La famille des répresseurs transcriptionnels Gfi-1 dans la régulation de l’hématopoïèse

ARTICLE

Auteur(s) : Benoît Laurent, Voahangy Randrianarison, Dominique Duménil

Département d’hématologie, Institut Cochin, INSERM U567, CNRS UMR 8104, Université Paris V, 27, rue du Faubourg Saint-Jacques, 75014 Paris

Gènes codant Gfi-1 et Gfi-1B

Gfi-1B a été cloné en 1998 par hybridation à faible stringence avec une sonde correspondant aux doigts de zinc de Gfi-1 [3] (tableau 1( Tableau 1 )).

Gfi-1 et Gfi-1B sont très conservés au cours de l’évolution. Dans les espèces plus primitives comme le Zébrafish ou Xenopus, il semblerait que seul Gfi-1 existe, suggérant qu’une duplication génique a eu lieu au cours de l’évolution.
Tableau 1 Localisation chromosomique des gènes Gfi-1 et Gfi-1B

Protéines Gfi-1 et Gfi-1B

Structure des protéines

Gfi-1 et Gfi-1B se fixent, par l’intermédiaire de leurs doigts de zinc, sur une même séquence d’ADN : TAAATCAC(A/T)GCA (AATC dans 100 % des cas) [3].

Le domaine SNAG, séquence de 20 acides aminés, est identique dans Gfi-1, Gfi-1B, Gsh-1, une protéine à homéodomaine exprimée dans le système nerveux central, IA-1, protéine à doigts de zinc exprimée dans les cellules pancréatiques et les membres de la famille des protéines Snail/Slug [4]. Les protéines de la famille Snail/Slug sont également des répresseurs transcriptionnels possédant, comme Gfi-1 et Gfi-1B, un domaine SNAG et 4 à 6 doigts de zinc.

Par ailleurs, le domaine SNAG contient un signal de localisation nucléaire (NLS). Cependant, d’autres séquences responsables de la localisation nucléaire doivent exister dans la protéine car une protéine délétée de son domaine SNAG est retrouvée dans le noyau des cellules infectées avec un rétrovirus portant l’ADNc de Gfi-1B délété de la partie codant le domaine SNAG [5].

Dans la majorité des études conduites chez les vertébrés, le domaine SNAG a été décrit comme étant indispensable à la fonction répresseur de ces protéines. Récemment, l’importance de ce domaine a été confirmée par une expérience de knock in chez la souris. Les souris exprimant une protéine Gfi-1 dépourvue d’un domaine SNAG fonctionnel, présentent le même phénotype que les souris dont le gène Gfi-1 a été totalement inactivé [1].

La position du domaine SNAG dans la protéine est également importante. En effet, une protéine chimère composée du domaine SNAG de Gfi-1 suivi du domaine de liaison à l’ADN de PAX3 et du domaine de liaison à l’hormone du récepteur aux œstrogènes (SNAG/PAX3/ER) inhibe la transcription des gènes cibles de PAX3 en présence d’oestradiol. Par contre, si SNAG est placé en position C-terminale, la protéine n’a plus de fonction répresseur [6].

Le mécanisme par lequel le domaine SNAG participe à la fonction répresseur de Gfi-1 ou Gfi-1B reste à définir.

Des orthologues de Gfi-1sont décrits chez les invertébrés : chez C. elegans : pattern of gene expression 3 (pag-3) et chez la drosophile : Senseless (( figure 1 )). Ces protéines sont également nucléaires. Bien que ne possédant pas de domaine SNAG, Senseless et pag-3 sont des répresseurs transcriptionnels, ils recrutent des co-represseurs de type CtBP. Gfi-1 et ses orthologues pourraient, dans des organismes différents, avoir le même rôle en interagissant avec les mêmes partenaires [7].

Fonction des protéines

Analyse des effets de l’inactivation du gène codant Gfi-1 (souris Gfi-1^-/-)

Deux études démontrent le rôle de Gfi-1 dans l’autorenouvellement des cellules souches hématopoïétiques (HSC) [10, 11].

