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Rôle du monoxyde d’azote dans le maintien de l’intégrité muqueuse et dans la pathologie inflammatoire gastro-intestinale


Hépato-Gastro. Volume 6, Numéro 1, 49-57, Janvier - Février 1999, Bases fondamentales… en physiologie


Résumé  

Auteur(s) : Dominique Lamarque, .

Résumé : Le monoxyde d’azote (NO) est un gaz produit par plusieurs iso-enzymes dans différents systèmes. Au niveau de l’endothélium vasculaire, la libération de faibles concentrations de NO, synthétisées par l’enzyme constitutive, provoque la relaxation des fibres musculaires lisses et une vasodilatation qui maintient le débit sanguin des muqueuses digestives. La régulation du débit sanguin muqueux s’exerce en coordination avec l’action des prostaglandines et des neuropeptides vasodilatateurs. Le NO s’oppose également à l’agrégation plaquettaire et à l’adhérence des polynucléaires à l’endothélium, première phase du processus inflammatoire. Ces actions contribuent au maintien de l’intégrité de l’endothélium microvasculaire en présence de facteurs lésionnels. Dans le processus inflammatoire des muqueuses digestives, de fortes concentrations de NO sont produites après l’induction de la NO synthétase inductible dans les cellules inflammatoires et les cellules épithéliales. L’induction de l’enzyme est provoquée par l’effet conjugué de l’endotoxine bactérienne et des cytokines, interleukine 1 (IL1) et interféron gamma. Ces deux derniers sont indispensables à l’induction chez l’homme. Le NO à forte concentration exerce un effet cytotoxique sur les agents pathogènes parasitaires ou bactériens et participe ainsi à la défense immunitaire non spécifique en tant qu’effecteur direct. Sa cytotoxicité intervient dans la sélection des clones lymphocytaires, ce qui lui confère également un rôle dans la réponse immunitaire spécifique en l’orientant vers la voie Th1 qui correspond à l’immunité cellulaire. En cas de maladie inflammatoire digestive chez l’homme, la NO synthétase inductible est activée dans les cellules épithéliales de la muqueuse colique et se trouve associée aux lésions les plus sévères. La modulation de la synthèse du NO dans des modèles de colites chez l’animal réduit ces lésions. Cependant, l’inhibition prolongée de la NO synthétase inductible a révélé que le NO intervenait également dans l’initiation de la réparation tissulaire en s’opposant à la persistance de l’infiltration de la muqueuse par les polynucléaires et en induisant les enzymes du stress oxydatif. La modulation du NO dans le processus inflammatoire est une voie certainement prometteuse puisque les anti-inflammatoires stéroïdiens et non stéroïdiens inhibent l’expression et l’activité de l’enzyme inductible. Son inhibition spécifique pourrait permettre de limiter les processus lésionnels ulcérogènes des muqueuses digestives.

Mots-clés : monoxyde d’azote, muqueuse gastro-intestinale, inflammation.

Illustrations

ARTICLE

Le monoxyde d'azote (NO) est un gaz dont la synthèse a été décrite chez les mammifères en 1985 [1]. Il joue un rôle dans la physiologie de nombreux systèmes : nerveux, cardio-vasculaire, génito-urinaire, digestif, immunitaire. Cependant, quel que soit le système concerné, deux types de fonctions peuvent être distingués : la signalisation intercellulaire et la cytotoxicité médiée par le système immunitaire. Ces différentes fonctions du NO sont précisément déterminées par la localisation, la durée et l'importance de sa synthèse.

Dans le tube digestif, la signalisation intracellulaire médiée par le NO a été décrite dans les terminaisons nerveuses non adrénergiques et non cholinergiques et dans les cellules endothéliales [2]. Le NO libéré à partir de ces structures participe à la régulation de la motricité digestive et à la vasomotricité. En modulant la microcirculation muqueuse, il joue un rôle dans le maintien de l'intégrité de la muqueuse gastro-intestinale. Le NO, produit à fortes concentrations par les cellules immunitaires, exerce une action immunomodulatrice et cytotoxique directe. Il intervient ainsi dans la réponse immunitaire liée à des agents pathogènes et dans le processus des maladies inflammatoires chroniques intestinales.

Le but de cette mise au point est de préciser le rôle du NO, son mode d'action et sa régulation dans le maintien de l'intégrité de la muqueuse digestive et dans la pathogénie des maladies inflammatoires du tube digestif.

Le maintien de l'intégrité de la muqueuse gastro-intestinale

La vasomotricité

Une synthèse endogène de NO a été montrée dans la cellule endothéliale à partir de différentes préparations (endothélium isolé, cellules endothéliales en culture) [3]. Dans ces cellules, le NO est synthétisé à partir de L-arginine par une enzyme, la NO synthétase constitutionnelle (NOS III) [2]. Le N*-monométhyl-L-arginine (L-NMMA) est un inhibiteur compétitif de la formation du NO [4]. Cet inhibiteur réduit in vitro la relaxation vasculaire dépendante de l'endothélium. L'administration de cet inhibiteur, in vivo, chez l'animal, provoque une augmentation de la pression artérielle réversible par l'injection de L-arginine [5]. Chez l'homme, des études similaires ont mis en évidence l'importance du NO dans la régulation de la pression artérielle.

Au niveau du tube digestif, le NO intervient dans la régulation du débit sanguin splanchnique et de la microcirculation muqueuse. Cette action est, à l'échelon cellulaire, attribuable à la stimulation de la guanylate-cyclase qui provoque une relaxation des fibres musculaires lisses vasculaires [6]. C'est par ce même mécanisme que le NO intervient dans la motricité digestive en étant le médiateur de la relaxation musculaire lisse induite par les terminaisons nerveuses non adrénergiques et non cholinergiques.

Le NO est produit par trois différentes NO synthétases comportant un substrat commun qui est constitué par la terminaison guanidine de la L-arginine. Les différences entre ces enzymes proviennent de leur séquence, de leur régulation, de leur localisation cellulaire. Cette revue n'abordera pas l'enzyme neuronale (NOS I) distribuée dans le cerveau et les structures nerveuses périphériques.

