38]. La comparaison de l’expression
des gènes entre un embryon se développant normalement et un embryon
ayant arrêté son développement a pu être réalisée par PCR, mettant
en évidence que la plupart des gènes transcrits pendant les trois
premiers jours suivant la fertilisation ne sont pas surexprimés,
mais sous-exprimés. Bien que la majorité de ces gènes s’exprimant
durant la période préimplantatoire soient d’identité et/ou de
fonction inconnues, il a été clairement établi que le programme
transcriptionnel embryonnaire n’est à l’œuvre qu’à partir du
troisième jour suivant la fertilisation, même dans les cas où
l’embryon arrête prématurément de se développer aux stades 2, 3 ou
4 cellules [30]. La perte de la majorité des embryons
préimplantatoires en culture ne serait donc pas associée à une
défaillance de l’activation de la transcription.
Cependant, la surveillance des expressions différentielles du
profil génétique humain réalisée par microarray dans des embryons
préimplantatoires isolés de 4 et 8 cellules a montré des résultats
intéressants. Sur un total de 2 123 gènes surexprimés au moins 1,5
fois au-dessus de la valeur médiane d’expression, 29 gènes étaient
surexprimés au moins à hauteur de deux fois la valeur médiane dans
les embryons préimplantatoires isolés à 4 cellules, et 65 l’étaient
dans les embryons isolés à 8 cellules [29]. Les ARNm de la LDH-B et
de SUMO-1, SUMO-2, et SUMO-3 ont été retrouvés dans tous les
embryons en développement ce qui semble signifier que ces protéines
impliquées dans le métabolisme énergétique de la cellule occupent
des rôles importants dans le développement de l’embryon
préimplantatoire. Le fait que 29 gènes surexprimés dans le stade 4
cellules soient remplacés par 65 autres différents dans l’embryon 8
cellules amène à penser que certains gènes du zygote sont déjà
exprimés dans le stade 4 cellules [30].
De nombreux autres travaux de ce type sont actuellement en
cours. À terme, l’identification d’un grand nombre de gènes et de
voies de signalisation impliqués à chaque stade du développement
embryonnaire et de l’ovocyte par profil global d’expression des
gènes accélérera la compréhension des mécanismes moléculaires
sous-tendant le développement embryonnaire humain, et améliorera en
FIVc ou en ICSI la sélection des embryons préimplantatoires aptes
au développement grâce à des critères génétiques et non
morphologiques.
Perspectives et enjeux de l’aide médicale à la procréation
Pourquoi seulement 10 à 15 % des embryons replacés après AMP
donnent-ils naissance à un enfant vivant ? Une partie des
échecs est directement imputable à la qualité de l’embryon. Or, à
l’heure actuelle, les embryons sont sélectionnés sur la base de
critères essentiellement morphologiques. Nous devons donc nous
interroger quant à la valeur prédictive de ces critères
« opérateurs dépendants » des laboratoires d’AMP. Il
apparaît nécessaire d’améliorer les méthodes de sélection des
gamètes en développant des outils de diagnostic basés sur
l’identification de marqueurs moléculaire de la qualité ovocytaire
et embryonnaire. Avec l’avènement de la technique des microarrays,
l’expression de milliers de gènes peut être mesurée simultanément.
Il est ainsi possible d’établir un profil d’expression pour
différents gènes sur un ovocyte unique ou un embryon. Des analyses
transcriptomiques des ovocytes et d’embryons humains surnuméraires
ont ainsi été établies. Dans le domaine de la fertilité, cette
technique a été utilisée dans le but de comprendre au mieux le
développement ovocytaire et celui de l’embryon préimplantatoire. Ce
type d’approche a ainsi permis de mettre en évidence 5 331
transcrits surexprimés et 7 074 réprimés dans les ovocytes par
rapport aux tissus somatiques. Des transcrits communs des ovocytes
humains, des cellules souches embryonnaires humaines et murines ont
été identifiées, intervenant principalement dans la signalisation
TGFβ (transforming growth factor). Des études transcriptomiques des
ovocytes au stade vésicule germinale et métaphase II, et des
embryons préimplantatoires murins révèlent l’expression
différentielle de plus de 4 000 gènes pendant le développement
préimplantatoire. Deux groupes majeurs sont ainsi définis :
les gènes de l’ovocyte au stade de divisions de l’embryon, les
gènes du stade de l’embryon de 4 cellules au stade blastocyste.
