ARTICLE
Auteur(s) : Laurent
Meijer
Equipe Cycle Cellulaire, CNRS, Station Biologique, place G.
Teissier, 29680 Roscoff
La division cellulaire est le processus fondamental par lequel une
cellule mère donne deux cellules filles identiques entre elles et à
la cellule dont elles dérivent. Le cycle cellulaire est
essentiellement constitué de l’interphase, au cours de laquelle les
chromosomes sont répliqués, et de la mitose, au cours de laquelle
les chromosomes se répartissent entre les deux cellules filles. À
côté de ce cycle de division chromosomique, il existe un cycle
cytoplasmique, un cycle centrosomique, un cycle nucléolaire, un
cycle de l’appareil de Golgi. Tous ces événements sont
interdépendants et parfaitement couplés [1-3].La division
cellulaire est un processus essentiel au développement embryonnaire
mais également vital pendant toute la vie de l’organisme adulte.
Tous les jours, un milliard de cellules doivent être renouvelées –
soit près de 20 millions de divisions cellulaires par seconde
– pour remplacer les cellules qui sont perdues de façon continue.
Ce mécanisme de division cellulaire, extrêmement complexe, est
régulé par un grand nombre de protéines intervenant très
transitoirement et dans un ordre défini, permettant ainsi la
succession précise des différentes étapes du cycle cellulaire. Il
arrive occasionnellement qu’une anomalie de régulation de la
division apparaisse, apparition favorisée par les produits
cancérigènes. La cellule devient alors cancéreuse et va se
développer librement en une tumeur qui, par métastase, va quitter
son tissu de départ et essaimer dans tout l’organisme, entraînant
des conséquences dramatiques pour tout l’organisme. On comprend
alors l’intérêt d’étudier les régulateurs de la division
cellulaire, dont les anomalies sont souvent à l’origine des
cancers.La division cellulaire a été décrite il y a plus de
150 ans et a fait l’objet de très nombreuses études en raison
de son caractère fondamental. En revanche, sa régulation
intracellulaire n’est connue que depuis quelques décennies, grâce à
des travaux entrepris sur des modèles biologiques très variés. La
complémentarité d’approche et la convergence des résultats ont
finalement abouti à un modèle général de contrôle intracellulaire
de la division. Ces travaux ont été couronnés par l’attribution, en
octobre 2001, du prix Nobel de physiologie et de médecine à
trois acteurs essentiels du décryptage des mécanismes régulant le
cycle cellulaire, Tim Hunt, Paul Nurse et Leyland Hartwell.Le cycle
cellulaire reste un grand sujet d’études en biologie cellulaire et
moléculaire comme en témoignent la dizaine d’articles publiés
chaque jour dans ce domaine, les multiples applications possibles
de la compréhension de la division cellulaire et l’intérêt
croissant de l’industrie pharmaceutique.
Phases du cycle de division cellulaire
Lorsqu’elles ne se divisent pas, les cellules sont dites en
quiescence ou en phase G0. Sous l’effet de signaux mitogènes, elles
entament un cycle de division (( figure 1 )). Le cycle
cellulaire est classiquement divisé en quatre phases, G1, S, G2, M.
Au cours de la phase G1 (de gap = intervalle), les cellules passent
par le point de restriction, une sorte de point de non-retour à
partir duquel le cycle est irréversiblement engagé et l’entrée en
division ne dépend plus de la présence des facteurs mitogènes. La
phase G1 est préparatrice à la phase S au cours de laquelle l’ADN
est répliqué. La phase G2 précède la phase M, ou mitose, au cours
de laquelle les chromosomes dédoublés sont répartis dans les deux
cellules filles, grâce au fuseau de division. Cette phase M est
classiquement découpée en cinq périodes : la prophase, la
prométaphase, la métaphase, l’anaphase et la télophase. La
cytokinèse achève la division de la cellule. Lorsque les cellules
cessent toute prolifération, sous l’effet de signaux antimitogènes
ou suite à la disparition des agents mitogènes, elles quittent le
cycle cellulaire et retournent en phase de quiescence. Les quatre
phases s’enchaînent de façon coordonnée, chaque phase ne pouvant
commencer que lorsque la précédente s’est déroulée correctement. En
effet de nombreux mécanismes de contrôle (checkpoints) assurent une
sorte de « contrôle qualité » à chaque étape et bloquent
le déroulement du cycle lorsqu’une anomalie est détectée
(endommagement de l’ADN, ADN non complètement répliqué, chromosomes
non attachés au fuseau mitotique) [4, 5].
Kinases cycline-dépendantes
L’une des découvertes majeures dans le domaine du cycle cellulaire
a été l’identification des kinases cyclines-dépendantes
(cyclin-dependent kinases, CDK). Ces protéines kinases jouent en
effet un rôle essentiel dans le déclenchement, le contrôle et la
succession harmonieuse des différentes phases du cycle. Elles sont
actives uniquement sous forme d’un complexe entre une sous-unité
catalytique (CDK) et une sous-unité régulatrice (cycline).