Le NO est synthétisé dans la muqueuse du tube digestif à partir de la L-arginine par deux différentes enzymes, l'une constitutionnelle (NOS III), l'autre inductible (NOS II) qui ont en commun une structure de deux sous-unités homologues associées à de la calmoduline et une protoporphyrine IX centrée autour d'un atome de fer (figure 1).

L'enzyme constitutionnelle de la synthèse du NO

L'enzyme constitutionnelle a été décrite initialement dans les cellules endothéliales et dernièrement dans les cellules épithéliales [7]. Il s'agit d'une enzyme dépendante du calcium. Le clonage à partir de tissu bovin ou humain a mis en évidence un gène distinct des autres isoformes, situé chez l'homme sur le chromosome 7 [8]. La régulation de l'activité de l'expression de ces enzymes semble en grande partie dépendante de la stimulation mécanique de la paroi vasculaire et de l'hypoxie. Cette dernière semble réprimer la transcription du gène et diminuer la demi-vie de l'ARN messager [9]. En revanche, l'expression du messager est accrue par la stimulation mécanique [10].

La régulation du débit sanguin muqueux

* Le maintien du débit sanguin

L'activité basale de la synthèse du NO dans la muqueuse gastrique est particulièrement élevée en comparaison avec celle localisée dans le poumon et le foie. Dans la couche musculaire, la production semble en grande partie d'origine neuronale. Dans la muqueuse, elle s'effectue principalement dans les cellules épithéliales, et la production endothéliale ne représente qu'une partie plus modeste individualisée par le marquage histochimique de la NADPH diaphorase colocalisée avec la NO synthétase [11].

Le NO intervient dans la régulation de la microcirculation de la muqueuse gastrique aux conditions basales, comme en témoigne la chute du débit sanguin muqueux observée après administration d'un inhibiteur (L-NMMA) [12].

Le NO est impliqué dans le maintien de l'intégrité muqueuse en cas d'agression, par l'intermédiaire de son action vasodilatatrice. La stase microcirculatoire est une étape de la chaîne des événements qui conduisent à l'apparition des lésions après l'application d'agents agressifs, tels que les sels biliaires ou l'éthanol [13]. Cette stase est provoquée par une vasoconstriction et une thrombose vasculaire secondaire à l'agrégation leucocytaire et plaquettaire. Le NO libéré par les cellules endothéliales s'oppose à ce processus par son action vasodilatatrice et par inhibition de l'agrégation [14]. L'augmentation du débit sanguin qui en résulte, en accroissant les apports d'oxygène, de nutriments et de bicarbonate et en éliminant les ions H+ rétro-diffusés, permet de limiter l'extension du processus lésionnel.

Le NO est impliqué dans la vasodilatation et l'intégrité vasculaire en association avec d'autres agents vasodilatateurs tels que les prostaglandines et les neuropeptides (calcitonin gene related peptide et substance P) [15]. Il exerce un effet indépendant des prostaglandines et des neuropeptides puisque l'administration d'un inhibiteur de la NO synthétase à des rats déplétés de terminaisons neurosensorielles et prétraités par indométacine (inhibiteur de la synthèse des prostaglandines) induit les lésions les plus sévères : nécroses étendues à l'ensemble de la superficie gastrique.

Le NO joue un rôle dans l'expression de facteurs vasoactifs tels que l'endothéline ou les cyclo-oxygénases. L'accroissement de l'expression de la NOS constitutionnelle s'accompagne d'une réduction de celle de facteurs vasoconstricteurs tels que l'endothéline 1 [16]. Une induction des cyclo-oxygénases 1 et 2 a été décrite dans la muqueuse gastrique des rats exposés de façon répétée à l'endotoxine. Cette induction confère une résistance à l'apparition des lésions [17]. Le NO pourrait contribuer à cette activation puisqu'il a été montré que le peroxynitrite stimule in vitro l'activité de la cyclo-oxygénase [18].

* La synthèse de mucus et de bicarbonates gastriques

La synthèse des bicarbonates et du mucus par les cellules épithéliales gastriques pourrait également dépendre du NO. L'application de donneurs de NO accroît, in vivo, l'épaisseur de la couche de mucus recouvrant l'épithélium gastrique et, in vitro, la synthèse du mucus à partir d'une suspension de cellules épithéliales gastriques. La voie cholinergique stimulant cette sécrétion serait médiée par le NO, comme le suggère l'inhibition de l'action du carbachol après administration d'un inhibiteur de la synthèse du NO [19]. En revanche, la sécrétion de bicarbonate par les cellules épithéliales gastriques ou duodénales semble diminuée par le NO et augmentée par l'inhibition de sa synthèse. Cette inhibition est atténuée par les ganglioplégiques suggérant que le NO atténue l'action stimulante du vague sur la sécrétion de bicarbonate [20].

Le maintien de l'intégrité des microvaisseaux de la muqueuse digestive

Le NO s'oppose à l'altération des cellules endothéliales qui semble être le processus initial des lésions digestives provoquées par les agents érosifs [13]. Des radicaux libérés par les polynucléaires neutrophiles altèrent les cellules endothéliales et contribuent à l'augmentation de la perméabilité vasculaire dans les lésions induites par l'endotoxine, le PAF, l'ischémie, l'éthanol ou les anti-inflammatoires non stéroïdiens [21]. Cette altération pourrait être à l'origine des perturbations de la synthèse ou de la libération des médiateurs vasodilatateurs. Il a été montré que le NO agissait, in vitro, comme un chélateur d'un radical libre, le radical superoxyde ; sa production par les cellules endothéliales permettrait, in vivo, de limiter la toxicité de ce radical [22]. La libération de radicaux libres survient dès l'adhésion du polynucléaire à la cellule endothéliale. Ce phénomène d'adhésion, décrit initialement après administration d'endotoxine ou de PAF, est un phénomène précoce du processus lésionnel qui semble commun à l'action de nombreux agents ulcérogènes. L'adhésion provoque une altération de l'endothélium, et la migration des polynucléaires suivie de leur activation. Le NO prévient cette adhésion puisqu'il a été montré que, par ce mécanisme, les donneurs de NO inhibaient l'agrégation des leucocytes dans les microvaisseaux mésentériques (figure 2) [23]. L'expression des molécules d'adhésion endothéliale ICAM-1 et VCAM-1 est d'ailleurs réduite par l'action inhibitrice du NO sur le facteur transcriptionnel NF*B [24].

