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Au cours de l'évolution, deux mécanismes de lutte contre
les agents infectieux ont été sélectionnés.
Tout d'abord, l'immunité innée, phylogénétiquement
la plus ancienne, qui, en distinguant les éléments du «
soi » et du « non-soi » infectieux, constitue la première
ligne de défense contre les agressions microbiennes chez toutes
les espèces vivantes [1]. Les vertébrés ont ensuite
développé l'immunité adaptative qui leur permet de
garder une résistance acquise ou mémoire immunitaire contre
les micro-organismes qui les ont agressés.
Lors d'une infection bactérienne aiguë, il se produit une
réaction locale et/ou systémique caractérisée
par l'augmentation de l'expression de protéines pro-inflammatoires
comme les cytokines, les molécules de l'adhérence ou les
chimiokines [2], indispensables pour les défenses anti-infectieuses,
mais qui peuvent paradoxalement être responsables des manifestations
cliniques et biologiques du choc septique.
Chez les mammifères, l'expression de la plupart de ces protéines
pro-inflammatoires est contrôlée par NF-kB (nuclear factor-kappa
B), un activateur transcriptionnel activant les régions promotrices
des gènes codant pour ces protéines (tableau
1). L'activation quasi immédiate du NF-kB après
la reconnaissance d'un « non-soi » infectieux nécessite
un système de signalisation intracellulaire (figure
1). Il est tout à fait remarquable de constater que le
système de signalisation propre à l'immunité innée
des insectes et des plantes est très similaire à celui du
NF-kB des vertébrés [1], suggérant l'existence d'un
système immunitaire hautement conservé au cours de l'évolution.
Le facteur transcriptionnel NF-kB active les gènes
des protéines pro-inflammatoires
Chez les mammifères, NF-kB est un facteur transcriptionnel ubiquitaire
capable de se fixer sur une séquence d'une dizaine de nucléotides,
située au niveau des régions promotrices des gènes
codant pour les protéines pro-inflammatoires (figure
2). NF-kB existe dans toutes les cellules sous forme inactive
localisée dans le cytoplasme. Sous l'influence d'une grande variété
de stimulations pro-inflammatoires [3] in-cluant TNF-alpha, l'IL1ß
et le LPS, le complexe NF-kB est activé et migre rapidement vers
le noyau [4]. Chaque stimulus emprunte une voie de signalisation à
partir de récepteurs spécifiques, tels que les récepteurs
du TNF-alpha, de l'IL1ß ou des récepteurs TLR (toll like
receptor) homologues du récepteur Toll chez la drosophile [5] et
capables de reconnaître des constituants de la paroi bactérienne,
dont le LPS.
Le facteur transcriptionnel NF-kB
NF-kB est un complexe homo- ou hetérodimérique composé
d'unités appartenant à la famille des protéines Rel.
La structure de chacune de ces protéines se caractérise
par un domaine RHD (Rel-homology domain) amino-terminal, responsable de
la liaison à l'ADN, de la dimérisation et de l'adressage
nucléaire grâce à une séquence peptidique spécifique
appelée NLS (nuclear localisation sequence). Chez les mammifères,
cinq protéines appartenant à cette famille ont été
décrites : p65 (Rel A), c-Rel, RelB, p50 et p52. La dimérisation
du NF-kB peut être formé d'une combinaison quelconque de
protéines de la famille Rel. Toutefois, l'hétérodimère
p50/p65 constitue, pour la plupart des cellules, le complexe NF-kB prédominant
et le plus actif sur le plan transcriptionnel.
Le dimère NF-kB est produit de façon constitutive, mais
reste séquestré dans le cytoplasme sous une forme inactive
par une liaison non covalente avec des IkBs (inhibiteurs du NF-kB). Six
protéines IkBs interagissant avec les dimères NF-kB sont
actuellement connues : IkB-alpha, IkB-ß, IkB-gamma (p105), IkB-delta
(p100), IkB-epsilon et Bcl-3. La structure primaire des IkBs se caractérise
par l'existence de séquences répétées d'une
trentaine d'acides aminés appelées ankirines, par l'intermédiaire
desquelles les IkBs interagissent avec les domaines RHD et NLS des protéines
Rel. Parmi ces IkBs, seuls IkB-alpha, IkB-ß et IkB-epsilon permettent
de contrôler l'activation transcriptionnelle par NF-kB en réponse
à une stimulation cellulaire. Ces différents isoformes des
IkBs ont pour cible différentes combinaisons de protéines
Rel. IkB-alpha et IkB-ß se fixent aux hétérodimères
p50/p65 et p50/c-Rel, alors que IkB-epsilon se lie aux homodimères
p65 et c-Rel.
La phosphorylation et la dégradation de IkB-alpha
et IkB-ß
Tous les stimuli capables d'induire l'activation du NF-kB (PMA, TNF-alpha,
l'IL1ß ou LPS) entraînent une phosphorylation quasi immédiate
de IkB-alpha, suivie d'une dégradation complète dans le
cytoplasme en moins de 10 minutes. Cette phosphorylation induit un signal
pour une polyubiquitination précédant la dégradation
de IkB par la voie du protéasome 26S. Ainsi libéré
de son inhibiteur naturel, le dimère NF-kB expose sa séquence
du signal d'adressage intranucléaire NLS lui permettant de transloquer
vers le noyau, où il se fixe sur les séquences kB du promoteur
des gènes cibles pour activer leur transcription (figure
1). Le promoteur du gène de IkB-alpha est également
sous le contrôle du NF-kB, de sorte que sa dégradation stimule
sa propre production. Il réapparaît dans le cytoplasme 60
minutes après le début de la stimulation cellulaire pour
interrompre la translocation nucléaire du NF-kB. La synthèse
de novo de IkB-alpha constitue ainsi un mécanisme de rétrocontrôle
négatif efficace, qui permet à la cellule de retrouver son
état quiescent initial.
IkB-ß joue un rôle physiologique différent de IkB-alpha.
D'une part, sa dégradation survient plus tardivement et dépend
du type cellulaire et de la nature du signal [6], puisqu'elle est induite
par l'IL1ß, le LPS, la protéine Tax de HTLV-1, et non par
le TNF-alpha [7]. D'autre part, sa dégradation permet de maintenir
une activité transcriptionnelle prolongée puisque la fraction
de IkB-ß néosynthétisée bien qu'elle puisse
se fixer au complexe NF-kB, elle ne parvient pas à masquer le domaine
NLS [8, 9]. Ainsi, NF-kB continue à transloquer vers le noyau,
se fixer à l'ADN et maintenir une transcription active [9].
L'activation du NF-kB est un phénomène biphasique où
la première phase, constante mais transitoire, dépend de
la dégradation de IkB-alpha, et la deuxième phase, non obligatoire
et due à la dégradation de IkB-ß, maintient une activation
persistante du NF-kB.
Les protéine-kinases de la cascade d'activation
du NF-kB
La phosphorylation de deux résidus serines de IkB-alpha et IkB-ß
est donc une étape clé, précédant toute activation
du NF-kB. Elle est assurée par deux protéines-kinases très
homologues, nommées IKK-alpha et IKK-ß (IkB-kinase alpha-
ou ß subunit). Ces kinases associées en hétérodimères
appartiennent à la famille des MAP2K (mitogen activated protein
kinase kinase). Récemment, des résultats obtenus chez
la souris knock-out démontrent que IKK-alpha et IKK-ß
ont des rôles distincts, indispensables et non redondants pour l'activation
du NF-kB. L'activation du NF-kB par IKK-alpha contrôle des gènes
impliqués dans l'embryogenèse alors que l'activation NF-kB
par IKK-ß contrôle exclusivement les gènes impliqués
dans l'apoptose et la réponse inflammatoire [10, 11].