Schématiquement (( figure 2 )), CDK4 et CDK6,
associées à des cyclines de type D, régulent le déroulement de la
phase G1. Puis CDK2-cycline E prend le relais pour assurer la
transition G1/S, suivie par CDK2-cycline A qui assure le contrôle
de la phase S. CDK1-cycline A intervient en G2, CDK1-cycline B
régule la transition G2/M et l’entrée en mitose.
Quatre niveaux de régulation contribuent à l’activité
transitoire de ces CDK :
- - l’assemblage transitoire des complexes CDK-cyclines,
lié à une durée de vie des cyclines généralement courte ;
- – des modifications post-traductionnelles,
phosphorylations et déphosphorylations, conduisant à l’activation
ou à l’inactivation des CDK. Ainsi les CDK sont phosphorylées sur
deux résidus adjacents (Thr14 et Tyr15 pour CDK1) situés au bord de
la poche de fixation de l’ATP. Cette phosphorylation inhibitrice
est levée par une famille de phosphatases très particulières, les
phosphatases CDC25 A, B ou C. En revanche, la phosphorylation,
par CDK7-cycline H-Mat1, d’un résidu situé sur la boucle T (Thr161
pour CDK1), est essentielle à l’activation des CDK ;
- – une association transitoire avec des inhibiteurs
protéiques. Il en existe deux types, la famille INK4, dont les
membres interfèrent avec la fixation de la cycline de type D sur la
CDK, et la famille CIP/KIP, dont les membres se fixent sur les
complexes CDK-cyclines et les inactivent [6]. De façon surprenante,
p21CIP1 et p27KIP1 se fixent sur CDK4 sans en
inhiber l’activité kinase, ils sont en fait nécessaires pour
l’assemblage du complexe CDK4-cycline D et sa translocation dans le
noyau. En revanche, ces deux protéines sont d’excellents
inhibiteurs de CDK2-cycline E. L’apparition de p21CIP1
et p27KIP1 permet donc la formation des complexes
CDK4-cyclines D, tout en retardant l’activation des complexes
CDK2-cycline E. Enfin, CDK2-cycline E, en phosphorylant
p27KIP1, conduit à son ubiquitinylation par Skp1/Skp2 et
à sa destruction par le protéasome [7]. Cette élimination de
p27KIP1 contribue à l’entrée en phase S ;
- – des changements très importants de localisation
intracellulaire, en général également régulée par phosphorylations
et déphosphorylations.
Transition G0/G1
Il existe une grande variété de facteurs mitogènes, dont la
description dépasse le cadre de cet article [8]. Ces facteurs
agissent, en général, par l’intermédiaire de récepteurs
transmembranaires de type tyrosine kinases ou encore couplés à des
protéines G. Les protéines G de type Rho, Ras sont souvent
modifiées de façon post-traductionnelle par prénylation du côté
C-terminal. Ces prénylations, catalysées par une
farnésyltransférase et une géranylgéranyl transférase, sont
essentielles pour le fonctionnement de la voie de signalisation.
Suit alors l’activation d’une cascade de protéine kinases, de type
MAPKKK/MAPKK/MAPK, telle Raf/MEK1/Erk1/2 ou PI3K/PDK1/AKT (( figure 3 )). En
général, ces cascades conduisent à la stimulation de la
transcription de gènes essentiels pour l’entrée en division (en
particulier cyclines D, CDK). Une autre voie importante, également
impliquée dans l’entrée en division, est celle de l’oncogène Myc.
Myc forme un dimère avec la protéine Max, dimère qui active la
transcription des gènes de cyclines D et E, CDC25A, CDK4, E2F [9].
Progression en G1
Le début du cycle cellulaire nécessite la transcription d’un
certain nombre de gènes, tels que les cyclines D et E,
p21CIP1, p27KIP1 et des gènes sous le
contrôle des facteurs de transcription de la famille E2F, comme la
cycline E (( figure
4 )). Les cellules sont maintenues en G1 grâce aux
protéines de la famille du rétinoblastome, pRb, p107 et p130
(pocket proteins). Ces suppresseurs de tumeur bloquent le cycle
cellulaire en s’associant à E2F. En effet, en complexe avec pRb,
les facteurs E2F, associés au cofacteur de transcription DP,
restent inactifs : pRb et p107, p130 maintiennent donc la
cellule en G1.
Au cours de G1, les CDK phosphorylent pRb, ce qui conduit à la
dissociation du complexe Rb-E2F, et donc à la libération de
facteurs E2F actifs. Il semblerait que CDK4-6, associée aux
cyclines D, induise le processus et permette une activation
transcriptionnelle partielle. Une phosphorylation supplémentaire de
pRb par CDK2-cycline E permet la libération complète des facteurs
E2F.