L'enzyme constitutionnelle, également présente dans les plaquettes, libère de faibles quantités de NO qui favorisent le maintien de la microcirculation en prévenant l'adhésion et l'agrégation plaquettaire (figure 2) [25].

L'inflammation muqueuse

Une production de fortes concentrations de NO par les macrophages accompagne les processus lésionnels vasculaires et cellulaires observés dans l'inflammation tissulaire muqueuse. Cette production a été suggérée par la mise en évidence d'une élévation des nitrates, produits de la dégradation du NO, dans les urines de rats traités par endotoxines. Il a été montré que cette élévation était consécutive à l'activation des macrophages et à leur production de NO par la NO synthétase inductible [26]. L'induction de cette enzyme apparaît in vitro après plusieurs heures d'exposition à l'endotoxine ou à l'interféron *.

L'enzyme responsable de la synthèse inductible du NO

* La structure de l'enzyme inductible

L'enzyme inductible a été isolée et purifiée à partir du macrophage de rongeur [27]. Son poids moléculaire est de 130 kD. Le clonage du gène a permis de décrire un pourcentage d'homologie de 51 % à 54 % avec les séquences d'acides aminés de l'enzyme constitutionnelle endothéliale et neuronale respectivement. La localisation du gène a été déterminée chez l'homme sur le chromosome 17 [28].

En fait, d'autres types cellulaires que les macrophages ont été reconnus capables de sécréter du NO à partir de la NO synthétase II : les cellules endothéliales, les cellules musculaires lisses, les fibroblastes, les cellules épithéliales (rénales et pulmonaires), le myocyte cardiaque, les chondrocytes et les hépatocytes [6].

* La régulation de l'enzyme inductible

L'activation de la NO synthétase II calcium-indépendante dans ces différentes populations cellulaires dépend probablement du médiateur et de la localisation du processus inflammatoire. L'endotoxine induit probablement une expression particulièrement diffuse de la NO synthétase II [26].

A la différence des deux autres isoformes, la NO synthétase II n'est pas exprimée en situation physiologique, mais seulement en cas d'activation par certaines cytokines, agents bactériens ou viraux. Il existe une synergie entre les facteurs susceptibles de stimuler l'expression de la NOS II : lipopolysaccharide, interféron *, interleukine 1, TNF*. Cette synergie d'action entre ces facteurs dépend du type cellulaire et de l'espèce étudiée. Le monocyte chez l'homme semble peu facilement stimulable puisque la production de monoxyde d'azote survient après l'interaction du GM-CSF, de l'interleukine 1ß et de l'interféron * seul ou en présence de lipopolysaccharide [29]. La nécessité de la conjonction de multiples facteurs est probablement le reflet d'une régulation complexe de l'expression de NO synthétase II par les monocytes et les macrophages d'origine humaine.

La régulation de la NO synthétase II à l'échelon cellulaire n'est pas dépendante du calcium, ni d'un apport externe de calmoduline. L'activité de l'enzyme requiert une structure dimérique dont la cohésion dépend du facteur tétrahydrobioptérine [30]. La stimulation de l'enzyme inductible dans le macrophage par l'interféron * chez la souris provoque la synthèse des quantités importantes de NO pendant au moins 5 jours [31]. Cette expression prolongée du gène de la NOS II est activée par un promoteur, induit par le lipopolysaccharide seul ou en synergie avec l'interféron *. Ce promoteur semble constituer des séquences destinées à se lier avec des facteurs transcriptionnels, tels que celui de l'interféron * (IFN*-AE), du facteur nucléaire IL6 (NF-IL6), du NF-*B, du TNF-RE ou du LPS-RE. La fixation de NF-*B et du facteur de régulation de la réponse à l'interféron (IRF-1) sur le promoteur paraît indispensable à la transcription de la NOS II.

La production de NO par la NO synthétase II est inhibée par certains facteurs. Le transforming growth factor ß (TGFß) provoque la déstabilisation de l'ARNm de l'enzyme et accélère la dégradation de la molécule. L'inhibition de la synthèse de TGFß accroît l'activité de la NOS II, ce qui suggère que cette cytokine intervient dans la régulation de la production de NO [32]. De très faibles concentrations de lipopolysaccharide ou d'IL4, administrés avant l'interféron *, provoquent une réduction du taux de l'ARNm de l'enzyme [33]. Enfin, le NO inhibe lui-même sa propre synthèse par un mécanisme qui pourrait interférer avec l'expression de l'enzyme ou avec son noyau héminique [34].

Les mécanismes de la toxicité du NO

La libération de fortes concentrations de NO par l'enzyme inductible rend compte de son effet cytotoxique. Le mécanisme d'action est lié d'une part à l'altération des structures protéiques des enzymes par interaction avec le NO, d'autre part à la formation de radicaux libres réactifs (figure 2). A fortes concentrations, le NO inactive les enzymes qui possèdent un atome de fer non héminique conjugué à un atome de soufre. Ce mécanisme explique l'inhibition par le NO de certaines enzymes du cycle de Krebs catalysées par le fer et de la ribonucléotide réductase qui intervient dans la réplication de l'ADN [35, 36].

La cytotoxicité du NO fait également intervenir la formation de radicaux libres toxiques obtenus par la combinaison du NO avec le radical superoxyde (figure 3). Dans le processus inflammatoire, des concentrations toxiques de NO peuvent être libérées par la NO synthétase II à partir de la cellule endothéliale ou du macrophage. Cette synthèse excessive de NO intervient dans la réduction de la viabilité des cellules endothéliales en culture exposées à l'interféron * [37]. Les modifications de la perméabilité vasculaire observées dans la muqueuse intestinale du rat quelques heures après administration d'endotoxine sont également dépendantes de cette production excessive à partir de l'enzyme inductible [38].