Cette constatation corrèle avec la transition du génome maternel à
celui embryonnaire [38]. D’autres études révèlent des transcrits
exprimés de façons différentielles entre des ovocytes humains
matures et immatures et des cellules du cumulus [32-33]. Les
progrès constants réalisés grâce à la recherche fondamentale
révèlent de plus en plus la complexité du dialogue qui s’établit
entre l’ovocyte et les cellules épithéliales du cumulus qui
l’entourent (figure 2). Ce dialogue
joue un rôle essentiel dans l’acquisition par l’ovocyte de sa
compétence à la méiose et au développement embryonnaire. Les
cellules du cumulus, du fait de leur différenciation, influencent à
la fois la croissance et la maturation ovocytaire. Les échanges
entre ces deux compartiments se font par la mise en place de
jonctions communicantes entre l’ovocyte et son cumulus, étape
indispensable à l’action de gènes ainsi que pour le contrôle du
métabolisme ovocytaire. L’analyse et la compréhension des détails
du dialogue ovocyte-cumulus devraient permettre de mieux
appréhender la notion de compétence d’un ovocyte et permettre
d’espérer un jour en de nouvelles démarches diagnostiques de la
qualité ovocytaire.
Des études transcriptomiques de l’embryon humain
préimplantatoire à différents stades de son développement ont
permis de découvrir de nouveaux mécanismes de régulation du
développement précoce et d’identifier de nouveaux rôles à des gènes
connus dans d’autres contextes [39]. À présent, la compréhension
des résultats obtenus par des analyses microarrays est limitée par
nos connaissances incomplètes de ces voies de signalisation. Les
perspectives résident, d’une part, en la réalisation de microarrays
analysant l’expression simultanée d’un nombre plus restreint mais
plus ciblé de gènes, d’autre part, en l’utilisation de nouvelles
générations de puces multi-exons et sensibles aux méthylations. À
plus long terme, la protéine déterminant la fonction d’un gène
spécifique, il sera nécessaire de valider avec des analyses
protéomiques.
Les études actuelles ont cependant une approche très globale et
ne permettent pas encore de tirer des conclusions probantes. Des
études supplémentaires en termes de valeur prédictive doivent être
validées et devraient donner naissance à des tests génétiques de
diagnostic de la qualité ovocytaire et embryonnaire.
Conclusion
Malgré le progrès de la FIV depuis quelques décennies, plus de
50 % des embryons humains cultivés in vitro n’arrivent pas au
stade blastocyste en raison de défaut de développement et le nombre
de naissances par replacement d’embryon reste faible. Bien que le
développement embryonnaire précoce soit encore mal connu au niveau
moléculaire, l’utilisation du transcriptome et du protéome a déjà
permis une avancée majeure dans la compréhension de la première
semaine de la vie humaine et dans la définition de la compétence
ovocytaire et embryonnaire. Un enjeu majeur pour l’amélioration des
taux de succès de la FIV est d’approfondir nos connaissances sur
l’expression des gènes dans les ovocytes, les cellules du cumulus
et de l’embryon précoce, afin d’identifier des indicateurs
pertinents et fiables de la qualité ovocytaire et embryonnaire. Une
priorité pour les centres d’AMP dans le but d’optimiser les
résultats de la FIV réside en l’identification de marqueurs
moléculaires des ovocytes ou des cellules du cumulus en corrélation
avec la compétence de l’embryon au développement. L’identification
des embryons ayant le meilleur pronostic implantatoire est donc
aujourd’hui un enjeu d’intérêt public.
Remerciements
Une partie de ce travail a été partiellement soutenue par les
laboratoires Ferring et Organon France ainsi que le CHU de
Montpellier.
Références
1 Meriano JS, Alexis J, Visram-Zaver S, Cruz M,
Casper RF. Tracking of oocyte dysmorphisms for ICSI patients
may prove relevant to the outcome in subsequent patient cycles. Hum
Reprod 2001 ; 16 : 2118-23.