La première étude analyse l’hématopoïèse de souris dans laquelle la séquence codante de Gfi-1 a été remplacée par la séquence de la green fluorescent protein (GFP) [11]. La taille de nombreux compartiments immatures est diminuée (LSK, LT-HSC, ST-HSC, CLP et CMP) alors que les compartiments GMP et MEP ne sont pas modifiés. De plus, les propriétés des cellules souches sont altérées. En effet, des reconstitutions hématopoïétiques ont été réalisées en injectant des cellules médullaires sauvages ou Gfi-1^-/- en présence de cellules « compétiteur » dans des receveurs irradiés. Vingt-deux semaines plus tard, alors que les cellules myéloïdes et lymphoïdes du donneur sont détectées dans la moelle des receveurs après l’injection de cellules sauvages, aucune cellule Gfi-1^-/- n’est détectée dans la moelle des receveurs injectés avec des cellules Gfi-1^-/-[11].

Dans une deuxième étude [10], des souris chimères ont été construites en injectant dans les blastocystes C57/Bl6 des cellules ES de lignée 129 Gfi-1^+/- ou Gfi-1^-/-. Dans les chimères jeunes (moins de 1 mois), des cellules Gfi-1^+/- et Gfi-1^-/- sont présentes dans la moelle et dans le thymus des chimères. Par contre, dès le deuxième mois après la naissance, aucune cellule Gfi-1^-/- n’est détectée, ni dans la moelle, ni dans le thymus, ni dans la rate des chimères. Les cellules Gfi-1^-/-, en revanche, participent à la constitution de tous les autres tissus et ce tout au long de la vie des souris chimères.

Ces études démontrent clairement que la fonction des cellules souches hématopoïétiques est altérée en absence de Gfi-1. Les cellules souches Gfi-1^-/- sont incapables de maintenir une hématopoïèse normale à long terme. Cette anomalie pourrait venir d’un défaut dans la régulation du cycle cellulaire, et en particulier d’un défaut d’expression de la protéine p21^cip/WaF1, inhibiteur des kinases dépendantes des cyclines. Ainsi, les HSC Gfi-1^-/- prolifèrent plus activement que les HSC normales aboutissant à leur épuisement précoce. Cette hypothèse est étayée par le fait que l’inactivation des gènes codant p21^cip/Waf1 et Gfi-1 aboutisse au même défaut d’autorenouvellement des HSC. La possibilité que le gène codant p21 soit un gène cible de Gfi-1 ou Gfi-1B sera discutée plus loin.

Gfi-1 serait donc essentiel pour réduire le taux de prolifération des HSC et préserver leur intégrité fonctionnelle.

Gfi-1 a été cloné dans des cellules du tissu lymphoïde et sa fonction a été initialement décrite dans ce tissu [2]. Cependant, son rôle dans la régulation du développement du système lymphoïde est complexe car Gfi-1 semble être impliqué à différentes étapes de ce développement.

Dans les souris Gfi-1^-/-, la cellularité du thymus est très diminuée ainsi que celle des compartiments cellulaires contenant les précurseurs lymphoïdes (LSK Flt3⁺ et CLP). Cette diminution est due à l’augmentation de l’apoptose et au blocage partiel de la transition DN1-DN2 des précurseurs lymphoïdes double négatifs (DN), c-kit⁺, dépendants de cytokines pour leur prolifération et qui n’ont pas encore initié la recombinaison V(D)J.

Au cours de la différenciation, Gfi-1 joue un rôle dans la sélection CD4/CD8. En effet, dans le thymus et les ganglions des souris Gfi-1^-/-, le nombre de lymphocytes CD8⁺ est plus élevé que dans ceux des souris sauvages [8, 12]. Gfi-1 pourrait intervenir dans la sélection CD4-CD8 via la répression de l’expression du récepteur à l’IL-7 [13]. En effet, contrairement aux CD4⁺, les cellules CD8⁺ du thymus des souris Gfi-1^-/- expriment très fortement le récepteur à l’IL-7, leur procurant un large avantage prolifératif.