La famille E2F régule l’expression de gènes impliqués dans la
transition G1/S, mais aussi de gènes codant des protéines
contrôlant la réplication (MCM, cdc6), des enzymes nécessaires à la
synthèse d’ADN. On comprend pourquoi les inhibiteurs naturels de
CDK, des familles INK4 et CIP1/KIP, en maintenant pRb sous forme
hypophosphorylée, donc liée à E2F, constituent des inhibiteurs
puissants du cycle cellulaire. L’inactivation de ces inhibiteurs
permet la progression de la cellule à travers la phase G1 et la
transition G1/S.
Transition G1/S
La préparation à la transition G1/S commence tout d’abord par
l’assemblage d’un complexe préréplicatif (pré-RC) (( figure 5 )). L’ORC (origin
recognition complex), un complexe de six sous-unités (Orc1-6), lie
l’adénosine triphosphate (ATP), puis se fixe sur l’ADN au niveau
des origines de réplication. L’ORC recrute ensuite deux facteurs
essentiels, cdc6, une ATPase, et Cdt1, un facteur de transcription.
Ces deux facteurs essentiels interviennent ultérieurement pour
permettre l’accrochage des six protéines (MCM2-7) du complexe MCM
(mini-chromosome maintenance).
Plusieurs protéines et complexes protéiques doivent s’associer
aux complexes préréplicatifs afin que la synthèse d’ADN puisse
commencer (( figure
5 )). La protéine Mcm10/Dna43 se fixe tout d’abord au
complexe préréplicatif. La kinase cdc7 commence par activer ce
complexe en fin de phase G1. La kinase CDK2-cycline E intervient
ensuite et le complexe peut alors fixer cdc45, un facteur essentiel
qui permettra l’accrochage de l’ADN polymérase α. L’activité
CDK2 est indispensable pour l’association de cdc45 à la chromatine.
Une ADN hélicase est alors activée au niveau des fourches de
réplication et les ADN polymérases peuvent commencer à agir. La
topologie de l’ADN est maintenue par l’activité de plusieurs
topo-isomérases [10].
L’assemblage de la machinerie de synthèse de l’ADN et
l’induction de son activité sont donc contrôlés par deux kinases,
cdc7 et CDK2. L’activité de cdc7 dépend de la présence transitoire
de Dbf4, comme l’activité des CDK dépend de la présence transitoire
des cyclines. Le niveau de Dbf4 est maximal en phase S et est la
résultante des activités de synthèse protéique et de destruction
protéolytique. Cette régulation de cdc7/Dbf4 explique qu’on lui
donne parfois le nom de DDK (Dbf4-dependent kinase) [11]. Cdc7/Dbf4
phosphoryle essentiellement les protéines MCM, en particulier MCM2.
L’activité des CDK est indispensable à la réplication de l’ADN,
mais la plupart des substrats qui doivent être phosphorylés restent
encore inconnus. CDK2-cycline E phosphoryle p27KIP1, ce
qui stimule son ubiquitination par Skp1/Skp2 et conduit à sa
destruction par le protéasome, contribuant à la transition G1/S
[4].
Phase S
Les mécanismes moléculaires de la réplication de l’ADN sont
complexes et dépassent le cadre de cet article. Nous ne les
décrirons que très brièvement [12]. La réplication de l’ADN est
catalysée par l’ADN polymérase, une enzyme qui utilise un brin
d’ADN comme base de synthèse (template) de l’autre brin par
additions successives, sur l’extrémité 3’, de nucléotides
complémentaires fournis par les précurseurs dATP, dTTP, dGTP et
dCTP. L’élongation de la chaîne d’ADN se fait donc dans le sens 5’
→ 3’. Dans la cellule, la réplication de la molécule d’ADN double
brin se fait dans une structure en forme de Y, la fourche de
réplication (replication fork). Celle-ci progresse graduellement le
long de la double hélice parentale, générant deux doubles hélices
filles derrière elle, formant les deux bras du Y. Chacune
avance dans une direction chimique différente, 3’ → 5’ et 5’ → 3’.
L’ADN polymérase ne fonctionne que sur un des brins, dans le sens
5’ → 3’ (leading strand). La synthèse de l’ADN sur l’autre brin (3’
→ 5’, lagging strand) fait donc appel à un autre mécanisme. En
effet, sur ce brin, l’ADN polymérase produit de longues séries de
fragments, les fragments d’Okazaki , qui sont ensuite reliés
les uns aux autres par une ADN ligase. Parmi les nombreuses
protéines qui interviennent (au moins 27 au niveau de la fourche de
réplication), mentionnons simplement l’ADN hélicase, qui déploie la
double hélice et l’ADN primase qui produit les amorces pour les
fragments d’Okazaki.
Transitions G2/M et prophase/métaphase
La phase G2 est souvent présentée comme une phase de préparation à
la mitose, mais ces mots masquent davantage notre méconnaissance de
cette partie du cycle cellulaire. Elle est marquée par le début de
la condensation des chromosomes. La kinase CDK1-cycline A est
active en G2, mais ses fonctions demeurent inconnues.