Il a été suggéré que le mécanisme de la toxicité du NO dépend de la formation de radicaux libres issus secondairement de la combinaison du NO avec le radical superoxyde. Ces radicaux, identifiés comme étant le peroxynitrite et l'hydroxyle, ont une toxicité importante [39]. Leur apparition semble dépendante d'un excès de NO qui, n'étant pas intégralement capté ou oxydé, peut se combiner avec le radical superoxyde. La toxicité du peroxynitrite a été montrée par son administration en lavements coliques qui induisait des ulcérations et un infiltrat inflammatoire de la muqueuse [40]. Ce mécanisme de toxicité paraît jouer un rôle certain puisqu'il a été montré que le macrophage activé est capable de libérer simultanément de grandes quantités de NO et de radical superoxyde, ce dernier par une voie indépendante de la NADPH-oxydase et co-induite avec la NO synthétase [41].

La défense immunitaire

Par sa toxicité, le NO libéré à fortes concentrations jouerait un rôle important dans les processus de défense immunologique.

Le NO intervient d'abord comme un effecteur terminal. Ainsi, la toxicité des macrophages envers les microorganismes à développement intracellulaire (bactéries, protozoaires) et les cellules tumorales semble en partie dépendante du NO. Une inhibition de la croissance de ces agents pathogènes est observée en présence de polynucléaires activés et il a été montré que l'administration de L-NMMA réduit in vitro la cytotoxicité des macrophages envers des microorganismes pathogènes (Cryptococcus neoformans, Toxoplasma gondii) [42].

Enfin, le NO est induit in vivo dans les cellules épithéliales de la muqueuse colique par des bactéries intraluminales. Le rôle du NO dans la défense antibactérienne de la muqueuse est évoqué par la mise en évidence d'une activité NOS II dans les cellules épithéliales coliques des patients infectés par Shigella [43]. Ce rôle de défense du NO vis-à-vis des bactéries est également suggéré par l'existence d'un facteur de pathogénicité, mise en évidence chez Salmonella Dublin, qui inhibe l'expression du messager de la NOS II dans les cellules épithéliales intestinales [44] (figure 4).

Le NO intervient ensuite en régulant la réponse immunitaire : d'une part, il atténue la réponse médiée par les lymphocytes, en inhibant la prolifération et l'activité cytotoxique des lymphocytes T en culture [45] ; d'autre part, il inhibe sa propre synthèse. Il serait ainsi sécrété par les lymphocytes pour permettre de moduler l'activité des macrophages [46]. Après 24 heures de stimulation de la NO synthétase II, le NO inhiberait l'activité cytotoxique du macrophage dont il est issu. Le NO produit par les lymphocytes altérerait la viabilité des macrophages, non seulement par son action cytotoxique, mais également par un processus d'apoptose [47]. Son rôle dans la réponse immunitaire a pu être dernièrement précisé par l'élaboration de souris mutantes dont le gène de la NO synthétase II était inactivé. Après administration de lipopolysaccharide chez ces souris, le choc endotoxinique était atténué et la survie prolongée par rapport aux témoins. Les mutants se révélaient susceptibles à l'infection parasitaire causée par inoculation de Leishmania major à laquelle la souris témoin était insensible. La contamination par Listeria provoquait une infestation particulièrement massive du foie et de la rate. Enfin, en cas d'infection, la réponse immunitaire de type cellulaire (Th1) était accrue par rapport aux témoins, suggérant que la production de NO à forte concentration par l'enzyme inductible est nécessaire à l'inhibition de la prolifération lymphocytaire [48]. Le NO intervient dans l'orientation de la réponse Th1 ou Th2 en inhibant la réponse immunitaire de type Th1 puisqu'il inhibe la production d'interféron * et d'interleukine 2 par les cellules Th1 [49]. Ces travaux suggèrent qu'en modulant la réponse Th1, le NO préviendrait les effets délétères d'une réponse immunitaire cellulaire excessive telle qu'elle est observée dans les maladies auto-immunes comme le diabète ou certaines arthropathies.

Chez l'homme, la régulation de la réponse immunitaire par le NO semble plus complexe, comme en témoigne l'inhibition des cytokines de réponse Th1 et Th2 dans des clones de cellules T en culture. Le NO pourrait également intervenir dans la modulation de la réponse cytokinique par inhibition du facteur transcriptionnel NF-*B commun à de nombreuses cytokines. Cette action passerait à travers la stabilisation de son inhibiteur I*B.

Par la production de NO, la cellule dendritique présentatrice d'antigènes intraluminaux pourrait moduler la réponse immunitaire, voire même jouer un rôle dans la tolérance immunitaire vis-à-vis de la flore intestinale [50]. Ainsi la prolifération lymphocytaire stimulée par les super antigènes bactériens est modulée par le NO [51]. La production de NO par les cellules dendritiques des plaques de Peyer a été montrée associée à la réduction de la prolifération de lymphocytes T.

La pathologie inflammatoire intestinale

* Les lésions cellulaires précoces

Dans la muqueuse digestive, in vivo, l'induction de la NO synthétase II observée après plusieurs heures d'exposition à l'endotoxine est responsable de lésions muqueuses [39]. Dans la muqueuse intestinale, la synthèse de NO par l'enzyme inductible a été montrée dans d'autres cellules que le macrophage. Les cellules épithéliales des muqueuses intestinales, coliques et gastriques seraient capables de sécréter de fortes quantités de NO, comme l'a montré le recueil de cellules épithéliales coliques ou gastriques après administration de lipopolysaccharide à des rats [52] (figure 5). La localisation épithéliale de cette sécrétion a également été confirmée par immuno-histo-chimie dans la colite inflammatoire chez l'homme [53]. La présence de nitrotyrosine, issue de la dégradation de la tyrosine par le peroxynitrite, a été également montrée par immuno-histochimie dans les cellules épithéliales coliques des malades. L'activation de la NOS II a été montrée autant dans les recto-colites ulcérées que dans la maladie de Crohn. Une corrélation entre l'activité de la NOS-II et la sévérité des lésions endoscopiques et histologiques a été montrée [54]. L'activité de la NOS II a été trouvée dans la muqueuse à distance des lésions ulcérées mais non dans les colites en rémission histologique [55].