Gfi-1 a également un rôle dans la prolifération des cellules T matures Th2, CD4⁺, suggérant un rôle pour Gfi-1 dans la réponse immunitaire.

Le bilan de ces études montre cependant que l’inactivation de Gfi-1 a des conséquences fonctionnelles relativement mineures dans la fonction T. La réduction du nombre de cellules T matures du sang et des organes périphériques, comme la rate et les ganglions, est faible. Les cellules lymphoïdes Gfi-1^-/- reconstituent rapidement le système lymphoïde des souris irradiées létalement. Les récepteurs aux antigènes des cellules T et B sont exprimés normalement, le répertoire n’est pas modifié et les souris Gfi-1^-/- maintenues en conditions germ free ne développent pas d’infections opportunistes.

Quant aux cellules B, leur nombre dans la moelle des jeunes animaux Gfi-1^-/- est diminué de 5 fois. Cependant, la proportion des populations cellulaires aux différents stades de différenciation B reste normale. De même, l’analyse des marqueurs de surface des cellules B en cours de maturation ne révèle pas d’anomalies importantes. Aucun blocage de la différenciation n’est décrit [14]. Le nombre de lymphocytes B matures en périphérie (rate, ganglions lymphatiques et sang) est normal. Par conséquent, Gfi-1 ne semble pas jouer un rôle déterminant dans la lymphopoïèse B.

La différenciation dendritique (myéloïde à partir des CMP et lymphoïde à partir des CLP) est diminuée dans les organes lymphoïdes des souris Gfi-1^-/-. Ce défaut de différenciation est corrélé à une diminution de la phosphorylation de Stat3, cette diminution pouvant être la cause du défaut de maturation des cellules dendritiques. En effet, il a été montré, d’une part, que l’activation de Stat3 par Flt3L était indispensable au développement des cellules dendritiques et d’autre part, que l’inactivation de Stat3 dans les cellules hématopoïétiques induisait une diminution à la fois du nombre de précurseurs et des cellules dendritiques matures [15].

Gfi-1 jouerait donc sur la phosphorylation de Stat3, mais les mécanismes mis en cause restent à déterminer.

Les souris Gfi-1^-/- sont sévèrement neutropéniques et accumulent une quantité importante de cellules monocytaires immatures dans la moelle et le sang [9]. Ces cellules sont incapables de se différencier en granulocytes matures. Par contre, les progéniteurs myéloïdes Gfi-1^-/- dans lesquels Gfi-1 a été introduit ex vivo se différencient en présence de G-CSF. Gfi-1 a donc un rôle important dans le développement neutrophile, mais aussi dans la balance neutrophile/monocyte.

Une autre étude confirme ces résultats et montre que les souris Gfi-1^-/- développent facilement des abcès ayant pour origine des bactéries gram-positif [8]. Une accumulation de cellules myélomonocytaires atypiques co-exprimant des marqueurs de différenciation granulocytaire et monocytaire (Gr1⁺Mac1⁺ et le récepteur au M-CSF) se produit dans la moelle des souris. Ces cellules prolifèrent mais ne se différencient pas en présence de G-CSF alors qu’elles se différencient en monocytes en réponse au M-CSF.

L’analyse des transcrits des cellules médullaires Gfi-1^-/- bloquées au stade promyélocyte montre que ces cellules expriment l’élastase neutrophile. Ces cellules sont capables de phagocyter les bactéries et ont une activité respiratory burst normale. Ceci peut rendre compte de l’absence d’infection par des bactéries gram-négatif. Contrairement aux souris neutropéniques résultant de l’inactivation de CEBPα ou ε, le lignage éosinophile est normalement représenté et sa maturation est normale.