2 Hazout A. In response to the article by Antoine JM, et
al. Therapeutic management of ovarian dystrophy and insufficiency
appearing in patients with recent abortion. Gynecol Obstet Fertil
2000 ; 28 : 205-10 ; (Gynecol Obstet Fertil
2000 ; 28 : 835).
3 Cohen Y, Malcov M, Schwartz T, et al.
Spindle imaging : a new marker for optimal timing of ICSI? Hum
Reprod 2004 ; 19 : 649-54.
4 Rienzi L, Ubaldi F, Martinez F, et al.
Relationship between meiotic spindle location with regard to the
polar body position and oocyte developmental potential after ICSI.
Hum Reprod 2003 ; 18 : 1289-93.
5 Munne S, Tang YX, Grifo J, Cohen J. Origin
of single pronucleated human zygotes. J Assist Reprod Genet
1993 ; 10 : 276-9.
6 Balakier H, Bouman D, Sojecki A,
Librach C, Squire JA. Morphological and cytogenetic
analysis of human giant oocytes and giant embryos. Hum Reprod
2002 ; 17 : 2394-401.
7 Pellestor F, Andreo B, Arnal F, Humeau C,
Demaille J. Maternal aging and chromosomal
abnormalities : new data drawn from unfertilized human
oocytes. Hum Genet 2003 ; 112 : 195-203.
8 Scott L, Alvero R, Leondires M, Miller B.
The morphology of human pronuclear embryos is positively related to
blastocyst development and implantation. Hum Reprod 2000 ;
15 : 2394-403.
9 Tesarik J, Greco E. The probability of abnormal
preimplantation development can be predicted by a single static
observation on pronuclear stage morphology. Hum Reprod 1999 ;
14 : 1318-23.
10 Tesarik J, Junca AM, Hazout A, et al.
Embryos with high implantation potential after intracytoplasmic
sperm injection can be recognized by a simple, non-invasive
examination of pronuclear morphology. Hum Reprod 2000 ;
15 : 1396-9.
11 Manor D, Kol S, Lewit N, et al.
Undocumented embryos : do not trash them, FISH them. Hum
Reprod 1996 ; 11 : 2502-6.
12 Staessen C, Van Steirteghem AC. The chromosomal
constitution of embryos developing from abnormally fertilized
oocytes after intracytoplasmic sperm injection and conventional in
vitro fertilization. Hum Reprod 1997 ; 12 : 321-7.
13 De Placido G, Wilding M, Strina I, et al.
High outcome predictability after IVF using a combined score for
zygote and embryo morphology and growth rate. Hum Reprod
2002 ; 17 : 2402-9.
14 Munne S, Alikani M, Tomkin G, Grifo J,
Cohen J. Embryo morphology, developmental rates, and maternal
age are correlated with chromosome abnormalities. Fertil Steril
1995 ; 64 : 382-91.
15 Marquez C, Sandalinas M, Bahce M,
Alikani M, Munne S. Chromosome abnormalities in 1,255
cleavage-stage human embryos. Reprod Biomed Online 2000 ;
1 : 17-26.
16 Munne S, Weier HU, Grifo J, Cohen J.
Chromosome mosaicism in human embryos. Biol Reprod 1994 ;
51 : 373-9.
17 Magli MC, Jones GM, Gras L, Gianaroli L,
Korman I, Trounson AO. Chromosome mosaicism in day 3
aneuploid embryos that develop to morphologically normal
blastocysts. Hum Reprod 2000 ; 15 : 1781-6.
18 Jackson KV, Ginsburg ES, Hornstein MD,
Rein MS, Clarke RN. Multinucleation in normally
fertilized embryos is associated with an accelerated ovulation
induction response and lower implantation and pregnancy rates in
fertilization-embryo transfer cycles. Fertil Steril 1998 ;
70 : 60-6.
19 Kligman I, Benadiva C, Alikani M,
Munne S. The presence of multinucleated blastomeres in human
embryos is correlated with chromosomal abnormalities. Hum Reprod
1996 ; 11 : 1492-8.
20 Munne S, Cohen J. Chromosome abnormalities in human
embryos. Hum Reprod Update 1998 ; 4 : 842-55.