La transition prophase/métaphase, souvent abusivement nommée
transition G2/M, est contrôlée par la kinase CDK1-cycline B. En
G2-début de prophase, CDK1 est présente sous forme monomérique
inactive. Puis, au fur et à mesure de la synthèse de cycline B, le
complexe CDK1-cycline B s’accumule pour atteindre un niveau maximal
en prophase. À ce stade, il est encore inactif car les résidus
Thr14 et Tyr15 sont phosphorylés par les kinases Wee1 et Myt1. En
revanche, la Thr161, dont la phosphorylation est indispensable à
l’activité de la kinase, est phosphorylée par CDK7-cycline
H-Mat1.
Quatre mécanismes sont responsables de l’activation de
CDK1-cycline B lorsque la cellule est prête à entrer en phase M ((
figure 6
)) :
- – les kinases inhibitrices Wee1 et Myt1 sont inactivées
par phosphorylation par les kinases PKB/AKT et p90RSK.
De plus, Tome1 (trigger of mitotic entry), associé à Skp1, est
responsable de la dégradation rapide de Wee1 par protéolyse en fin
de G2 ;
- – parallèlement, les résidus inhibiteurs, Thr14 et
Tyr15, sont déphosphorylés par les phosphatases CDC25. Les
fonctions respectives de chacune des trois CDC25 n’ont pas encore
été clairement établies. Il semblerait que CDC25B amorce
l’activation de CDK1-cycline B. CDC25C est ensuite activée par
phosphorylation par, d’une part, CDK1-cycline B, générant ainsi un
système d’auto-amplification, et, d’autre part, PLK1. CDC25A est
stabilisée par phosphorylation par CDK1-cycline B ;
- – la cycline B est phosphorylée par diverses kinases, ce
qui est indispensable à l’interaction entre CDC25 et CDK1, donc à
l’activation de la kinase ;
- – le complexe CDK1-cycline B migre dans le noyau, où il
trouve la plupart de ses substrats (lamines, nucléoline,
condensine, par exemple). Les interactions de la cycline B1 avec la
cycline F et l’importine β régulent la localisation nucléaire
du complexe CDK1-cycline B.
Phase M, généralités
La phase M comporte des phases décrites, il y a plus de cent ans,
essentiellement sur la base de la morphologie des chromosomes et de
l’enveloppe nucléaire (( figure 7 )) :
- – la prophase, fin de condensation des chromosomes,
rupture de l’enveloppe nucléaire,
- – la prométaphase, période de formation du fuseau et du
début d’alignement des chromosomes,
- – la métaphase, phase d’alignement des chromosomes dans
le fuseau,
- – l’anaphase, disjonction des chromosomes,
- – la télophase, mouvement des chromosomes vers les
pôles, disparition du fuseau, décondensation des chromosomes et
début de la cytokinèse.
Une nouvelle nomenclature, s’appuyant également sur les
événements moléculaires qui contrôlent et accompagnent ces
événements morphologiques, a été proposée récemment [13] (( figure 7 )). Elle
comporte cinq transitions, chacune étant caractérisée par
l’activité de protéine kinases bien particulières et par la
succession de destructions protéolytiques de certains
substrats :
- – la transition 1 chevauche la fin de G2 et la plus
grande partie de la prophase ; elle est caractérisée par
l’activité des kinases CDK-cycline A, Plk1, Aurora A. Pendant
cette période, CDK1-cycline B est inactive et
cytoplasmique ;
- – la transition 2 est caractérisée par l’activation de
CDK1-cycline B par CDC25 et sa translocation vers le noyau, suivie
par la rupture de l’enveloppe nucléaire ;
- – la transition 3 correspond bien à la prométaphase. Un
certain nombre de critères comme l’attachement des kinétochores au
fuseau, l’activation de l’anaphase promoting complex (APC/cdc20)
modulé par l’attachement des microtubules au kinétochore), doivent
être satisfaits pour que la mitose se termine. La cycline A est
détruite à ce stade, alors que la cycline B reste
présente ;
- – la transition 4. Au cours de cette phase, les
kinétochores étant tous reliés à des microtubules, cdc20 n’est plus
inhibée par MAD2 et peut donc activer complètement l’activité APC.
APC peut donc s’attaquer d’une part à la sécurine, conduisant à la
disjonction des chromatides et, d’autre part, à la cycline B,
permettant l’entrée en télophase [14] ;
- – la transition 5 est caractérisée par le fait que, la
cycline B étant détruite, la CDK1 est inactivée et une nouvelle
enveloppe nucléaire peut se reformer. La cytokinèse a lieu et la
cellule se retrouve en interphase. Cdc20 est dégradée et remplacée
par cdh1 (ou hct1, fizzy-related protein) qui se lie à l’APC,
permettant la dégradation de nouvelles protéines, telles
Aurora A et Tome1. APC/cdh1 reste présent dans la cellule
jusqu’à l’entrée dans le prochain cycle de division.