Une recherche systématique a été entreprise pour détecter des mutations potentielles de Gfi-1 chez les patients atteints de neutropénie sévère congénitale (NSC) en absence de mutation dans le gène codant l’élastase neutrophile (ELA2). Une mutation hétérozygote (1412A→G), entraînant une substitution N382S dans le cinquième doigt de zinc de Gfi-1, a été trouvée chez un enfant atteint de NSC. Contrairement à la protéine sauvage, la protéine Gfi-1 N382S ne se fixe pas à l’ADN [16] et ne réprime pas la transcription de C/EBPε induite par le G-CSF. Cette absence de répression de C/EBPε par Gfi-1 muté serait à l’origine de l’apparition de la neutropénie chez les patients portant la mutation N382S [17]. Une autre mutation entraînant une substitution K403R a également été trouvée.

Les malades atteints de NSC et les souris déficientes pour le gène Gfi-1 développent donc les mêmes symptômes. Une différence doit cependant être notée : les souris hétérozygotes pour une mutation nulle ne souffrent pas de neutropénie, contrairement aux patients NSC porteurs de mutation à l’état hétérozygote, suggérant que les mutations décrites chez l’homme conduisent à l’expression d’une forme « dominant négatif ».

Analyse des effets de l’inactivation du gène codant Gfi-1B (souris Gfi-1B^-/-)

L’analyse des embryons a montré que la mort in utero était due à l’absence totale de cellules matures érythroïdes et mégacaryocytaires dans le foie fœtal des embryons Gfi-1B^-/-. Cette absence ne provient pas d’un défaut de l’engagement des cellules souches multipotentes vers les voies érythroïde ou mégacaryocytaire car des progéniteurs érythroïdes et mégacaryocytaires sont présents dans le foie fœtal des embryons Gfi-1B^-/-. Les progéniteurs érythroïdes Gfi-1B^-/- sont cependant bloqués dans leur maturation au stade c-kit⁺Ter119⁺.

En effet, les colonies obtenues après culture des cellules de foie fœtal Gfi-1B^-/- en milieu semi-solide sont composées de précurseurs érythroïdes et ne contiennent pas de cellules synthétisant de l’hémoglobine.

Le phénotype des souris Gfi-1B^-/- est très proche de celui obtenu après inactivation des gènes codant GATA-1 ou Fog, autres facteurs de transcription exprimés principalement dans les mêmes lignages hématopoïétiques. Cependant, les embryons GATA-1^-/-[19] ou Fog^-/-[20] meurent légèrement plus tôt (12 à 13 jours de gestation) et l’érythropoïèse primitive des embryons Gfi-1B^-/- est moins altérée que celle des souris GATA-1^-/-.

À l’inverse de Gfi-1, Gfi-1B ne serait pas impliqué dans la régulation de l’autorenouvellement des cellules souches hématopoïétiques. En effet, Hock et al. montrent que les greffes secondaires réalisées avec des cellules de foie fœtal Gfi-1B^-/- sont aussi efficaces que celles réalisées avec des cellules de foie fœtal Gfi-1B^+/-[10]. Cette différence entre le rôle de Gfi-1 et Gfi-1B dans les cellules souches pourrait s’expliquer simplement par l’absence d’expression de Gfi-1B dans les cellules souches immatures (tableau 2( Tableau 2 )).
Tableau 2 Récapitulatif des effets de l’inactivation des gènes Gfi-1 et Gfi-1B sur l’hématopoïèse

Analyse des effets de la modulation de l’expression de Gfi-1B

Ces résultats ne vont pas dans le même sens que ceux obtenus par Osawa et al. [21]. Ces derniers montrent que l’expression ectopique de Gfi-1B dans les cellules CD34⁺ induit une expansion des progéniteurs érythroïdes sans différenciation terminale. Cependant, une étiquette Flag a été placée à l’extrémité N-terminale de la protéine, empêchant vraisemblablement le domaine SNAG d’exercer son rôle répresseur transcriptionnel. Cette observation est d’ailleurs confirmée par Kazanjian et al. [6].