Une activité de l'enzyme inductible a également été détectée dans la muqueuse antrale de patients ayant une gastrite inflammatoire provoquée par Helicobacter pylori [56]. Cette activité baissait significativement après traitement antisécrétoire. L'induction de la NO synthétase pourrait être liée à la libération par le germe d'un lipopolysaccharide capable d'activer les neutrophiles et les cellules épithéliales [57].

* Les réparations tissulaires

A un stade plus tardif du processus inflammatoire, la production de NO par l'enzyme inductible semble jouer un rôle important dans la réparation muqueuse en favorisant trois facteurs : le maintien du débit sanguin muqueux, l'induction d'enzymes du stress oxydatif et l'inhibition de l'infiltration tissulaire par les polynucléaires neutrophiles (figure 6). Le maintien du débit sanguin muqueux a été évoqué par l'induction des cyclo-oxygénases constitutionnelle et inductible provoquée par le peroxynitrite [18]. Cette activation, qui s'observe dans la muqueuse gastrique après l'administration répétée d'endotoxine, est associée à une diminution des lésions [17]. L'activation d'enzymes du stress oxydatif permet la réparation cellulaire. Ainsi l'hème-oxygénase élimine les noyaux héminiques inactivés par la fixation du NO [58]. Enfin, la production de NO par la NOS II joue un rôle important dans la régulation de l'infiltration tissulaire par les polynucléaires neutrophiles. Ainsi, il a été montré une infiltration persistante et un retard de cicatrisation tissulaire dans un modèle de colite chimique chez les souris rendues déficientes pour le gène de la NOS II [59]. La réduction de l'infiltration inflammatoire par le NO pourrait être en rapport avec l'action cytotoxique du NO sur les polynucléaires et l'inhibition du chémotactisme. Ce dernier mécanisme est suggéré par l'action inhibitrice du NO sur l'expression des molécules d'adhésion endothéliale ICAM et VCAM 1 [24]. Les cellules impliquées dans l'initiation de ce processus de réparation par la libération de NO restent à identifier. Il pourrait s'agir des cellules endothéliales qui possèdent également une NO synthétase inductible.

L'inhibition de la NO synthétase II

* L'inhibition endogène

L'expression de l'enzyme inductible entraîne son activation durant toute son existence biologique et la production de NO est rétro-contrôlée par le NO ou limitée par un défaut de cofacteurs ou de substrats. Le NO pourrait moduler sa propre transcription à partir de la NOS II en inhibant la fixation de son facteur transcriptionnel NF-*B. La fixation du NO sur le site héminique de la NOS II contribuerait également à moduler l'activité de l'enzyme [60].

Par ailleurs, une inhibition transcriptionnelle de l'expression du gène de la NOS II a été décrite in vitro avec les interleukines 4, 10 et 13 [61, 62].

* L'inhibition par des agents exogènes

Le plus spécifique des inhibiteurs compétitifs de la L-arginine est le N*-monométhyl-L-arginine (L-NMMA). Cet inhibiteur est non sélectif puisqu'il interfère également avec toutes les isoformes de la NO synthétase connues. L'inhibition sélective de l'enzyme inductible pourrait limiter la toxicité du NO dans la pathologie inflammatoire des muqueuses digestives comme le suggère la réduction des lésions observées après administration de L-NMMA injecté plusieurs heures après un traitement par endotoxines [38]. De même, l'administration retardée d'un inhibiteur non spécifique réduisait les lésions muqueuses et l'activité myéloperoxydasique provoquée par l'administration d'acide trinitrobenzène sulphonique dans la lumière de l'intestin de cobaye [63]. L'inhibition sélective de la NOS II permettrait d'évaluer le rôle du NO dans la pathogénie des différents modèles de lésions inflammatoires du tube digestif chez l'animal. A ce jour aucun inhibiteur ne s'est montré suffisamment sélectif. L'inhibition spécifique de la NOS II doit être probablement limitée dans le temps et ne pas être totale afin de préserver son rôle dans la réparation tissulaire. Ainsi, l'administration de fortes doses d'un inhibiteur relativement spécifique de NOS II s'est révélé n'avoir aucune action sur les lésions de colites spontanées observées chez les singes rhésus [64].

Les corticostéroïdes inhibent l'induction de la NOS II par au moins trois mécanismes différents : inhibition de son facteur transcriptionnel, NF-*B, inhibition de la synthèse d'un cofacteur enzymatique (tétrahydrobioptérine) et inhibition du transport de son substrat la L-arginine [65]. La dexaméthasone favoriserait également la dégradation de l'enzyme [66]. Cette inhibition contribuerait à expliquer le rôle favorisant de cette drogue dans le développement des infections, mais également son rôle dans l'atténuation des manifestations du rejet après greffe ou dans le traitement des maladies inflammatoires intestinales. Les anti-inflammatoires non stéroïdiens et l'aspirine semblent aussi inhiber la NO synthétase II en interférant avec l'expression de son gène [67]. Cette inhibition, associée à celle déjà connue de la cyclo-oxygénase inductible, étend le mode d'action de ces anti-inflammatoires et confirme l'intérêt du développement d'un inhibiteur spécifique de l'enzyme inductible.

Il a été démontré que la sulfalazine, et non le 5-ASA, inhibait l'action de NF-*B, suggérant une action inhibitrice sur la NOS II [68].

CONCLUSION

Les résultats de ces travaux mettent en évidence la complexité du rôle du NO dans les muqueuses digestives. Sa sécrétion à faible concentration par l'enzyme constitutionnelle à partir de la cellule endothéliale prévient les lésions provoquées par les agents érosifs ou ulcérogènes. Dans ce cas, le NO s'oppose aux multiples mécanismes lésionnels issus du processus inflammatoire : vasoconstriction, agrégation des polynucléaires et des plaquettes, libération des radicaux libres. En revanche, après le déclenchement du processus inflammatoire, la synthèse excessive de NO à partir de l'enzyme inductible, dans les cellules épithéliales digestives et les polynucléaires, conduit à des phénomènes cytotoxiques qui font du NO un facteur déterminant de la réponse immunitaire non spécifique. Cependant, cette synthèse excessive peut provoquer des effets délétères dont les mécanismes ne sont pas encore élucidés.