La phosphorylation des IKKs qui permet de les activer est assurée
en amont de la cascade par des protéines appartenant à la
famille des MAP3K (MAP kinase kinase kinase) (figure
3). Deux MAP3K, NIK (NF-kB inducing kinase) et MEKK-1 (MAP/extracellular
responsive kinase kinase-1) pourraient être responsables de l'activation
des IKKs [12]. Il a été suggéré que IKK-alpha
constituait un meilleur substrat pour NIK, alors que MEKK-1 phosphorylait
préférentiellement IKK-alpha [13]. En amont de la cascade
de signalisation intracellulaire conduisant à l'activation de MEKK-1,
il a été démontré que l'activation de GTPases
de petites tailles (Rac-1, Cdc42) entraînait également une
activation de la voie du NF-kB [14].
IKK-alpha et IKK-ß font partie d'un complexe de haut poids moléculaire
au sein duquel d'autres composés auraient un rôle de protéines
adaptatrices. Deux protéines, NEMO (NF-kB essential modulator ou
IKK-alpha) et IKAP (IKK-complex-associated protein) semblent indispensables
pour l'activité des kinases après stimulation par le TNF-alpha,
l'IL1ß ou le LPS [15, 16]. Il paraît évident que d'autres
protéines constituant le complexe de haut poids moléculaire
devraient être identifiées prochainement. Ainsi, la compréhension
du mécanisme d'activation et de régulation des IKKs ainsi
que leur interaction avec les autres protéines du complexe de haut
poids moléculaire reste actuellement une question capitale pour
la découverte de nouvelles cibles thérapeutiques.
La stimulation de la cascade
d'activation du NF-kB
La stimulation de la réponse immune innée lors d'une infection
bactérienne se traduit par une production rapide de cytokines,
telles que l'IL1ß et le TNF-alpha. Ces cytokines jouent un rôle
central dans la régulation de la réponse inflammatoire locale
et systémique en activant l'expression de plusieurs familles de
gènes eux-mêmes impliqués dans la réponse pro-inflammatoire
aiguë [17]. Les stimuli les mieux caractérisés pour
l'activation du NF-kB sont l'IL1ß et le TNF-alpha. La transduction
d'un signal intracellulaire utilise un système de récepteurs
transmembranaires spécifiques qui empruntent des voies de signalisation
intracellulaires distinctes. La famille des récepteurs TLR joue
un rôle fondamental dans la reconnaissance du « non- soi »
infectieux par l'immunité innée et activent NF-kB par un
mécanisme de signalisation similaire à celui de l'IL1ß
[18].
Ces voies de signalisation semblent converger vers l'activation de NIK
et des IKKs. En amont, NIK interagit avec des protéines adaptatrices
de la famille des TRAF (TNF receptor associated factor).
La voie de signalisation intracellulaire des récepteurs
à l'IL1 et des TLR
Deux récepteurs membranaires à l'IL1, IL1R1 et IL1R2 sont
connus à ce jour, ainsi qu'un récepteur accessoire à
IL1R1 (IL1RAcp) [17]. La structure de leur domaine extracellulaire appartient
à la superfamille des immunoglobulines puisqu'ils sont composés
de plusieurs domaines de structure similaire aux immunoglobulines. Le
récepteur IL1R2 possède un petit domaine intracellulaire
de 26 acides aminés mais ne permet pas de transduire le signal
en présence d'IL1ß. La structure primaire du domaine intracellulaire
du IL1R1 présente une homologie de 45 % avec celle du récepteur
Toll initialement décrit chez Drosophila melanogaster, qui
se caractérise par un domaine extracellulaire LRR (Leucin Rich
Repeats). Parallèlement à son rôle dans le développement
embryonnaire, le récepteur Toll participe chez la drosophile adulte
à la réponse anti-microbienne et notamment antifongique
en contrôlant la production de peptides antimicrobiens (drosomycine,
cécropine, attacine, et défencine) [19]. L'interaction de
Toll avec son ligand appelé Spatzle, entraîne une activation
du facteur transcriptionnel Dorsal ; l'homologue du facteur transcriptionnel
NF-kB humain (figure 4).
Ses similarités ont récemment conduit à l'identification
et au clonage, chez les mammifères et en particulier chez l'homme,
de plusieurs homologues au récepteur Toll (TLR) [20]. En raison
des homologies des domaines cytoplasmiques des récepteurs de la
famille à l'IL1 et de ceux de la famille des TLR, ils sont désormais
désignés sous le nom de domaines TIR (Toll/IL1R homology
domain) [20].
La voie de signalisation intracellulaire empruntée par l'IL1R1
et les TLRs partage des ressemblances étonnantes avec celle activée
par le récepteur Toll de la drosophile (figure
4). En effet, la signalisation intracellulaire générée
par l'interaction Toll/Spatzle chez Drosophila melanogaster nécessite
une protéine adaptatrice appelée Tube, lui permettant de
s'associer à la protéine kinase Pelle qui active le facteur
transcriptionnel Dorsal. Chez les mammifères, la protéine
MyD88 serait l'homologue fonctionnel de Tube, et semble indispensable
à la transduction d'un signal généré par un
récepteur de la famille de l'IL1 ou des TLRs [18, 21, 22].
La structure de MyD88 se distingue par un domaine TIR carboxy-terminal
et pour un domaine DD amino-terminal, par l'intermédiaire duquel
elle se lie en aval à une sérine/thréonine kinase
appelée IRAK (IL1R Associated Kinase), homologue à la protéine
kinase Pelle de la drosophile. Après stimulation par l'IL1ß,
IRAK est phosphorylée, se décroche du complexe MyD88-IRAK,
se lie à TRAF.6 dans le cytoplasme [23] et active les protéines
de la famille des MAP3K, TAK1 [24] et NIK. Bien que très similaires,
les voies de signalisation par les récepteurs TLR et IL1R ne semblent
pas identiques en terme d'expression de gènes cibles [18].
La voie de signalisation intracellulaire du récepteur
au TNF
Il existe deux récepteurs au TNF, TNFR1 (75 kDa) et TNFR2 (55
kDa), appartenant à une vaste famille de récepteurs se caractérisant
par un domaine extracellulaire possédant des régions riches
en cystéines. Au niveau de la région intracytoplasmique,
seuls quelques récepteurs partagent une certaine homologie par
l'existence d'un domaine DD : FAS et TNFR. L'appellation donnée
au domaine intracellulaire tient au fait que tous ces récepteurs
sont exclusivement impliqués dans l'apoptose, à l'exception
du TNFR qui transduit le signal aussi bien pour l'apoptose que pour l'activation
du facteur transcriptionnel NF-kB [25]. Lors d'une stimulation par le
TNF-alpha, le récepteur TNFR1 s'agrège, réalisant
une structure trimérique suggérant que l'interaction des
domaines DD cytoplasmiques permet d'initier le signal de transduction.