Condensation des chromosomes
La condensation des chromosomes est parmi les premiers événements
morphologiques de la division à avoir été décrits. La condensine,
un complexe constitué de 5 sous-unités, est le principal
responsable du phénomène de condensation chromosomique. Ces
sous-unités sont très bien conservées chez les eucaryotes et ont
une nomenclature complexe [2]. La condensine conduit une seule
réaction : le super-enroulement, ATP-dépendant, de la molécule
d’ADN dans des conditions topologiques définies. L’activité
CDK1-cycline B est indispensable pour le fonctionnement de la
condensine et pour sa modification post-traductionnelle par
sumoylation. L’interaction topo-isomérase II-CDK1 semble
également être impliquée dans la condensation des chromosomes sans
nécessiter pour autant l’activité catalytique de CDK1. Enfin, la
phosphorylation de l’histone H3 (et de CENP-A, son variant au
niveau des centromères) par la kinase Aurora B est également
directement impliquée dans la condensation chromosomique. La
déphosphorylation de l’histone H3 commence dès la sortie de
métaphase et s’achève en télophase, juste avant la décondensation
visible de la chromatine.
Fuseau mitotique
Les microtubules sont des assemblages non covalents d’hétérodimères
de tubuline α et β. En fin de prophase, on assiste à une
redistribution spectaculaire de la tubuline intracellulaire qui
s’organise en un fuseau de microtubules orientés
perpendiculairement au futur plan de clivage. Les sous-unités des
microtubules sont en fait dans un état d’instabilité dynamique,
c’est-à-dire constamment en polymérisation (plus end) et
dépolymérisation (minus end). Ces deux états dépendent d’un grand
nombre de facteurs (GTP/GDP, magnésium, température) et de
protéines régulatrices. On distingue les protéines qui stabilisent
les microtubules et celles qui les déstabilisent. Parmi les
protéines motrices, Eg5, Klp2, Mklp1, CENP-E sont des kinésines
actives du côté « plus » des microtubules, alors que HSET
et la dynéine cytoplasmique sont des protéines motrices situées du
côté « moins ». Les microtubules sont la cible d’un grand
nombre de produits antimitotiques qui agissent soit en stabilisant,
soit en déstabilisant les microtubules [2].
Les microtubules se répartissent en un fuseau mitotique sous le
contrôle des centrosomes dupliqués. Les chromosomes établissent une
connexion avec les microtubules qui émanent des pôles du fuseau.
Cette connexion se fait au cours de la rencontre entre les
microtubules et une structure associée au chromosome appelée
kinétochore. Tous les chromosomes doivent être attachés et
correctement alignés avant de pouvoir être répartis en deux lots
identiques. Les chromosomes s’organisent au centre du fuseau en une
plaque métaphasique caractéristique. Puis, tirés par chacun des
pôles du fuseau, les chromatides vont se diriger vers les pôles du
fuseau et se répartir en deux lots identiques.
Séparation des chromatides et transition
métaphase/anaphase
Après la réplication, les deux copies homologues du génome, les
chromatides, restent associées grâce à des complexes protéiques
connus sous le nom de cohésines (( figure 8 )). En métaphase,
la cohésine est phosphorylée par Plk1, elle devient alors sensible
à la dégradation protéolytique. En début d’anaphase, la cohésine
est détruite par une caspase particulière, la séparase, elle-même
phosphorylée, permettant ainsi la séparation des chromatides.
Celles-ci sont tirées vers les pôles du fuseau par les
microtubules, au niveau des kinétochores.
Comment se fait l’activation de la séparase (( figure 8 )) ? La
séparase est en fait maintenue sous forme inactive par association
avec une autre protéine, la sécurine. L’APC (anaphase promoting
complex) ou cyclosome, un complexe d’au moins 11 sous-unités,
présente une activité ubiquitine ligase lorsqu’il s’associe avec
cdc20 [15]. Le complexe APC-cdc20 induit l’ubiquitinylation de la
sécurine, conduisant à sa destruction par le protéasome. C’est donc
la destruction de la sécurine par le protéasome qui conduit à
l’activation de la séparase. Une séparase active est ainsi libérée.
Cela conduit à la dissociation du complexe cohésine et à la
séparation des chromatides.
Plusieurs phosphorylations essentielles sont impliquées dans ce
processus de séparation des chromosomes (( figure 8 )). Ainsi la
phosphorylation de la cohésine (sous-unité Scc1) par la kinase Plk1
la rend particulièrement sensible à la séparase. La phosphorylation
de l’APC et de la séparase par CDK1-cycline B contribue à leur
activation.
L’APC-cdc20 est également en partie responsable de la
destruction de la cycline B, un événement qui a plusieurs
conséquences physiologiques importantes, dépendant toutes
directement de la chute de l’activité CDK1 : la disparition du
fuseau, le déclenchement de la cytokinèse, la transition vers la
phase G1 [14]. La destruction de la cycline B en anaphase suffit
aussi à restaurer la transcription d’ADNr (localisé au niveau
nucléolaire), inactivée par la CDK1-cycline B en phase M.