21 Alikani M, Calderon G, Tomkin G,
Garrisi J, Kokot M, Cohen J. Cleavage anomalies in
early human embryos and survival after prolonged culture in vitro.
Hum Reprod 2000 ; 15 : 2634-43.
22 Chatzimeletiou K, Morrison EE, Prapas N,
Prapas Y, Handyside AH. Spindle abnormalities in normally
developing and arrested human preimplantation embryos identified by
confocal laser scanning microscopy. Hum Reprod 2005 ;
20 : 672-82.
23 Racowsky C, Combelles CM, Nureddin A,
et al. Day 3 and day 5 morphological predictors of embryo
viability. Reprod Biomed Online 2003 ; 6 : 323-31.
24 Rienzi L, Ubaldi F, Iacobelli M, et al.
Significance of morphological attributes of the early embryo.
Reprod Biomed Online 2005 ; 10 : 669-81.
25 Van Blerkom J, Davis P, Alexander S. À
microscopic and biochemical study of fragmentation phenotypes in
stage-appropriate human embryos. Hum Reprod 2001 ; 16 :
719-29.
26 Antczak M, Van Blerkom J. Temporal and spatial
aspects of fragmentation in early human embryos : possible
effects on developmental competence and association with the
differential elimination of regulatory proteins from polarized
domains. Hum Reprod 1999 ; 14 : 429-47.
27 Trounson A, Sathananthan AH. The application of
electron microscopy in the evaluation of two- to four-cell human
embryos cultured in vitro for embryo transfer. J In Vitro Fert
Embryo Transf 1984 ; 1 : 153-65.
28 Alikani M, Cohen J, Tomkin G, Garrisi GJ,
Mack C, Scott RT. Human embryo fragmentation in vitro and
its implications for pregnancy and implantation. Fertil Steril
1999 ; 71 : 836-42.
29 Dobson AT, Raja R, Abeyta MJ, et al. The
unique transcriptome through day 3 of human preimplantation
development. Hum Mol Genet 2004 ; 13 : 1461-70.
30 Li SS, Liu YH, Tseng CN, Singh S.
Analysis of gene expression in single human oocytes and
preimplantation embryos. Biochem Biophys Res Commun 2006 ;
340 : 48-53.
31 Oliveri RS, Kalisz M, Schjerling CK,
Andersen CY, Borup R, Byskov AG. Evaluation in
mammalian oocytes of gene transcripts linked to epigenetic
reprogramming. Reproduction 2007 ; 134 : 549-58.
32 Assou S, Anahory T, Pantesco V, et al.
The human cumulus--oocyte complex gene-expression profile. Hum
Reprod 2006 ; 21 : 1705-19.
33 Gasca S, Pellestor F, Assou S, et al.
Identifying new human oocyte marker genes : a microarray
approach. Reprod Biomed Online 2007 ; 14 : 175-83.
34 Santos F, Hendrich B, Reik W, Dean W.
Dynamic reprogramming of DNA methylation in the early mouse embryo.
Dev Biol 2001 ; 241 : 172-82.
35 Ko MSH, Kitchen JR, Wang X, et al.
Large-scale cDNA analysis reveals phased gene expression patterns
during preimplantation mouse development. Development 2000 ;
127 : 1737-49.
36 Sharov AA, Piao Y, Matoba R, et al.
Transcriptome analysis of mouse stem cells and early embryos. PLoS
Biol 2003 ; 1 : 410-9.
37 Hamatani T, Carter MG, Sharov AA, Ko MSH.
Dynamics of global gene expression changes during mouse
preimplantation development. Dev Cell 2004 ; 6 :
117-31.
38 Wang QT, Piotrowska K, Ciemerych MA,
et al. A genome-wide study of gene activity reveals
developmental signaling pathways in the preimplantation mouse
embryo. Dev Cell 2004 ; 6 : 133-44.
39 Hamatani T, Daikoku T, Wang H, et al.
Global gene expression analysis identifies molecular pathways
distinguishing blastocyst dormancy and activation. PNAS 2004 ;
101 : 10326-31.
|
Version imprimable
Version PDF