A un stade plus avancé du processus inflammatoire, l'induction de l'enzyme inductible est impliquée dans l'initiation de la réparation tissulaire. Les structures tissulaires à l'origine de cette initiation restent à préciser. Il pourrait s'agir des cellules endothéliales, capables de produire du NO par l'enzyme inductible. Il est probable que cette activité enzymatique devra être respectée par de futurs traitements inhibant la synthèse du NO par l'enzyme inductible.

L'action toxique du NO produit par l'enzyme inductible à partir des cellules épithéliales pourrait être un facteur lésionnel important intervenant dans les entérocolites inflammatoires. L'inhibition sélective de l'enzyme inductible semble être une perspective thérapeutique prometteuse dans le traitement des processus lésionnels de la muqueuse digestive.

REFERENCES

1. Marletta MA, Yoon PS, Iyengar R, Leaf CD, Wishnok JS. Macrophage oxidation of L-arginine to nitrite and nitrate ; nitric oxide is an intermediate. Biochemistry 1988 ; 27 : 8706-11.

2. Palmer RMJ, Ashton DS, Moncada S. Vascular endothelial cells synthesize nitric oxide from L-arginine. Nature 1988 ; 333 : 664-6.

3. Kelm M, Feelisch M, Spahr R, Piper HM, Noack E, Schrader J. Quantitative and kinetic characterization of nitric oxide and EDRF released from cultured endothelial cells. Biochem Biophys Res Commun 1988 ; 154 : 236-44.

4. Rees DD, Palmer RMJ, Hodson HF, Moncada S. A specific inhibitor of nitric oxide formation from L-arginine attenuates endothelium-dependent relaxation. Br J Pharmacol 1989 ; 96 : 418-24.

5. Rees DD, Palmer RMJ, Moncada S. Role of endothelium-derived nitric oxide in the regulation of blood pressure. Proc Natl Acad Sci USA 1989 ; 86 : 3375-8.

6. Moncada S, Palmer RMJ, Higgs EA. Nitric oxide : physiology, pathophysiology and pharmacology. Pharmacol Rev 1991 ; 43 : 109-42.

7. Brown JF, Tepperman BL, Hanson PJ, Whittle BJR, Moncada S. Differential distribution of nitric oxide synthase between cell fractions isolated from the rat gastric mucosa. Biochem Biophys Res Commun 1992 ; 184 : 680-5.

8. Xu W, Charles IG, Moncada S, Gorman P, Sheer D, Liu L, et al. Mapping of the genes encoding human inducible and endothelial nitric oxide synthase (NOS2 and NOS3) to the pericentric region of chromosome 17 and to chromosome 7, respectively. Genomics 1994 ; 21 : 419-22.

9. Liao JK, Zulueta JJ, Yu FS, Peng HB, Cote CG, Hassoun PM. Regulation of bovine constitutive nitric oxide synthase by oxygen. J Clin Invest 1995 ; 96 : 2661-6.

10. Lamontagne D, Pohl U, Busse R. Mechanical deformation of vessel wall and shear stress determine the basal EDRF release in the intact coronary vascular bed. Cir Res 1992 ; 70 : 123-30.

11. Nichols K, Staines W, Krantis A. Nitric oxide synthase distribution in the rat intestine : a histochemical analysis. Gastroenterology 1993 ; 105 : 1651-61.

12. Pique JM, Whittle BJR, Esplugues JV. The vasodilatator role of endogenous nitric oxide in the rat gastric microcirculation. Eur J Pharmacol 1989 ; 174 : 293-6.

13. Holzer P, Livingston EH, Guth PH. Neural, metabolic, physical, and endothelial factors in the regulation of the gastric circulation. In : Johnson LR, ed. Physiology of the gastrointestinal tract. 3nd ed. New York : Raven, 1994 : 1311-29.

14. Whittle BJR, Lopez Belmonte J, Moncada S. Regulation of gastric mucosal integrity by endogenous nitric oxide : interactions with prostanoids and sensory neuropeptides in the rat. Br J Pharmacol 1990 ; 99 : 607-11.

15. Brain SD, Williams TJ, Tippins JR, Moris HR, Macintyre I. Calcitonin gene-related peptide is a potent vasodilatator. Nature 1985 ; 313 : 54-6.

16. Flowers MA, Wang Y, Stewart RJ, Patel B, Marsden PA. Reciprocal regulation of endothelin-1 and endothelial constitutive NOS in proliferating endothelial cells. Am J Physiol 1995 ; 269 : H1988-97.

17. Ferraz JG, Sharkey KA, Reuter BK, Asfaha S, Tigley AW, Brown ML, et al. Induction of cyclooxygenase 1 and 2 in the rat stomach during endotoxemia : role in resistance to damage. Gastroenterology 1997 ; 113 : 195-204.

18. Landino LM, Crews BC, Timmons MD, Morrow JD, Marnett LJ. Peroxynitrite, the coupling product of nitric oxide and superoxide, activates prostaglandin biosynthesis. Proc Natl Acad Sci 1996 ; 93 : 15069-74.

19. Price KJ, Hanson PJ, Whittle BJR. Stimulation by carbachol of mucus thickness in rat stomach involves nitric oxide. Eur J Pharmacol 1994 ; 263 : 199-202.

20. Nylander O, Hallgren A, Holm L. Duodenal mucosal alkaline secretion, permeability, and blood flow. Am J Physiol 1993 ; 265 : G1029-38.

21. Smith SM, Holm-Rutili L, Perry MA, Grisham MN, Arfors KE, Granter DN, et al. Role of neutrophils in hemorrhagic shock-induced gastric mucosal injury in the rat. Gastroenterology 1987 ; 93 : 466-71.