L'activation de la voie du NF-kB par le TNF est principalement médiée
par la protéine adaptatrice TRAF.2 qui se lie directement au TNFR2
et indirectement au TNFR1 en s'associant aux protéines TRADD (TNF
Receptor Assaciated Death Domain) et RIP (Receptor Interacting Protein)
[25, 26] (figure 1). L'interaction
de TRAF.2 avec NIK permet d'activer la cascade des kinases aboutissant
à l'activation du NF-kB.
L'activation parallèle de l'apoptose par le TNF-alpha permis
de comprendre le rôle anti-apoptotique joué par NF-kB [27].
L'activation du facteur transcriptionnel NF-kB induirait l'expression
de protéines protégeant la cellule de l'apoptose [28-30].
L'inhibition du phénomène apoptotique pourrait favoriser
la survie intracellulaire de certaines bactéries telles que Rickettsia
rickettsii [31].
L'activation du NF-kB lors d'une infection
Une infection bactérienne induit chez l'hôte une réponse
immuno-inflammatoire d'intensité variable connue sous le nom de
sepsis pour sa forme bénigne, et de choc septique pour sa forme
la plus grave puisqu'on attribue une mortalité d'environ 50 %.
Cette réaction se caractérise par une sécrétion
précoce de IL1ß et de
TNF alpha suivie de l'expression d'autres protéines pro-inflammatoires
solubles (cytokines, médiateurs lipidiques, monoxyde d'azote...)
ou membranaires (récepteurs aux cytokines, molécules de
l'adhérence, facteur tissulaire) [32]. Cette réaction est
directement déclenchée par de nombreux produits de la paroi
bactérienne, tels que le lipopolysaccharide (LPS) des bactéries
à Gram négatif, mais aussi par certains autres constituants
abondants chez les bactéries à Gram positif (peptidoglycanes,
acides lipotéichoïques...), ou encore d'autres facteurs sécrétés
ou associés aux bactéries.
L'activation du NF-kB par les constituants de la
paroi bactérienne
Le LPS des bactéries à Gram négatif
Le LPS est le constituant principal de la membrane externe des bactéries
à Gram négatif. Il est constitué de trois régions
distinctes : (1) le lipide A, composé d'un disaccharide lié
en ß(1-6) à une longue chaîne d'acides gras, qui est
le site actif de la molécule ; (2) une région centrale,
caractérisée par sa constitution en un heptose inhabituel,
le KDO (2-keto-3-deoxyoctonic), dont la présence semble indispensable
à l'activité biologique du lipide A ; (3) une chaîne
polysaccharide ayant principalement une fonction antigénique. Le
mécanisme d'activation cellulaire par le LPS nécessite une
interaction avec une protéine plasmatique, la LBP (LPS binding
protein) et un récepteur membranaire, le CD14, présent
à la surface des cellules de la lignée myélomonocytaire.
Le CD14 existe également sous forme soluble, ce qui permet aux
cellules qui ne l'expriment pas constitutivement à leur surface
(cellules endothéliales...) d'être stimulées par le
LPS. Cependant, le CD14 ne possède pas de domaine intracellulaire
capable de transduire un signal sur le versant intracellulaire, impliquant
l'existence d'un co-récepteur. La première découverte
importante faite en 1998 était celle de l'identification du gène
responsable de l'insensibilité au LPS de certaines lignées
de souris (C3H/Hej et C57/10ScCr). Celles-ci possèdent une mutation
au niveau du locus correspondant à un récepteur de la famille
des TLR ; il s'agit du TLR4 murin [33]. Le phénotype de ces souris
est celui d'une résistance aux doses létales d'endotoxines,
mais en contrepartie elles sont très sensibles aux infections par
des bactéries à Gram négatif. Le LPS n'étant
pas intrinsèquement toxique, il est logique d'imaginer que sa reconnaissance
par l'immunité innée comme un élément du «
non-soi » infectieux soit essentiel à l'induction d'une réponse
adaptée pour la défense antibactérienne. Il a ensuite
été démontré que l'expression du récepteur
TLR2 est à l'origine de la réactivité cellulaire
vis-à-vis du LPS chez l'homme [34]. Il n'est pour l'instant pas
évident que le récepteur TLR4 murin soit fonctionnellement
équivalent au TLR2 humain en termes de réponse au LPS. Bien
que l'intégration du signal par le biais de l'antigène CD14
reste encore à élucider, les TLR jouent le rôle de
corécepteur de l'antigène CD14 et sont essentiels à
la transduction du signal jusqu'à l'activation du NF-kB grâce
à leur domaine transmembranaire TIR.
Peptidoglycanes et acides téichoïques
Le peptidoglycane (PG) et les acides téichoïques (TA) sont
les principaux constituants de la paroi des bactéries à
Gram positif (Streptococcus, Staphylococcus, Listeria monocytogenes...).
Le PG se trouve au sein d'une couche épaisse placée autour
de la membrane plasmique de la bactérie. Il est formé par
une chaîne polyosidique, le glycane, constituée de N-acétylglucosamine
et de son ester lactique, l'acide N-acétylmuramique, sur
lequel s'attachent plusieurs unités tétrapeptidiques. Les
TA, étroitement associés au PG, sont des polymères
de glycérol-phosphate contenant des sucres (ribitol, mannitol)
et de grandes quantités de D-alanine. Les acides lipotéichoïques
(LTA) sont les TA associées aux glycolipides de la membrane cytoplasmique.
Le PG et les TA sont à l'origine de l'induction d'un choc septique
chez des patients infectés par des bactéries à Gram
positif. À l'instar du LPS, ils induisent une réaction inflammatoire
par un mécanisme dépendant de l'expression de l'antigène
CD14 membranaire [35]. L'activation cellulaire qu'ils entraînent
est principalement observée au niveau des cellules de la lignée
myélomonocytaire, et semble dépendante d'une transduction
du signal par la voie du NF-kB [36]. Chez l'homme, le récepteur
cellulaire des PG et des LTA a récemment été identifié.
Il s'agit, comme pour le LPS, du TLR2, alors que les récepteurs
TLR1 et TLR4 ne jouent aucun rôle pour la transmission du signal
lors d'une stimulation cellulaire par les PG ou les LTA [37]. Néanmoins,
à la différence du LPS, l'activation cellulaire induite
par les PG et les LTA est amplifiée uniquement par la co-expression
de la protéine CD14 membranaire, alors que le CD14 soluble ne semble
pas jouer de rôle [37, 38].
Les lipoprotéines bactériennes (LPB)
Les LPB sont également localisées dans les membranes des
bactéries à Gram négatif et à Gram positif,
incluant les mycobactéries Treponema pallidum, Mycoplasma
et Borrelia burgdorferi [32]. Elles se caractérisent par
leur lipo-aminoacide N-terminal : N-acyl-S-diacylglyceryl cystéine.
La LPB de B. burgdorferi, OspA [39, 40] et une LPB de 47 kDa de
T. pallidum [41] avaient été identifiées par
leur capacité à activer NF-kB. Une LPB de 19 kDa de M.
tuberculosis est aussi capable d'activer NF-kB en reconnaissant le
TLR2 [42]. Il a été montré que les LPB par l'intermédiaire
du TLR2 non seulement sont capables d'induire une activation cellulaire,
mais peuvent également induire une apoptose comme les récepteurs
de la famille du TNF [43]. L'intégrité du lipopeptide N-terminal
est fondamentale à l'activité biologique des LPB par l'intermédiaire
des TLR [42, 43] et constitue une cible idéale pour la reconnaissance
d'un « non-soi » infectieux par l'immunité innée,
puisqu'il est largement retrouvé dans le monde procaryote.