Contrôle de l’attachement des chromatides aux microtubules
Un système de contrôle (spindle assembly checkpoint ou mitotic
checkpoint) permet la vérification de l’attachement des chromosomes
au fuseau et empêche la cellule d’entrer en anaphase tant que tous
les chromosomes ne sont pas correctement orientés en une plaque
métaphasique [16]. Le mécanisme fonctionne, même lorsqu’un seul
chromosome n’est pas à sa place. Ce système de contrôle couple les
kinétochores non attachés à l’APC, le complexe responsable de
l’achèvement de la mitose. En résumé, Mad2, un élément sensible à
l’attachement des microtubules au kinétochore, a pour propriété
principale de séquestrer cdc20, la sous-unité adaptatrice de l’APC.
L’interaction Mad2-cdc20 est régulée par les kinases des familles
Bub, Plk1 et Aurora, sans que les détails de ces régulations soient
bien connus. Dès que tous les kinétochores sont attachés aux
microtubules, cdc20 est libéré de Mad2 et peut donc activer APC.
L’entrée en anaphase peut alors avoir lieu.
Cytokinèse
La cytokinèse est l’étape finale de la division qui conduit à
l’individualisation des deux cellules filles [17]. Elle est
caractérisée par la mise en place d’un anneau contractile contenant
de l’actine, de la myosine et d’autres protéines. L’anneau se
contracte au niveau équatorial du fuseau mitotique en une zone
dense (mid-body) où se chevauchent les microtubules émanant des
deux pôles du fuseau. Il se referme ensuite entre les deux cellules
filles. L’anneau d’actomyosine se met en place au niveau du cortex
équatorial de la cellule. La myosine constitue son moteur. Parmi
les protéines associées à l’anneau contractile, on trouve les
septines, des protéines à domaine FCH de type cdc15, les protéines
de la famille IQGAP et des GTPases des familles Rho, Rac et cdc42,
la kinase citron. Leurs fonctions, leur régulation, l’ordre de
succession de leur intervention et leur interdépendance restent
encore très mal connus. De toute évidence, la cytokinèse doit être
parfaitement synchronisée avec le cycle nucléaire. Elle n’est
possible que lorsque les deux lots de chromosomes sont répartis de
façon symétrique entre les deux futures cellules filles. Trois
familles de kinases participent à ce contrôle, les CDK, la kinase
Plk1 et la kinase citron. L’inactivation de CDK1 est indispensable
au déclenchement de la cytokinèse, car CDK1 inhibe la myosine en
phosphorylant la chaîne légère de la myosine (MRLC, myosin
regulatory light chain), mais probablement aussi d’autres
substrats. Plk1 pourrait contribuer au déclenchement de la
cytokinèse en participant à la destruction de la cycline B et donc
à l’inactivation de CDK1. Le mécanisme d’action précis de la kinase
citron n’est pas encore connu.
Certaines protéines migrent des centromères au centre du fuseau
(midzone) en début d’anaphase. Collectivement appelées chromosomal
passenger proteins, elles comportent la protéine INCENP (inner
centromere protein), les kinases Aurora B et Plk1, la
survivine et les kinésines, protéines motrices des microtubules.
Ces protéines sont indispensables au déroulement de la
cytokinèse.
Cycle des centrosomes
Le centrosome est un organite organisateur des microtubules qui
assure la formation du fuseau mitotique et joue également un rôle
dans la transition G1/S. Le centrosome est une structure complexe
constituée de deux centrioles disposés perpendiculairement l’un à
l’autre et entourés de matériel péricentriolaire.
Parallèlement à la réplication de son génome, la cellule doit,
avant chaque division, assurer la duplication de son centrosome ((
figure 9 )) [18,
19]. Celle-ci a lieu en phase S, au moment de la réplication de
l’ADN. Comme le génome, les centrosomes sont répartis dans chaque
cellule fille à l’issue de la mitose. Ce cycle des centrosomes est
bien décrit sur le plan morphologique, mais nous n’avons qu’une
connaissance très parcellaire des mécanismes moléculaires de sa
régulation.
La réplication du centrosome passe par plusieurs phases
(duplication, élongation, maturation, séparation, ségrégation),
hautement régulées par des protéines spécifiques. Ce mécanisme est
couplé au cycle de réplication des chromosomes. Parmi les
régulateurs essentiels de la duplication, on trouve CDK2-cycline
E-A. Les CDK phosphorylent la nucléophosmine, ce qui déclenche sa
dissociation des centrosomes, et la protéine CP110. CDK2-cycline E
phosphoryle et active, en la stabilisant, une autre kinase
essentielle à la duplication du centrosome, Mps1, dont les
substrats n’ont pas été identifiés. La dépendance du cycle de
réplication des centrosomes vis-à-vis de l’activité des CDK
contribue ainsi à coupler celui-ci au cycle de division
nucléaire.
La kinase Plk1 est localisée au niveau du centrosome en
interphase, puis elle s’associe aux pôles du fuseau en mitose. Elle
semble plutôt impliquée dans la maturation. Elle pourrait agir
indirectement en participant à l’activation de CDK1-cycline B, qui
phosphoryle et active la kinésine Eg5, impliquée dans la séparation
des centrosomes.