Caractérisation des gènes cibles de Gfi-1 et Gfi-1B

Pour caractériser les gènes cibles de Gfi-1, Yücel et al. ont comparé les transcriptomes de populations lymphocytaires double-positives CD4⁺/CD8⁺ (DP) du thymus d’animaux sauvages et de souris Gfi-1^-/-. Ils ont trouvé cinq gènes dont la transcription est significativement augmentée dans les souris Gfi-1^-/-. Il s’agit de c-Maf, LKLF, (TRAF)5, Id1 et Id2 [12]. Curieusement, les auteurs ne retrouvent pas le récepteur à l’IL-7 identifié comme un gène cible de Gfi-1 au stade DP [13].

Par ailleurs, l’équipe qui a décrit les mutations de Gfi-1 responsables des neutropénies sévères congénitales, a réalisé des immunoprécipitations de la chromatine avec l’anticorps anti-Gfi-1 sur 34 promoteurs de gènes exprimés dans les cellules myéloïdes susceptibles d’être régulés par Gfi-1 [22]. Cette étude, réalisée dans trois lignées différentes de cellules myéloblastiques (KG-1 et HL60), monoblastiques (U937) et lymphocytaires T (Jurkat) montre que sur les 34 gènes testés, Gfi-1 est immunoprécipité avec la séquence promotrice de 15 d’entre eux. Les auteurs ont également recherché la présence de Gfi-1 sur le promoteur des gènes cibles au cours de la différenciation de HL60 induite par l’ATRA. Les gènes cibles de Gfi-1 sont des gènes codant des protéines indispensables à la différenciation myéloïde (ELA2, AZU, Jak3, C/EBPα et ε, Ets, E2F5) et au contrôle du cycle cellulaire (E2F5, E2F6, Ets2, c-myc et p21^cip/WAf) dont l’expression diminue au cours de la différenciation. Il est intéressant de noter que Gfi-1 se lie différemment sur les différents promoteurs selon le type cellulaire. Par exemple, Gfi-1 est retrouvé sur le promoteur du gène p21^cip/Waf uniquement dans les cellules U937 et non dans les cellules KG-1 ou Jurkat.

Le gène p21 a été décrit comme étant un gène cible de Gfi-1 et Gfi-1B, cependant ce résultat est discuté.

Gfi-1 réprime la transcription du gène p dans les cellules HL-60 [23] en recrutant la méthyl transférase G9a et HDAC1 sur son promoteur. Pourtant, l’inactivation du gène codant Gfi-1 induit une diminution de l’ARNm et/ou de la protéine p21 dans les cellules souches (population LSK) [10, 11]. Ce résultat reste difficile à interpréter quant au rôle de Gfi-1 dans la régulation de la transcription de p21.

Dans l’étude décrivant le clonage de Gfi-1B, Tong et al. démontrent que Gfi-1B est capable de réprimer la transcription du gène codant p21^cip/Waf en se fixant directement sur la séquence promotrice de ce gène [3]. Ces résultats ont été obtenus dans les cellules d’une lignée myélomonocytaire, M1. Cependant, Saleque et al. rapportent que l’expression de la p21 n’est pas affectée au cours du développement des souris Gfi-1B^-/-[18]. En effet, ils ne détectent pas de modification de l’accumulation des ARNm de la p21 dans les cellules érythroïdes provenant de cellules de foie fœtal d’embryons Gfi-1B^-/- cultivées en milieu semi-solide en présence d’érythropoïétine (EPO) et de SCF.

Nos résultats préliminaires montrent également que la surexpression de Gfi-1B n’induit pas systématiquement une diminution de p. La diminution de l’ARN messager p21 pourrait être la conséquence de la surexpression de Gfi-1B sur la différenciation des cellules érythroïdes. En fait, comme le suggèrent Duan et al. [22], si Gfi-1 et Gfi-1B ont un rôle dans la régulation de la transcription du gène p21, celle-ci dépend du contexte cellulaire.