Les autres constituants de la paroi bactérienne
Le lipoarabinomannane (LAM) est un constituant majeur de la paroi des
Mycobacterium capable d'activer les cellules macrophagiques en
stimulant la sécrétion de cytokines pro-inflammatoires (TNF-alpha,
IL1ß, IL6, IL8, IL12), suggérant une activation du NF-kB
[44]. Il reste à préciser si le LAM active NF-kB directement
ou indirectement par l'intermédiaire des radicaux libres de l'oxygène
[45] ou par un effet autocrine dû à la production de cytokines.
Toutefois, il est intéressant de signaler que le LAM provenant
d'une souche de M. tuberculosis non virulente (souche H37Ra) n'est
pas capable de stimuler la production de TNF-alpha, contrairement à
la souche virulente [46]. Enfin, l'activation directe du NF-kB au niveau
des cellules monocytaires a également été rapportée
pour des dérivés lipidiques de Mycoplasma penetrans
[47] ou pour le lipophosphoglycane de Leishmania donovani [48].
L'activation du NF-kB par des facteurs de virulence
bactérienne
Parallèlement aux constituants des parois bactériennes
caractéristiques des grandes familles de pathogènes, chaque
bactérie produit des effecteurs de virulence propre à leur
physiopathologie. Au niveau de l'hôte, ces facteurs permettent aux
bactéries d'adhérer, d'envahir et de disséminer au
sein des tissus. Certaines bactéries à Gram négatif
possèdent des systèmes de virulence complexes, notamment
des systèmes de sécrétion de type III ou de type
IV, qui semblent directement impliqués dans l'activation du NF-kB.
Cependant, la nature des effecteurs et/ou les mécanismes biochimiques
par lesquels ils induisent cette activation ne sont pour l'instant que
partiellement connus.
Les adhésines
L'adhésion d'une bactérie au niveau d'une surface épithéliale
(digestive, respiratoire ou urogénitale) est une première
étape essentielle précédant tout processus invasif.
Les structures bactériennes permettant cette adhérence sont
d'une part les structures flagellaires (fimbriae ou pili), et d'autre
part, des structures non flagellaires, incluant toutes les autres adhésines.
Les adhésines bactériennes sont capables de se lier à
une grande variété de molécules présentes
à la surface des cellules de l'hôte. L'implication directe
de ces structures dans l'activation du NF-kB a été démontrée
pour Pseudomonas aeruginosa et Neisseria gonorrhoeae, mais
les mécanismes de signalisation restent méconnus. P.
aeruginosa infecte chroniquement l'épithélium trachéobronchique
des patients atteints de mucoviscidose en provoquant une réaction
inflammatoire intense secondaire à l'augmentation d'IL8. Cet effet
résulte directement de la liaison des pili de P. aeruginosa
avec leurs récepteurs non sialylés, asialoGM1 [49]. L'infection
des muqueuses urogénitales par N. gonorrehoeae se caractérise
par une réaction inflammatoire intense marquée par une infiltration
massive de polynucléaires et de monocytes. Elle provoque une lésion
de la barrière épithéliale qui facilite le passage
de la bactérie vers les tissus sous-jacents. L'adhésion
de N. gonorrehoeae dépendant de l'expression de la piline
et de la protéine d'opacité, Opa, est directement responsable
de l'activation du NF-kB et la production de cytokines inflammatoires.
L'invasion des cellules épithéliales par N. gonorrehoeae
n'est pas nécessaire puisqu'une activité transcriptionnelle
persiste malgré une traitement des cellules par la cytochalasine
D [50]. La voie de signalisation n'est pas connue pour l'instant.
Les systèmes de sécrétion
de type III
Le système de sécrétion de type III, propre aux
bacilles à Gram négatif, est également appelé
système de sécrétion induit par le contact. Il représente
pour les bactéries un mécanisme de virulence sophistiqué
lui permettant de sécréter des produits en les délivrant
au cytoplasme de la cellule hôte [51]. La bactérie peut ainsi
léser ou envahir les cellules constituant une couche épithéliale.
L'ensemble des gènes (au minimum huit) nécessaires au fonctionnement
du système sont généralement regroupés au
niveau du chromosome ou d'un plasmide [51].
Escherichia coli entéropathogène (EPEC) est une
entérobactérie responsable de diarrhées, notamment
chez l'enfant. Sa virulence tient à son système de sécrétion
de type III qui favorise son adhésion au niveau de l'épithélium
digestif grâce aux protéines EspA et EspB [52] et provoque
un réarrangement du cytosquelette qui se traduit par un effacement
des microvillosités cellulaires. Alors que les EPEC activent NF-kB
au niveau des cellules épithéliales par un mécanisme
ne dépendant pas du LPS, la mutation des gènes contrôlant
l'adhésion est suffisante pour abolir cette activation. Cependant,
le mécanisme de signalisation reste à définir.
D'autres bactéries entéropathogènes telles que
Shigella, Samonella, et Yersinia possèdent également
un système de sécrétion de type III. Pour Salmonella,
ce système est codé par un ensemble de gènes connus
sous le nom de complexe inv-spa localisé au niveau du centiosome
63 du chromosome sous forme d'un îlot de pathogénicité.
En ce qui concerne Shigella, le complexe est connu sous le nom
de mix-spa, se trouve sur un plasmide de virulence et permet la
sécrétion des protéines Ipa A, -B, C et -D (ivasion
plasmid antigen). Au niveau de la cellule hôte, Shigella
et Salmonella activent plusieurs voies de signalisation intracellulaires
qui provoquent des ondulations de la membrane plasmique par réarrangement
du cytosquelette. Ces modifications qui favorisent l'internalisation de
la bactérie au sein de la cellule hôte sont dues à
l'activation de GTPases telles que Rho, Rac-1 ou Cdc42. Néanmoins,
comme pour les EPEC, l'adhésion de la bactérie est suffisante
pour provoquer une activation de NF-kB [53]. La protéine SpoE sécrétée
par Salmonella interagit en amont de MEKK 1 au niveau de la GTPase
Cdc42 et est probablement à l'origine de l'activation du NF-kB
[54]. Il n'existe pas d'homologue à la protéine SpoE chez
Shigella, dont l'invasion des cellules épithéliales
dépend de son interaction avec la GTPase Rho mais pas avec Rac
ni avec Cdc42 [55]. Contrairement à Salmonella, l'endocytose
de Shigella est indispensable à l'activation du NF-kB [56].
À ce propos, il est intéressant de constater que Shigella
provoque une apoptose associée à une réaction inflammatoire
caractérisée par la sécrétion d'IL1ß
dans le milieu extracellulaire, mais pas des autres cytokines telles que
TNF-alpha ou IL6 [57]. Le mécanisme récemment suggéré
est celui d'une activation de la caspase I ou ICE (IL1ß converting
enzyme) par une interaction directe avec IpaB, qui clive la proIL1ß
en une forme mature pouvant être sécrétée [57].
La nature, et le mécanisme direct ou indirect de l'activation du
NF-kB par Shigella reste à établir.
Le genre Yersinia inclut 3 espèces pathogènes pour
l'homme. Y. pestis est l'agent étiologique de la peste,
et Y. pseudotuberculosis et Y. enterolytica sont surtout
responsables de gastro-entérites et de lymphadénopathies.