22. McCall TB, Boughton-Smith NK, Palmer RMJ, Whittle BJR, Moncada S. Synthesis of nitric oxide form L-arginine by neutrophils. Release and interaction with superoxide anion. Biochem J 1989 ; 261 : 293-6.

23. Gaboury J, Woodman RC, Granger DN, Reinhardt P, Kubes P. Nitric oxide prevents leukocyte adherence : role of superoxide. Am J Physiol 1993 ; 265 : H862-7.

24. Shin WS, Hong YH, Peng HB, De Caterina R, Libby P, Liao JK. Nitric oxide attenuates vascular smooth muscle cell activation by interferon-gamma. The role of constitutive NF-kappa B activity. J Biol Chem 1996 ; 271 : 11317-24.

25. Radomski MW, Palmer RMJ, Moncada S. Comparative pharmacology of endothelium-derived relaxing factor, nitric oxide and prostacyclin in platelets. Br J Pharmacol 1987 ; 92 : 181-7.

26. Stuehr DJ, Marletta MA. Mammalian nitrate biosynthesis ; mouse macrophages produce nitrite and nitrate in response to Escherichia coli lipopolysaccharide. Proc Natl Acad Sci 1985 ; 82 : 7738-42.

27. Xie QW, Cho HJ, Calaycay J, Mumford RA, Swiderek KM, Lee TD, et al. Cloning and characterization of inducible nitric oxide synthase from mouse macrophages. Science 1992 ; 256 : 225-8.

28. Chartain NA, Geller DA, Koty PP, Sitrin NF, Nussler EP, Hoffman EP, et al. Molecular cloning, structure, and chromosomal localization of the inducible nitric oxide synthase gene. J Biol Chem 1994 ; 269 : 6765-72.

29. Spitsin SV, Koprowski H, Michaels FH. Characterization and functional analysis of the human inducible nitric oxide synthase gene promoter. Mol Med 1996 ; 2 : 226-35.

30. Tzeng E, Billiar T, Robbins PD, Loftus M, Stuehr DJ. Expression of human inducible nitric oxide synthase in a tetrahydrobiopterin (H4B)-deficient cell line : H4B promotes assembly of enzyme subunits into an active dimer. Proc Natl Acad Sci 1995 ; 92 : 11771-5.

31. Vodovotz Y, Kwon NS, Pospischil M, Manning J, Paik J, Nathan C. Inactivation of nitric oxide synthase after prolonged incubation of mouse macrophages with IFN-* and bacterial LPS. J Immunol 1994 ; 152 : 4110-8.

32. Jun CD, Choi BM, Kim SU, Lee SY, Kim HM, Chung HT. Down-regulation of transforming factor-ß gene expression by antisense oligodeoxynucleotides increases recombinant interferon-*-induced nitric oxide synthesis in murine peritoneal macrophages. Immunology 1995 ; 85 : 114-9.

33. Bogdan C, Vodovotz Y, Paik J, Xie QW, Nathan C. Traces of bacterial lipopolysaccharide supress IFN-gamma-induced nitric oxide synthase gene expression in primary mouse macrophages. J Immunol 1993 ; 151 : 301-9.

34. Sheffler LA, Wink DA, Melillo G, Cox GW. Exogenous nitric oxide regulates IFN-* plus lipopolysaccharide-induced nitric oxide synthase expression in mouse macrophages. J Immunol 1995 ; 155 : 886-94.

35. Drapier JC, Hibbs JB. Differentiation of murine macrophages to express nonspecific cytotoxicity for tumor cells results in L-arginine-dependent inhibition of mitochondrial iron-sulfur enzymes in the macrophage effector cells. J Immunol 1988 ; 140 : 2829-38.

36. Kwon NS, Stuehr DJ, Nathan CF. Inhibition of tumor cell ribonucleotide reductase by macrophage-derived nitric oxide. J Exp Med 1991 ; 174 : 761-7.

37. Palmer RMJ, Bridge L, Foxwell NA, Moncada S. The role of nitric oxide in endothelial cell damage and its inhibition by glucocorticoids. Br J Pharmacol 1992 ; 105 : 11-2.

38. Laszlo F, Whittle BJR, Moncada S. Time-dependent enhancement or inhibition of endotoxin-induced vascular injury in rat intestine by nitric oxide synthase inhibitors. Br J Pharmacol 1994 ; 111 : 1309-15.

39. Beckman JS, Beckman TW, Chen J, Marshall PA, Freeman BA. Apparent hydroxyl radical production by peroxynitrite : implications for endothelial injury from nitric oxide and superoxide. Proc Natl Acad Sci USA 1990 ; 87 : 1620-4.

40. Rachmilewitz D, Stamler JS, Karmelli F, Mullins ME, Singel DJ, Loscalzo J, et al. Peroxynitrite-induced rat colitis : a new model of colonic inflammation. Gastroenterology 1993 ; 105 : 1681-8.

41. Xia Y, Zweier JL. Superoxide and peroxynitrite generation from inducible nitric oxide synthase in macrophages. Proc Natl Acad Sci 1997 ; 94 : 6954-8.

42. Granger Dl, Hibbs JB, Perfect JR, Durack DT. Specific amino acid (L-arginine) requirement for the microbiostatic activity of murine macrophages. J Clin Invest 1988 ; 81 : 1129-36.

43. Islam D, Veress B, Bardhan PK, Lindberg AA, Christensson B. In situ characterization of inflammatory responses in the rectal mucosae of patients with shigellosis. Infect Immun 1997 ; 65 : 739-49.

44. Salzman AL, Eaves-Pyles T, Linn SC, Denenberg AG, Szabo C. Bacterial induction of inducible nitric oxide synthase in cultured human intestinal epithelial cells. Gastroenterology 1998 ; 114 : 93-102.

45. Hoffman RA, Langrehr JM, Billiar TR, Curran RD, Simmons RL. Alloantigen-induced activation of rat splenocytes is regulated by the oxidative metabolism of L-arginine. J Immun 1990 ; 145 : 2220-6.