Les protéines de la famille Suppressors of cytokine signaling (SOCS), Socs 1 et Sosc 3, seraient également des gènes cibles de Gfi-1B. Les protéines de cette famille régulent négativement la signalisation induite par les récepteurs de cytokines. Plusieurs sites consensus de fixation de Gfi-1B ont été trouvés au niveau des promoteurs de leur gène [24]. Les résultats d’expériences de transfection transitoire et de retard sur gel permettent aux auteurs de conclure que Gfi-1B se fixe sur le promoteur de Socs1 dans des cellules érythroïdes (32-D exprimant R-EPO et HCD57) et réprime sa transcription. Par ailleurs, les auteurs proposent un modèle dans lequel Gfi-1B et Stat5 auraient un rôle antagoniste sur le promoteur de Socs1 et Socs3, Stat5 activant et Gfi-1B réprimant la transactivation de ces gènes. Cette hypothèse relierait la transduction du signal induite par la fixation de l’EPO sur son récepteur et la régulation transcriptionnelle spécifique de l’érythropoïèse.

Il faut rappeler que, Gfi-1B est un gène cible de Gfi-1 et Gfi-1 est un gène cible de Gfi-1B. Cependant, Gfi-1 et Gfi-1B sont rarement exprimés simultanément dans une même cellule hématopoïétique, on peut donc s’interroger sur la pertinence de cette observation dans la physiologie de l’hématopoïèse.

Caractérisation des partenaires de Gfi-1 et Gfi-1B

Par ailleurs, Gfi-1 se lie à un inhibiteur de la transduction du signal induite par des cytokines, PIAS3 (protein inhibitor of activated STAT3) [28]. PIAS3 se lie aux dimères de STAT (signal transducers and activators of transcription) et bloque leur capacité à se fixer à l’ADN. Gfi-1, en fixant PIAS3, l’empêche de se lier à STAT3 et donc favorise l’activation de la signalisation par STAT3. De façon intéressante, cette liaison à PIAS3 se fait par le domaine de Gfi-1 compris entre SNAG et les doigts de zinc, domaine non homologue entre Gfi-1 et Gfi-1B. L’interaction avec PIAS3 serait donc spécifique de Gfi-1 et ne semble pas être essentielle à sa fonction dans l’hématopoïèse car la lymphohématopoïèse des souris KI Gfi-1/Gfi-1B est normale [1].

Gfi-1B a été mis en évidence dans des complexes contenant SCL/Tal-1 [26] ou GATA-1 [29] dans des cellules érythroïdes et mégacaryocytaires, respectivement.

Rodriguez et al. ont montré que GATA-1 forme des complexes avec différents partenaires, complexes qui pourraient avoir des fonctions différentes au cours de l’érythropoïèse [29]. Par exemple, le complexe GATA-1/Gfi-1B pourrait avoir un rôle répresseur sur la transcription de gènes impliqués dans la régulation du cycle cellulaire au cours de la différenciation érythroïde.

Gfi-1B fait également partie d’un complexe contenant la protéine SCL/Tal-1 [26]. En effet, SCL/Tal-1, facteur de transcription possédant un domaine bHLH, fait partie du complexe contenant ETO-2 et Gfi-1B dans les cellules immatures érythroïdes (cellules MEL). Gfi-1B disparaît du complexe au cours de la différenciation érythroïde des cellules de foie fœtal. Gfi-1B est absent du complexe SCL/ETO-2 dans les cellules mégacaryocytaires établies en lignée (L8057).

Le rôle précis de ces complexes dans la régulation de l’hématopoïèse reste à définir.

Gfi-1, Gfi-1B et oncogenèse

Trois groupes de gènes cibles de MoMuLV ont été identifiés : les gènes codant les protéines de la famille des sérine-thréonine kinases Pim, les protéines de la famille des facteurs de transcription Myc et un autre groupe comprenant Bmi1, Gfi-1 et Gfi-1B. Bmi-1, membre de la famille polycomb, est un répresseur transcriptionnel des gènes homéotiques et des gènes codant des suppresseurs de tumeur tels que p16/p19 [33]. La coopération entre c-myc et Bmi-1 passerait par la répression de p16ink4a/p19 arf [34]. La coopération myc-Gfi-1 passerait-elle par une répression similaire ?