La séparation des centrosomes dupliqués, en fin de G2, paraît
dépendre de la phosphorylation de la protéine C-Nap1 par la kinase
NEK2 (NimA). La centrine est fortement phosphorylée en fin de G2.
La kinase Aurora A jouerait également un rôle important dans
les fonctions des centrosomes en phase M, mais ses substrats ne
sont pas connus. En plus des diverses kinases mentionnées
ci-dessus, la protéolyse ubiquitine-dépendante est indispensable au
cycle de duplication des centrosomes.
Cycle cellulaire, un cycle de destructions
protéolytiques ?
À plusieurs reprises, nous avons vu l’importance des destructions
spécifiques de certains régulateurs du cycle dans la succession des
phases de la division cellulaire. On peut en effet voir le cycle
cellulaire comme un cycle coordonné de synthèses, d’activations
transitoires et de destructions protéolytiques (( figure 10 )) [20].
La dégradation spécifique se fait par le protéasome, un complexe
macromoléculaire d’au moins 44 sous-unités protéiques [2].
Pour être pris en charge par les protéases du protéasome, la cible
protéique à dégrader doit être ubiquitinylée. Cette modification
post-traductionnelle consiste en une fixation covalente, sur la
chaîne latérale de certaines lysines de la protéine cible, de
plusieurs molécules d’ubiquitine, un peptide signal de 8 kDa.
Le processus d’ubiquitinylation fait intervenir une succession
d’enzymes (E1, ubiquitin-activating enzyme ; E2,
ubiquitin-conjugating enzyme ; E3, ubiquitin ligase).
Deux types d’ubiquitine ligase E3 interviennent dans le cycle
cellulaire, le complexe SCF (Skp1-cullin-F-box), activé par
la F-box protein Skp2 [20], et le complexe APC-cyclosome
(activé par cdc20 ou par cdh1) [15]. Ces deux complexes sont
constitués de multiples sous-unités (( figure 10 )). L’APC est
actif de la fin de la phase G2 au milieu de la phase G1. Le
complexe SCF est actif du milieu de la phase G1 jusqu’au début de
la phase G2. Les principaux substrats qu’ils ubiquitinylent, et
donc conduisent à la destruction, sont indiqués dans la ( figure 10 ). La
destruction de ces substrats est indispensable pour la progression
du cycle. Ainsi par exemple, la p27KIP1 est détruite en
fin de G1, permettant l’activation de CDK2. Plus tard, dans le
cycle, la destruction de la kinase Wee1, par l’intermédiaire de
Tome1, contribue à l’activation de CDK1-cycline B. Plus tard
encore, la destruction de Tome1, en fin de phase M, permet la
réapparition de Wee1 et donc l’accumulation en G1 de CDK2 inactive.
Nous avons vu l’importance, dans la transition métaphase/anaphase,
de la destruction de la sécurine, qui permet la libération de la
séparase et la destruction du complexe cohésine. Nous avons vu
également l’importance de la destruction de la cycline B, qui
permet l’inactivation de CDK1 et la poursuite du cycle cellulaire
au-delà de la métaphase. La cytokinèse semble également régulée par
la destruction protéolytique, APC-dépendante, mais aussi sans doute
SCF-dépendante, de substrats encore non identifiés.
Contrôle de l’état de l’ADN
Lorsque l’ADN est endommagé, des mécanismes complexes sont activés.
Ils conduisent à un arrêt du cycle cellulaire et permettent à la
cellule soit de réparer cet ADN endommagé, soit, si les dommages
sont trop importants, d’enclencher un programme de mort cellulaire
[21]. Plusieurs niveaux d’arrêts sont possibles. On parle ainsi des
G1/S checkpoint lorsque l’entrée en phase S est bloquée
jusqu’à réparation de l’ADN endommagé (blocage de CDK2) et de G2
DNA damage checkpoint, lorsque l’arrêt a lieu avant l’entrée en
phase M (blocage de CDK1). Ces mécanismes régulateurs sont
schématisés dans les figures 11 et 12. Ils impliquent deux kinases
appartenant à la famille des phosphatidylinositol 3-kinase-like
kinases (PIKK) : ATM (ataxia telangiectasia mutated) et ATR
(ATM- and Rad3-related). La kinase ATM [22] est activée en réponse
aux radiations ionisantes et aux coupures double brin, alors que
les UV et les erreurs de réplication activent plutôt la kinase ATR.
Schématiquement, les kinases ATM et ATR ont au moins deux types
d’effet. Tout d’abord (( figure 11 )), elles
phosphorylent et activent les kinases Chk2 et Chk1 qui, elles,
phosphorylent et inactivent les phosphatases CDC25A et CDC25C. En
conséquence, CDK2 et CDK1 restent inactives et le cycle cellulaire
est arrêté, respectivement, en G1/S et en G2/M.