Les gènes codant pour le système de sécrétion
de type III se trouvent au niveau d'un plasmide de virulence (pYV) qui
permet de délivrer à l'intérieur des cellules eucaryotes
les protéines Yops (Yersinia outer proteins) [58, 59]. Les
différents mécanismes de signalisation induits au niveau
de la cellule hôte pour favoriser l'adhésion et l'invasion
des cellules épithéliales sont actuellement bien décrits
[60]. Cependant, bien que le LPS constituant leur paroi puisse induire
une réponse inflammatoire puissante, ces trois espèces ont
en commun la faculté d'échapper à la réaction
immune de l'hôte au point de pouvoir se multiplier dans les ganglions
lymphatiques sans entraîner de réaction inflammatoire [58].
Parallèlement à l'inhibition de la phagocytose en paralysant
l'actine du cytosquelette des cellules phagocytaires, la virulence de
Yersinia se caractérise également par l'inhibition
de l'activation du NF-kB et de la sécrétion de protéines
pro-inflammatoires [61]. Parmi les protéines synthétisées
par pYV chez Y. pseudotuberculosis, la protéine YopJ est
probablement responsable de l'inhibition de la translocation nucléaire
du NF-kB. Le mécanisme semble être le blocage de la dégradation
de IkB-alpha après l'étape de phosphorylation [62].
Les systèmes de sécrétion de
type IV
La sécrétion de type IV propre aux bactéries à
Gram négatif était décrite comme un système
de transport permettant de mobiliser de l'ADN d'une bactérie à
une autre ou d'une bactérie vers une cellule eucaryote. Récemment,
la définition a été élargie au transport d'unités
protéiques. Ce système de sécrétion est décrit
pour Agrobacterium tumefaciens (système Vir), Rickettsia
prowazekii (système RP ORF), Bordetella pertussis (système
Ptl), E. coli (système tra[pKM101] et Helicobacter pylori
(système Cag), et participe directement à leur virulence
[63]. L'activation du NF-kB par ce système de sécrétion
à été étudié chez H. pylori
et se révèle essentiel à sa physiopathologie. H.
pylori par son tropisme pour la muqueuse gastrique, fait de cette
bactérie l'agent étiologique de l'ulcère duodénal,
de la gastrite chronique et de certaines formes d'adénocarcinomes
gastriques. Le système de sécrétion de type IV de
H. pylori comprend 31 gènes insérés dans le
chromosome sous forme d'un îlot de pathogénicité de
40 kb nommé cag [64]. Seules les bactéries qui possèdent
cet îlot de pathogénicité sont capables d'induire
une réaction inflammatoire caractérisée par l'augmentation
de la sécrétion de l'IL8 secondaire à une activation
du NF-kB [65, 66]. Au sein de l'îlot de pathogénicité
cag, une mutation concernant les gènes picA1 ou picB abolit la
capacité de la bactérie à activer NF-kB en altérant
probablement le système de transport de protéines picB/cagE
[67]. Étant donné le caractère chronique de l'infection
par H. pylori une induction permanente du NF-kB, protégeant
la cellule de l'apoptose, pourrait contribuer à l'oncogenèse
en favorisant une dysrégulation de la maturation et de la différenciation
des cellules de l'épithélium gastrique [68].
Les toxines bactériennes
La ou les toxines sécrétées par de nombreuses bactéries
sont souvent un des principaux effecteurs de leur virulence. Les toxines
sont classées en trois groupes selon leur mode d'action : (1) toxines
provoquant une altération de la membrane plasmique par la formation
de pores, telles que la perfringolysine (PFO) de Clostidum perfringens
ou la listériolysine (LLO) de L. monocytogenes ; (2) toxines
agissant au niveau d'un récepteur membranaire tel que l'enterotoxine
ST (thermo-stable) de E. coli ; (3) toxines ayant une activité
enzymatique dans le milieu intracellulaire, telles que les toxines diphtérique,
tétanique, botulinique ou la toxine shiga (Stx) sécrété
par Shigella dysenteriae-1 et E. coli entérohémorragique
O157 : H7.
La LLO de L. monocytogenes est un facteur de virulence majeur,
essentielle pour le caractère invasif de la bactérie. En
effet, L. monocytogenes est capable de traverser les barrières
endothéliales pour infecter le placenta et le système nerveux
central ; localisations faisant toute la gravité de cette infection.
L'endothélium joue probablement un rôle physiopathologie
essentiel puisque la migration transendothéliale des cellules monocytaires
infectées semble être le mécanisme le plus vraisemblable
du passage des barrières fto-placentaire et hémato-encéphalique.
La sécrétion d'une LLO fonctionnelle dans le milieu extracellulaire
active
NF-kB dans les cellules endothéliales in vitro [69]. Elle
se traduit par une augmentation de l'expression des gènes impliqués
dans l'adhésion et le passage trans-endothélial des monocytes
tels que ICAM-1, VCAM-1, E-sélectine, IL8, MCP-1 [69, 70]. L'expression
des gènes contrôlés par NF-kB a été
objectivée in vivo au niveau des cellules endothéliale,
de la barrière hémato-encéphalique sur un modèle
de souris transgéniques infectées par L. monocytogenes
[69]. Toutefois, la voie de signalisation empruntée par la LLO
pour activer NF-kB reste pour l'instant inconnue.
S. dysenteriae et E. coli entérohémorragique
O157 : H7 sont responsables de diarrhées sanglantes et du syndrome
hémolytique et urémique (SHU). Elles sécrètent
des toxines appelées shiga toxines (Stx), responsables d'une cytotoxicité
tissulaire et notamment vasculaire. In vitro, la Stx induit une
translocation nucléaire du NF-kB et la sécrétion
de TNF-alpha et d'IL1ß par les cellules endothéliales. Ces
résultats contribuent à la compréhension de la physiopathologie
de SHU caractérisé par des lésions vasculaires diffuses
[71].
Le parasitisme intracellulaire
Le parasitisme intracellulaire est un processus capital du pouvoir pathogène
de certaines bactéries intracellulaires. En dehors de L. monocytogenes,
les mécanismes moléculaires de ce parasitisme restent méconnus.
L'activation du NF-kB dont le mécanisme nécessite la présence
d'une bactérie dans le milieu intracytoplasmique de la cellule
hôte a été démontrée pour quelques bactéries
seulement. Parmi les bactéries intracellulaires obligatoires, les
Chlamydiae, et les Rickettssia activent NF-kB par un mécanisme
vraisemblablement différent. Chlamydia pneumoniae est une
bactérie à Gram négatif, responsable chez l'homme
de pathologies touchant en priorité l'arbre trachéobronchique.
Récemment, cette bactérie a été incriminée
dans la formation de plaques athérosclérotiques sous-entendant
un rôle-clé des cellules endothéliales dans sa physiopathologie.
L'infection in vitro des cellules endothéliales provoque
dès la dixième minute une activation transitoire du NF-kB
se traduisant par une augmentation de l'expression de molécules
de l'adhérence (ICAM-1 et E-sélectine). Le LPS de la bactérie
n'étant vraisemblablement pas en cause, l'activation du NF-kB ne
nécessite pas l'internalisation de celle-ci. Toutefois, la viabilité
bactérienne est indispensable pour induire un tel phénomène,
suggérant la sécrétion d'un facteur de virulence
qui reste à identifier [72].