De façon intéressante, le site d’insertion rétrovirale pal-1/Gfi-1 n’est pas retrouvé dans les tumeurs myéloïdes, suggérant que le pouvoir oncogène de la surexpression de Gfi-1 est restreint aux lymphocytes.

Par ailleurs, les insertions rétrovirales conduisant à la surexpression de Gfi-1B sont rares. Comment expliquer cette différence de potentialité oncogénique entre Gfi-1 et Gfi-1B ? Il est possible que l’environnement chromatinien (conformation de la chromatine ou nature des protéines fixées au niveau du locus) de Gfi-1B ne soit pas le même que celui de Gfi-1 et qu’il ne puisse pas être une cible de MoMuLV.

Le gène codant Gfi-1 se trouve sur le chromosome 1p22, une région réarrangée dans certaines maladies comme les lymphomes non-Hodgkiniens, le mésothéliome ou le mélanome [35]. De même, le gène codant Gfi-1B est localisé en 9q34.13, une région cible de réarrangements dans certains désordres hématologiques comme la leucémie aiguë myéloblastique (LAM), la leucémie myéloïde chronique (LMC) ou le myélome multiple. Le gène codant Gfi-1B se trouve sur le même chromosome et est très proche du gène codant ABL1. Bien que cela ne soit pas décrit, la séquence codant Gfi-1B pourrait être amplifiée en même temps que ABL1.

La surexpression de Gfi-1 dans les cellules lymphoïdes entraîne leur transformation. La surexpression de Gfi-1B pourrait-elle participer au développement de désordres de type myéloïde ?

Expression de Gfi-1 et Gfi-1B

Une forte expression de Gfi-1 est trouvée dans les thymocytes ainsi que dans les populations immatures du lignage B (pré-pro B). L’expression de Gfi-1 diminue au cours de la maturation pour devenir indétectable dans les cellules B matures. Cependant une stimulation antigénique entraîne une expression de Gfi-1 dans les cellules B matures stimulées [14].

L’expression de Gfi-1B est restreinte aux cellules des lignages érythrocytaire et mégacaryocytaire. Gfi-1B est exprimé à la fois dans les progéniteurs érythro-méga (MEP) et dans les cellules matures érythroïdes (Ter119+) et mégacaryocytaires (CD41^high) [37].

Dans les cellules du tissu hématopoïétique, l’expression de Gfi-1 et de Gfi-1B est généralement exclusive suggérant qu’il existe une régulation différente des deux loci au cours de l’hématopoïèse. L’expression concomitante de Gfi-1 et Gfi-1B n’est retrouvée que dans une population de cellules B immatures [37].

En dehors du tissu hématopoïétique, Gfi-1 est exprimé dans les précurseurs des neurones sensoriels, les cellules de la rétine, certaines cellules du poumon et du système nerveux [38, 39]. Par contre, Gfi-1B n’est pas retrouvé en dehors des cellules du tissu hématopoïétique.

Régulation de l’expression de Gfi-1 et de Gfi-1B

Le promoteur de Gfi-1B a été également étudié. Comme Gfi-1, Gfi-1B régule négativement sa propre expression. L’expression endogène de Gfi-1B est totalement inhibée par Gfi-1B transgénique dans les cellules spléniques.