46. Albina JE, Mills CD, Henry WL, Caldwell MD. Regulation of macrophage physiology by L-arginine : role of the oxidative L-arginine deiminase pathway. J Immunol 1989 ; 143 : 3641-6.

47. Albina JE, Cui S, Mateo RB, Reicner JS. Nitric oxide-mediated apoptosis in murine peritoneal macrophages. J Immunol 1993 ; 150 : 5080-5.

48. Wei XQ, Charles IG, Smith A, Ure J, Feng GJ, Huang FP, et al. Altered immune responses in mice lacking inducible nitric oxide synthase. Nature 1995 ; 375 : 408-11.

49. Taylor-Robinson AW, Liew FY, Severn A, Xu D, Macsorley SJ, Garside P, et al. Regulation of the immune response by nitric oxide differentially produced by T helper 1 and T helper type 2 cells. Eur J Immunol 1994 ; 24 : 980-94.

50. Lu L, Bonham CA, Chambers FG, Watkins SC, Hoffman RA, Simmons RL, et al. Induction of nitric oxide synthase in mouse dendritic cells by IFN-gamma, endotoxin, and interaction with allogeneic T cells : nitric oxide production is associated with dendritic cell apoptosis. J Immunol 1996 ; 157 : 3577-86.

51. Sriskandan S, Evans TJ, Cohen J. Bacterial superantigen-induced human lymphocyte responses are nitric oxide dependent and mediated by IL-12 and IFN-gamma. J Immunol 1996 ; 156 : 2430-5.

52. Tepperman BL, Brown JF, Korolkiewicz R, Whittle JR. Nitric oxide synthase activity, viability and cyclic GMP levels in rat colonic epithelial cells : effect of endotoxin challenge. J Pharmacol Exp Ther 1994 ; 271 : 1477-82.

53. Singer II, Kawka DW, Scott S, Weidner JR, Mumford RA, Riehl TE, et al. Expression of inducible nitric oxide synthase and nitrotyrosine in colonic epithelium in inflammatory bowel disease. Gastroenterology 1996 ; 111 : 871-85.

54. Kimura H, Miura S, Shigematsu T, Ohkubo N, Tsuzuki Y, Kurose I, et al. Increased nitric oxide production and inducible nitric oxide synthase activity in colonic mucosa of patients with active ulcerative colitis and Crohn's disease. Dig Dis Sci 1997 ; 42 : 1047-54.

55. Ikeda I, Kasajima T, Ishiyama S, Shimojo T, Takeo Y, Nishikawa T, et al. Distribution of inducible nitric oxide synthase in ulcerative colitis. Am J Gastroenterol 1997 ; 92 : 1339-41.

56. Rachmilewitz D, Karmeli F, Eliakim R, Stalnikowicz R, Ackerman Z, Amir G, et al. Enhanced gastric nitric oxide synthase activity in duodenal ulcer patients. Gut 1994 ; 35 : 1394-7.

57. Wilson KT, Ramanujam KS, Mobley HL, Musselman RF, James SP, Meltzer SJ. Helicobacter pylori stimulates inducible nitric oxide synthase expression and activity in a murine macrophage cell line. Gastroenterology 1996 ; 111 : 1524-33.

58. Foresti R, Clark JE, Green CJ, Motterlini R. Thiol compounds interact with nitric oxide in regulating heme oxygenase-1 induction in endothelial cells. Involvement of superoxide and peroxynitrite anions. J Biol Chem 1997 ; 272 : 18411-7.

59. McCafferty DM, Mudgett JS, Swain MG, Kubes P. Inducible nitric oxide synthase plays a critical role in resolving intestinal inflammation. Gastroenterology 1997 ; 112 : 1022-7.

60. Albakri QA, Stuehr DJ. Intracellular assembly of inducible NO synthase is limited by nitric oxide-mediated changes in heme insertion and availability. J Biol Chem 1996 ; 271 : 5414-21.

61. Jungi TW, Brcic M, Sager H, Dobbelaere DA, Furger A, Roditi I. Antagonistic effects of IL-4 and interferon-gamma (IFN-gamma) on inducible nitric oxide synthase expression in bovine macrophages exposed to gram-positive bacteria. Clin Exp Immunol 1997 ; 109 : 431-8.

62. Bogdan C, Thuring H, Dlaska M, Rollinghoff M, Weiss G. Mechanism of suppression of macrophage nitric oxide release by IL-13 : influence of the macrophage population. J Immunol 1997 ; 159 : 4506-13.

63. Miller MJS, Sadowska-Krowicka H, Chotinaruemol S, Kakkis JL, Clark DA. Amelioration of chronic ileitis by nitric oxide synthase inhibition. J Pharmacol Exp Ther 1993 ; 264 : 11-6.

64. Ribbons KA, Currie MG, Connor JR, Manning PT, Allen PC, Didier P, et al. The effect of inhibitors of inducible nitric oxide synthase on chronic colitis in the rhesus monkey. J Pharmacol Exp Ther 1997 ; 280 : 1008-15.

65. Simmons WW, Ungureanu-Longrois D, Smith GK, Smith TW, Kelly RA. Glucocorticoids regulate inducible nitric oxide synthase by inhibiting tetrahydrobiopterin synthesis and L-arginine transport. J Biol Chem 1996 ; 271 : 23928-37.

66. Kunz D, Walker G, Eberhardt W, Pfeilschifter J. Molecular mechanisms of dexamethasone inhibition of nitric oxide synthase expression in interleukin 1ß-stimulated mesangial cells : evidence for the involvement of transcriptional and posttranscriptional regulation. Proc Natl Acad Sci 1996 ; 93 : 255-9.

67. Aeberhard EE, Henderson SA, Arabolos NS, Griscavage JM, Castro FE, Barrett CT, et al. Nonsteroidal anti-inflammatory drugs inhibit expression of the inducible nitric oxide synthase gene. Biochem Biophys Res Comm 1995;208:1053-9.

68. Wahl C, Liptay S, Adler G, Schmid RM. Sulfasalazine : a potent and specific inhibitor of nuclear factor kappa B. J Clin Invest 1998 ; 101 : 1163-74.


 

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