Les Rickettisia sont des petites bactéries ne possédant
pas de paroi. L'espèce R. rickettsii est responsable de
fièvre exanthématique connue sous le nom Rocky Mountain
fever. Les cellules endothéliales de la paroi vasculaire sont
les principales cibles de la bactérie. L'activation du NF-kB induite
par R. rickettsii se fait directement par un processus biochimique
qui requiert sa présence dans le cytoplasme. L'inhibition de son
passage intracellulaire par la cytochalasine D diminue fortement la capacité
de R. rickettsii à activer NF-kB [73]. L'effecteur bactérien
responsable de l'activation du NF-kB n'est pas pour l'instant identifié
; néanmoins, quelques éléments existent sur son mécanisme
biochimique et sur les conséquences physiopathologiques. Grâce
à un modèle in vitro, réalisé à
partir d'extraits cytoplasmiques dépourvus de tout système
de membrane cellulaire, il a été rapporté que l'activation
du NF-kB se fait indépendamment de la dégradation de IkB-*
par la voie du protéasome 26S, suggérant l'existence d'une
nouvelle voie d'activation [74]. Parallèlement à l'augmentation
de la sécrétion de cytokines et à l'expression de
molécules que l'adhérence par les cellules endothéliales,
il a été démontré que l'activation du NF-kB
protège la cellule infectée d'une évolution vers
un phénomène d'apoptose, ce qui favorise le maintien du
parasitisme intracellulaire et la dissémination de l'infection
[31].
Le parasitisme intracellulaire de L. monocytogenes, qui est intracellulaire
facultatif, participe également à une activation du NF-kB.
Les différentes étapes de son parasitisme intracellulaire,
notamment au sein des cellules monocytaires, sont contrôlées
par les produits de plusieurs gènes de virulence [75]. Des études
réalisées sur des lignées macrophagiques ont montré
que l'activation du NF-kB est d'une part biphasique et d'autre part, plusieurs
mécanismes semblent participer à cette activation [76].
On observe, à la phase précoce, une activation transitoire
du NF-kB qui ne nécessite pas l'internalisation de la bactérie,
et qui serait induite par le LTA de la paroi bactérienne [76].
Puis, une activation persistante du NF-kB, secondaire à la dégradation
de IkB-ß, nécessite la lyse de la vacuole de phagocytose
par une exotoxine, la LLO, et le passage intracytoplasmique de la bactérie.
Une fois dans le cytoplasme, la production par les bactéries de
la phosphadidyl inositol-phospholipase C (PI-PLC) et la phosphadidyl choline-phospholipase
C (PC-PLC) activerait NF-kB par la voie de la sphyngomyélinase
[76]. Bien que non encore démontré pour L. monocytogenes,
il est tentant de penser qu'une activation persistante du NF-kB au niveau
des cellules monocytaires pourrait avoir un effet anti-apoptotique favorisant
le parasitisme intracellulaire de la bactérie.
Lexique
DD = Death domain
IKAP = IKK-associated protein
IkB = Inhibitor of *B
IKK = IkB kinase
IL1R = IL1 receptor
IL1RAcp = IL1 receptor accessory protein
IRAK = IL1R-associated kinase
LPS = Lipopolysaccharide
LRR = Leucine rich repeat domain
MAPK = Mitogen activated protein kinase
MAP2K = MAPKkinase ; MAP3K = MAPK kinase kinase
MEKK-1 = Mitogen activated protein kinase/
extracellular signal regulated kinase kinase 1
MyD88 = Myeloid differentiation factor 88
NLS = Nuclear localisation sequence
NF = Nuclear factor
NIK = NF-kB inducing kinase
RHD = Rel homology domain
TIR = Toll-IL1R homology
TLR = Toll-like receptor
TNF = Tumor necrosis factor
TRADD = TNF receptor-associated death domain
TRAF = TNF receptor-associated factor
CONCLUSION
Par analogie avec les insectes, la voie du NF-kB constitue, sur le plan
phylogénétique, le plus ancien des systèmes de signalisation
pour la réponse immunitaire innée. Parallèlement
à son rôle dans la défense antibactérienne,
il occupe aussi une place déterminante dans la mise en place de
l'immunité adaptative et acquise grâce à la stimulation
de l'expression de molécules costimulatrices (B.7, HLADrII, TAP.1)
(tableau 1).
Lors d'une infection, la réaction inflammatoire contrôlée
par le NF-kB doit être comprise avant tout comme une réaction
de défense de l'hôte. Cependant, lorsque cette réaction
est disproportionnée ou mal contrôlée, pour des raisons
que l'on ignore, elle pourrait s'avérer délétère,
dans le choc septique par exemple.
La découverte des TLR a donné un nouvel élan aux
études des interactions hôte-pathogènes. Pour l'instant
le TLR2 humain se révèle être un élément
essentiel pour la transduction du signal lors de la reconnaissance d'un
« non-soi » infectieux. Mais il ne serait pas déraisonnable
d'envisager que d'autres TLR ou des combinaisons de plusieurs TLR puissent
être impliqués dans la reconnaissance de constituants moléculaires
propres aux pathogènes. Il serait alors tentant d'imaginer que
l'activation du NF-kB, en termes de réponse immunitaire innée,
soit adaptée à chaque famille de pathogène.
REFERENCES
1. Medzhitov R., Janeway C.A., Jr. 1997. Innate immunity : the virtues
of a nonclonal system of recognition. Cell 91 : 295-298.
2. May M.J., Ghosh S. 1998. Signal transduction through NF-kappa B.
Immunol Today 19 : 80-88.
3. Israel A. 1997. Signal transduction. IkappaB kinase all zipped up.
Nature 388 : 519-521.
4. Sen R., Baltimore D. 1986. Multiple nuclear factors interact with
the immunoglobulin enhancer sequences. Cell 46 : 705-716.
5. Gay N.J., Keith F.J. 1991. Drosophila Toll and IL1 receptor. Nature
351 : 355-356.
6. Beg A.A., Sha W.C., Bronson R.T., Baltimore D. 1995. Constitutive
NF-kappa B activation, enhanced granulopoiesis, and neonatal lethality
in I kappa B alpha-deficient mice. Genes Dev 9 : 2736-2746.
7. Thompson J.E., Phillips R.J., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Ghosh
S. 1995. I kappa B-beta regulates the persistent response in a biphasic
activation of NF-kappa B. Cell 80 : 573-582.
8. Weil R., Laurent-Winter C., Israel A. 1997. Regulation of IkappaBbeta
degradation. Similarities to and differences from IkappaBalpha. J Biol
Chem 272 : 9942-9949.
9. Suyang H., Phillips R., Douglas I., Ghosh S. 1996. Role of unphosphorylated,
newly synthesized I kappa B beta in persistent activation of NF-kappa
B. Mol Cell Biol 16 : 5444-5449.
10. Hu Y., et al. 1999. Abnormal morphogenesis but intact IKK
activation in mice lacking the IKKalpha subunit of IkappaB kinase. Science
284 : 316-320.
11. Li Q., Van Antwerp D., Mercurio F., Lee K.F., Verma I.M. 1999. Severe
liver degeneration in mice lacking the IkappaB kinase 2 gene. Science
284 : 321-325.
12. Lee F.S., Hagler J., Chen Z.J., Maniatis T. 1997. Activation of
the IkappaB alpha kinase complex by MEKK1, a kinase of the JNK pathway.