En revanche, aucune inhibition de l’expression endogène de Gfi-1B n’est observée dans les cellules de la moelle osseuse [41]. Des expériences d’immunoprécipitation de la chromatine montrent que, dans les cellules spléniques de souris normales, les sites de fixation pour Gfi-1 (ou Gfi-1B puisque ce sont les mêmes) du promoteur de Gfi-1B sont occupés par Gfi-1B. Qu’en est-il de la fixation de Gfi-1B sur ses sites dans les cellules médullaires ? Malheureusement, les auteurs n’ont pas étudié ce point. La différence entre les effets de la surexpression de Gfi-1B sur la régulation de l’expression de Gfi-1B endogène dans les cellules spléniques et médullaires est intéressante et semble suggérer que Gfi-1B pourrait avoir un rôle différent ou agir différemment dans les cellules spléniques et médullaires.

Plus récemment, un promoteur minimal de Gfi-1B spécifique des cellules érythroïdes a été décrit [42, 43]. Cette séquence (-145/+19) ne contient pas de boîte TATA mais contient un élément initiateur INR. Un site de fixation pour GATA a été mis en évidence à –132 paires de bases du site d’initiation de la transcription. Trois sites de fixation de Gfi-1B sont regroupés en un core situé à -60 paires de bases du site d’initiation. GATA-1 aurait un rôle direct dans la transactivation de Gfi-1B. Des tests de transactivation in vitro avec le promoteur de Gfi-1B suivi de la séquence d’un gène rapporteur, ont montré qu’effectivement GATA-1 est responsable de l’activation de la transcription de Gfi-1B. La façon dont GATA-1 et Gfi-1B interfèrent pour réguler la transcription de Gfi-1B au cours de la différenciation érythroïde reste cependant à définir.

Gfi-1B pourrait également être régulé par SCL/Tal-1, facteur de transcription bHLH, au cours de la différenciation érythroïde [44].

Conclusion

Nous avons vu que Gfi-1 ou Gfi-1B étaient interchangeables. En effet, lorsque l’un ou l’autre de ces facteurs est surexprimé dans une cellule, les effets de la surexpression sont les mêmes [21] et l’hématopoïèse des souris KI Gfi-1/Gfi-1B est normale [1]. Gfi-1B peut donc remplacer Gfi-1 au cours de la différenciation lymphocytaire et granulocytaire suggérant que l’interaction de Gfi-1 avec PIAS3 n’est pas indispensable à la maturation lymphocytaire et neutrophile.

Quelle est la fonction de Gfi-1 et de Gfi-1B ?

La caractérisation des gènes cibles de ces facteurs dans les différents types cellulaires nous renseignerait sur leur fonction précise. En effet, les résultats contradictoires concernant la p21, un des rares gènes cibles de Gfi-1 et Gfi-1B décrit à ce jour, démontrent la complexité des mécanismes d’action de Gfi-1. Alors que Gfi-1 ou Gfi-1B sont généralement décrits comme répresseurs de la transcription de p21, comment l’inactivation de Gfi-1 induit-elle une diminution de l’expression de p21 dans la population cellulaire immature LSK ? Il est possible que, dans les cellules très immatures du tissu hématopoïétique, Gfi-1 active directement ou indirectement la transcription des gènes codant des inhibiteurs du cycle cellulaire (tel que p21), puis, au cours de la différenciation, Gfi-1 et Gfi-1B réprimeraient la transcription de ces inhibiteurs du cycle, permettant aux cellules de proliférer.

Comment Gfi-1 et Gfi-1B exercent-ils leur fonction de répresseur ?

Il est clairement établi que le domaine SNAG en position N-terminale est indispensable à cette fonction même si la façon dont SNAG réprime la transcription reste à définir. Aucune compétition entre activateur et répresseur n’a été décrite. Le recrutement des protéines impliquées dans le remodelage de la chromatine pourrait expliquer la fonction répresseur de Gfi-1 et Gfi-1B. Une étude très récente conforte cette hypothèse en montrant un lien direct entre Gfi-1B et la méthylation des histones [45].

Remerciements

Références

2 Gilks CB, et al. Progression of interleukin-2 (IL-2)-dependent rat T cell lymphoma lines to IL-2-independent growth following activation of a gene (Gfi-1) encoding a novel zinc finger protein. Mol Cell Biol 1993 ; 13 : 1759-68.

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