Par ailleurs, ATM agit également par la voie p53-dépendante ((
figure 12 )). Le
suppresseur de tumeur p53 est un facteur de transcription activé
sous l’effet de multiples facteurs (endommagement de l’ADN,
hypoxie, choc thermique, par exemple). Il est responsable de
l’induction d’un grand nombre de gènes conduisant à des réponses
multiples, en particulier à un arrêt du cycle cellulaire ou au
déclenchement de l’apoptose. Dans les conditions normales, p53 se
fixe au facteur MDM2 (murine double minute 2), ce qui conduit à sa
dégradation et explique la faible abondance de p53 dans les
cellules en bon état. En revanche, lorsque l’ADN est endommagé,
trois mécanismes contribuent à une stabilisation très marquée de
p53 et, en conséquence, à une forte augmentation de son activité
transcriptionnelle :
- – la kinase ATM est activée et phosphoryle MDM2,
inhibant l’interaction MDM2/p53, ce qui libère et stabilise ainsi
p53.
- – ATM phosphoryle p53 (directement ou indirectement, par
Chk2), renforçant sa stabilité.
- – p53 induit la transcription du locus ARF du locus
INK4A. La protéine p14ARF se fixe sur MDM2 et induit sa
dégradation rapide, renforçant encore davantage l’accumulation de
p53.
On comprend tout l’intérêt de rechercher des inhibiteurs de
l’interaction MDM2-p53, qui devraient conduire à une stabilisation
de p53, avec pour conséquence l’arrêt de la prolifération
cellulaire ou l’apoptose des cellules soumises à un stress [23].
L’arrêt de prolifération cellulaire en G1 ou en G2 provient
essentiellement d’une induction de p21CIP1 et donc de
l’inhibition de CDK2 ou de CDK1, respectivement. Signalons, enfin,
l’existence de deux autres protéines, p63 et p73, partageant une
grande similarité de structure et de fonction avec p53.
Inhibiteurs pharmacologiques du cycle cellulaire
La découverte des mécanismes régulant la division cellulaire a été
suivie par la recherche de composés antimitotiques utiles en
chimiothérapie du cancer. Ainsi, on peut classer les produits
anticancéreux classiques en quatre grandes catégories :
- – les agents alkylants, qui altèrent l’ADN et bloquent
ainsi la réplication (tels les nitroso-urées, les moutardes à
l’azote) ;
- – les antimétabolites, qui se substituent aux
précurseurs de la synthèse d’acide nucléique et bloquent la
réplication d’ADN (hydroxy-urée, 5-fluoro-uracile) ;
- – les agents qui bloquent les topo-isomérases I
(camptothécine) et II (doxorubicine, mitoxanthrone) ;
- – les « poisons » du fuseau mitotique, qui
agissent en inhibant soit la polymérisation (par ex. le taxol, le
taxotère et les autres molécules soulignées dans la ( figure 13 )), soit la
dépolymérisation de la tubuline (par ex. la vinblastine et les
autres molécules marquées d’un astérisque) [24].
L’efficacité thérapeutique des premiers produits antimitotiques
a fortement suscité la recherche de composés capables d’inhiber la
prolifération de cellules en culture [2]. La plupart des produits
utilisés en chimiothérapie du cancer proviennent de cette approche.
Plus récemment, la recherche de produits antimitotiques à des fins
thérapeutiques s’est appuyée davantage sur l’utilisation directe de
régulateurs du cycle comme cibles de criblage moléculaire [2, 4,
5].
Quelques exemples de cibles (dont certaines sont encore
potentielles) et d’inhibiteurs identifiés sont présentés dans la (
figure 13 ). Les
inhibiteurs sont à des stades très divers de développement, depuis
le stade préclinique jusqu’à la commercialisation. Certains
produits agissent à un stade très spécifique du cycle, d’autres à
plusieurs étapes.
Conclusion
Ces dernières décennies ont vu des progrès spectaculaires dans
notre compréhension des mécanismes moléculaires qui régulent le
cycle de division cellulaire. Ces mécanismes ont été extrêmement
bien conservés au cours de l’évolution, signe d’une importance
primordiale dans la vie cellulaire. Les recherches fondamentales
sur la régulation du cycle cellulaire ont certes permis
d’identifier les grands régulateurs de ce processus vital, mais ont
aussi fourni des outils pour aborder de grandes maladies sous un
aspect moléculaire. Nous nous rendons compte à l’heure actuelle que
la plupart des cancers proviennent d’anomalies de régulation de la
division cellulaire et/ou de l’apoptose. Nombreux sont les
exemples, dans les tumeurs humaines, de surexpressions de cyclines,
de mutations de CDK, de mutations ou même de délétions des
inhibiteurs naturels [13]. Ces observations conduisent maintenant à
considérer les régulateurs du cycle cellulaire comme des cibles
privilégiées d’inhibiteurs sélectifs et puissants. Ces inhibiteurs
pourraient compenser pharmacologiquement les anomalies associées
aux cancers et apporter ainsi de nouveaux traitements
anticancéreux.
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