Cell 88 : 213-222.
13. Nakano H., et al. 1998. Differential regulation of IkappaB
kinase alpha and beta by two upstream kinases, NF-kappaB-inducing kinase
and mitogen-activated protein kinase/ERK kinase kinase-1. Proc Natl
Acad Sci USA 95 : 3537-3542.
14. Perona R., Montaner S., Saniger L., Sanchez-Perez I., Bravo R.,
Lacal JC. 1997. Activation of the nuclear factor-kappaB by Rho, CDC42,
and Rac-1 proteins. Genes Dev 11 : 463-475.
15. Yamaoka S., et al. 1998. Complementation cloning of NEMO,
a component of the IkappaB kinase complex essential for NF-kappaB activation.
Cell 93 : 1231-1240.
16. Cohen L., Henzel W.J., Baeuerle P.A. 1998. IKAP is a scaffold protein
of the IkappaB kinase complex. Nature 395 : 292-296.
17. Dinarello C.A. 1996. Biologic basis for interleukin-1 in disease.
Blood 87 : 2095-2147.
18. Medzhitov R., et al. 1998. MyD88 is an adaptor protein in
the hToll/IL1 receptor family signaling pathways. Mol Cell 2 :
253-258.
19. Lemaitre B., Nicolas E., Michaut L., Reichhart J.M., Hoffmann J.A.
1996. The dorsoventral regulatory gene cassette spatzle/Toll/cactus controls
the potent antifungal response in Drosophila adults. Cell 86 :
973-983.
20. Medzhitov R., Preston-Hurlburt P., Janeway C.A., Jr. 1997. A human
homologue of the Drosophila Toll protein signals activation of adaptive
immunity. Nature 388 : 394-397.
21. Burns K., et al. 1998. MyD88, an adapter protein involved
in interleukin-1 signaling. J Biol Chem 273 : 12203-12209.
22. Muzio M., Ni J., Feng P., Dixit V.M. 1997. IRAK (Pelle) family member
IRAK-2 and MyD88 as proximal mediators of IL 1 signaling. Science
278 : 1612-1615.
23. Cao Z., Xiong J., Takeuchi M., Kurama T., Goeddel D.V. 1996. TRAF6
is a signal transducer for interleukin-1. Nature 383 : 443-446.
24. Ninomiya-Tsuji J., Kishimoto K., Hiyama A., Inoue J., Cao Z., Matsumoto
K. 1999. The kinase TAK1 can activate the NIK-I kappaB as well as the
MAP kinase cascade in the IL1 signalling pathway. Nature 398 :
252-256.
25. Hsu H., Shu H.B., Pan M.G., Goeddel D.V. 1996. TRADD-TRAF2 and TRADD-FADD
interactions define two distinct TNF receptor 1 signal transduction pathways.
Cell 84 : 299-308.
26. Hsu H., Huang J., Shu H.B., Baichwal V., Goeddel D.V. 1996. TNF-dependent
recruitment of the protein kinase RIP to the TNF receptor-1 signaling
complex. Immunity 4 : 387-396.
27. Nagata S. 1997. Apoptosis by death factor. Cell 88 : 355-365.
28. Beg A.A., Baltimore D. 1996. An essential role for NF-kappaB in
preventing TNF-alpha-induced cell death. Science 274 : 782-784.
29. Wang C.Y., Mayo M.W., Korneluk R.G., Goeddel D.V., Baldwin A.S.,
Jr. 1998. NF-kappaB antiapoptosis : induction of TRAF1 and TRAF2 and c-IAP1
and c- IAP2 to suppress caspase-8 activation. Science 281 : 1680-1683.
30. Wu M.X., Ao Z., Prasad K.V., Wu R., Schlossman S.F. 1998. IEX-1L,
an apoptosis inhibitor involved in NF-kappaB-mediated cell survival. Science
281 : 998-1001.
31. Clifton D.R., et al. 1998. NF-kappa B-dependent inhibition
of apoptosis is essential for host cellsurvival during Rickettsia rickettsii
infection. Proc Natl Acad Sci USA 95 : 4646-4651.
32. Henderson B., Poole S., Wilson M. 1996. Bacterial modulins : a novel
class of virulence factors which cause host tissue pathology by inducing
cytokine synthesis. Microbiol Rev 60 : 316-341.
33. Poltorak A., et al. 1998. Defective LPS signaling in C3H/HeJ
and C57BL/10ScCr mice : mutations in Tlr4 gene. Science 282 : 2085-2088.
34. Yang R.B., et al. 1998. Toll-like receptor-2 mediates lipopolysaccharide-induced
cellular signalling. Nature 395 : 284-288.
35. Gupta D., Kirkland T.N., Viriyakosol S., Dziarski R. 1996. CD14
is a cell-activating receptor for bacterial peptidoglycan. J Biol Chem
271 : 23310-23316.
36. Palombella V.J., et al. 1998. Role of the proteasome and
NF-kappaB in streptococcal cell wall-induced polyarthritis. Proc Natl
Acad Sci USA 95 : 15671-15676.
37. Schwandner R., Dziarski R., Wesche H., Rothe M., Kirschning C.J.
1999. Peptidoglycan- and lipoteichoic acid-induced cell activation is
mediated by Toll-like receptor 2.
J Biol Chem 274 : 17406-17409.
38. Yoshimura A., Lien E., Ingalls R.R., Tuomanen E., Dziarski R., Golenbock
D. 1999. Cutting edge : recognition of Gram-positive bacterial cell wall
components by the innate immune system occurs via Toll-like receptor 2.
J Immunol 163 : 1-5.
39. Wooten R.M., Modur V.R., McIntyre T.M., Weis J.J. 1996. Borrelia
burgdorferi outer membrane protein A induces nuclear translocation
of nuclear factor-kappa B and inflammatory activation in human endothelial
cells. J Immunol 157 : 4584-4590.
40. Ebnet K., Brown K.D., Siebenlist U.K., Simon M.M., Shaw S. 1997.
Borrelia burgdorferi activates nuclear factor-kappa B and is a
potent inducer of chemokine and adhesion molecule gene expression in endothelial
cells and fibroblasts. J Immunol 158 : 3285-3292.
41. Theus S.A., Harrich D.A., Gaynor R., Radolf J.D., Norgard M.V. 1998.
Treponema pallidum, lipoproteins, and synthetic lipoprotein analogues
induce human immunodeficiency virus type 1 gene expression in monocytes
via NF-kappaB activation. J Infect Dis 177 : 941-950.
42. Brightbill H.D., et al. 1999. Host defense mechanisms triggered
by microbial lipoproteins through Toll-like receptors. Science
285 : 732-736.
43. Aliprantis A.O., et al. 1999. Cell Activation and Apoptosis
by Bacterial Lipoproteins Through Toll- like Receptor-2. Science
285 : 736-739.
44. Brown M.C., Taffet S.M. 1995. Lipoarabinomannans derived from different
strains of Mycobacterium tuberculosis differentially stimulate
the activation of NF-kappa B and KBF1 in murine macrophages. Infect
Immun 63 : 1960-1968.
45. Giri D.K., Mehta R.T., Kansal R.G., Aggarwal B.B. 1998. Mycobacterium
avium-intracellulare complex activates nuclear transcription factor-kappaB
in different cell types through reactive oxygen intermediates. J Immunol
161 : 4834-4841.
46. Roach T.I., Chatterjee D., Blackwell J.M. 1994. Induction of early-response
genes KC and JE by mycobacterial lipoarabinomannans : regulation of KC
expression in murine macrophages by Lsh/Ity/Bcg (candidate Nramp). Infect
Immun 62 : 1176-1184.
47. Feng S.H., Lo S.C. 1999. Lipid extract of Mycoplasma penetrans proteinase
K-digested lipid- associated membrane proteins rapidly activates NF-kappaB
and activator protein 1. Infect Immun 67 : 2951-2956.
48. Bernier R., Barbeau B., Tremblay M.J., Olivier M. 1998. The lipophosphoglycan
of Leishmania donovani up-regulates HIV-1 transcription in T cells
through the nuclear factor-kappaB elements. J Immunol 160 : 2881-2888.
49. DiMango E., Ratner A.J., Bryan R., Tabibi S., Prince A. 1998. Activation
of NF-kappaB by adherent Pseudomonas aeruginosa in normal and cystic
fibrosis respiratory epithelial cells. J Clin Invest 101 : 2598-2605.
50. Naumann M., Wessler S., Bartsch C., Wieland B., Meyer T.F. 1997.
Neisseria gonorrhoeae epithelial cell interaction leads to the
activation of the transcription factors nuclear factor kappaB and activator
protein 1 and the induction of inflammatory cytokines. J Exp Med
186 : 247-258.
51. Galan J.E., Collmer A. 1999. Type III secretion machines : bacterial
devices for protein delivery into host cells. Science 284 : 1322-1328.
52. Rosenshine I., Ruschkowski S., Stein M., Reinscheid D.J., Mills
S.D., Finlay B.B. 1996. A pathogenic bacterium triggers epithelial signals
to form a functional bacterial receptor that mediates actin pseudopod
formation. Embo J 15 : 2613-2624.
53. Eaves-Pyles T., Szabo C., Salzman A.L. 1999. Bacterial invasion
is not required for activation of NF-kappaB in enterocytes. Infect
Immun 67 : 800-804.
54. Hardt W.D., Chen L.M., Schuebel K.E., Bustelo X.R., Galan J.E. 1998.
S. typhimurium encodes an activator of Rho GTPases that induces
membrane ruffling and nuclear responses in host cells. Cell 93
: 815-826.
55. Adam T., Giry M., Boquet P., Sansonetti P. 1996. Rho-dependent membrane
folding causes Shigella entry into epithelial cells. Embo J
15 : 3315-3321.
56. Dyer R.B., Collaco C.R., Niesel D.W., Herzog N.K. 1993. Shigella
flexneri invasion of HeLa cells induces NF-kappa B DNA-binding activity.
Infect Immun 61 : 4427-4433.
57. Zychlinsky A., Fitting C., Cavaillon J.M., Sansonetti P.J. 1994.
Interleukin 1 is released by murine macrophages during apoptosis induced
by Shigella flexneri. J Clin Invest 94 : 1328-1332.
58. Simonet M., Richard S., Berche P. 1990. Electron microscopic evidence
for in vivo extracellular localization of Yersinia pseudotuberculosis
harboring the pYV plasmid. Infect Immun 58 : 841-845.
59. Cornelis G.R., Wolf-Watz H. 1997. The Yersinia Yop virulon
: a bacterial system for subverting eukaryotic cells. Mol Microbiol
23 : 861-867.
60. Fallman M., Persson C., Wolf-Watz H. 1997. Yersinia proteins
that target host cell signaling pathways. J Clin Invest 99 : 1153-1157.
61. Ruckdeschel K., et al. 1998. Yersinia enterocolitica impairs
activation of transcription factor NF-kappaB : involvement in the induction
of programmed cell death and in the suppression of the macrophage tumor
necrosis factor alpha production. J Exp Med 187 : 1069-1079.
62. Schesser K., Spiik A.K., Dukuzumuremyi J.M., Neurath M.F., Pettersson
S., Wolf-Watz H. 1998. The yopJ locus is required for Yersinia-mediated
inhibition of NF-kappaB activation and cytokine expression : YopJ contains
a eukaryotic SH2-like domain that is essential for its repressive activity.
Mol Microbiol 28 : 1067-1079.
63. Burns D.L. 1999. Biochemistry of type IV secretion. Curr Opin
Microbiol 2 : 25-29.
64. Covacci A., Telford J.L., Del Giudice G., Parsonnet J., Rappuoli
R. 1999. Helicobacter pylori virulence and genetic geography. Science
284 : 1328-1333.
65. Aihara M., et al. 1997. Mechanisms involved in Helicobacter
pylori-induced interleukin-8 production by a gastric cancer cell line,
MKN45. Infect Immun 65 : 3218-3224.
66. Glocker E., Lange C., Covacci A., Bereswill S., Kist M., Pahl H.L.
1998. Proteins encoded by the cag pathogenicity island of Helicobacter
pylori are required for NF-kappaB activation. Infect Immun 66 :
2346-2348.
67. Munzenmaier A., et al. 1997. A secreted/shed product of Helicobacter
pylori activates transcription factor nuclear factor-kappa B. J
Immunol 159 : 6140-6147.
68. Foo S.Y., Nolan G.P. 1999. NF-kappaB to the rescue : RELs, apoptosis
and cellular transformation. Trends Genet 15 : 229-235.
69. Kayal S., Lilienbaum A., Poyart C., Memet S., Israel A., Berche
P. 1999. Listeriolysin O-dependent activation of endothelial cells during
infection with Listeria monocytogenes : activation of NF-kappa
B and upregulation of adhesion molecules and chemokines. Mol Microbiol
31 : 1709-1722.
70. Drevets D.A. 1997. Listeria monocytogenes infection of cultured
endothelial cells stimulates neutrophil adhesion and adhesion molecule
expression. J Immunol 158 : 5305-5313.
71. Sakiri R., Ramegowda B., Tesh V.L. 1998. Shiga toxin type 1 activates
tumor necrosis factor-alpha gene transcription and nuclear translocation
of the transcriptional activators nuclear factor-kappaB and activator
protein-1. Blood 92 : 558-566.
72. Krüll M., et al. 1999. Signal Transduction Pathways
Activated in Endothelial Cells Following Infection with Chlamydia pneumoniae.
J Immunol 162 : 4834-4841.
73. Sporn L.A., et al. 1997. Rickettsia rickettsii infection
of cultured human endothelial cells induces NF-kappaB activation. Infect
Immun 65 : 2786-2791.
74. Sahni S.K., Van Antwerp D.J., Eremeeva M.E., Silverman D.J., Marder
V.J., Sporn L.A. 1998. Proteasome-independent activation of nuclear factor
kappaB in cytoplasmic extracts from human endothelial cells by Rickettsia
rickettsii. Infect Immun 66 : 1827-1833.
75. Portnoy D.A., Chakraborty T., Goebel W., Cossart P. 1992. Molecular
determinants of Listeria monocytogenes pathogenesis. Infect
Immun 60 : 1263-1267.
76. Hauf N., Goebel W., Fiedler F., Sokolovic Z., Kuhn M. 1997. Listeria
monocytogenes infection of P388D1 macrophages results in a biphasic
NF-kappaB (RelA/p50) activation induced by lipoteichoic acid and bacterial
phospholipases and mediated by IkappaBalpha and IkappaBbeta degradation.
Proc Natl Acad Sci USA 94 : 9394-9399.
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