ARTICLE
Auteur(s) :, Evelyne
Rouer*
Inserm U536, 17 rue du Fer-à-Moulin, 75005 Paris.
Article reçu le 2 Juin 2004, accepté le 30 Septembre 2004
La p56lck (lymphocyte cellular kinase) est une protéine tyrosine
kinase (PTK) essentielle à la fois aux thymocytes pour leur
maturation et aux lymphocytes CD4+/CD8+
périphériques pour l’expression de leur fonction
auxiliaire/cytolytique [1]. C’est en effet la PTK qui induit la
cascade de phosphorylation des protéines cytosoliques qui relayent
jusqu’au noyau le signal d’activation déclenché par l’interaction
du complexe antigène-CMH de la cellule présentatrice avec le
récepteur T spécifique (TcR) et les co-récepteurs CD4/CD8. C’est
une PTK non-récepteur mais ancrée à la face interne de la membrane
plasmique par les acides gras myristique et palmitique ajoutés sur
la glycine 2 et les cystéines 3-5 par des réactions co- et
post-traductionnelles [2].Toutefois, c’est par son interaction avec
le domaine intracellulaire des co-récepteurs CD4/CD8α (via ses
cystéines 20 et 23) que la p56lck se trouve impliquée dans la
transduction du signal [3]. Ces interactions initiales sont
renforcées par la diffusion latérale de partenaires
transmembranaires puis complétées par le recrutement de protéines
cytoplasmiques aux fonctions adaptatrices (SLP76, Grab2, Shc,
Vav,…) ou enzymatiques (phospholipase Cγ, PKC, PI3K, Zap70…) (
(figure 1) ).
Ces régions hautement spécialisées au sein de la membrane du
lymphocyte T en regard de la cellule présentatrice de l’antigène
constituent les synapses immunes [4].Ces complexes
multimoléculaires s’organisent dans la membrane des lymphocytes
dans un microenvironement particulier, enrichi en glycéro- et
sphingo-lipides, les GEM (glycolipid enriched microdomains)
stabilisés par la présence de cholestérol, d’où l’insolubilité
relative constatée au cours de leur isolement et leur autre
dénomination, DIG (detergent insoluble glycolipid domain) mais plus
connus sous le nom de radeaux lipidiques [5]. Certaines protéines
sont constitutives des microdomaines et forment un précomplexe dans
les lymphocytes au repos [6]. C’est le cas de CD4 et des
adaptateurs palmitoylés LAT (linker for activated T-cells) et Cbp
(Csk binding protein) ainsi que de certaines protéines liant le
GTP. Il en est de même pour les tyrosines kinases p56lck et p59fyn
et pour leur kinase inhibitrice p50Csk (C-terminal specific kinase)
mais leur phosphatase régulatrice CD45 en est exclue. Toutes ces
protéines ne sont pas uniformément réparties entre les GEM et il a
été suggéré que l’hétérogénéité des GEM correspondrait à une
compartimentalisation des effecteurs de la transduction. Cette
séparation physique des différents effecteurs serait un des
mécanismes permettant l’existence de l’état de quiescence
cellulaire [7]. Dans les cellules stimulées, on trouve en plus,
dans les GEM, les chaînes zéta (complexe CD3) phosphorylées ainsi
que les adaptateurs et enzymes (PLCγ1, PKCτ,…) phosphorylés et
associés aux domaines SH2 des protéines résidentes [8]. La
coalescence des GEM se réalise sous l’impulsion des interactions
récepteurs T-antigène et co-récepteurs/ligands (CD4/CMH, CD28/CD80,
CD2/CD58) [9]. Leur fusion est sélective (elle s’effectue en
fonction des co-récepteurs engagés) et aboutit à l’activation
spécifique de quelques voies de signalisation.L’activité
enzymatique de la p56lck (comme celle de la p60src, oncogène
éponyme de cette famille de PTK) est régulée par la phosphorylation
de deux résidus Tyr de son domaine catalytique, la Tyr 394 (site
d’autophosphorylation et de régulation positive) et la Tyr 505
(site de régulation négative, phosphorylé par la p50csk) [9]. Dans
les cellules au repos, la p56lck est peu active du fait de
l’interaction de sa Tyr 505 phosphorylée avec son propre domaine
SH2 (Src homology domain) et de la compaction de la protéine qui en
résulte. Dans cette conformation dite « fermée », le site
catalytique de la p56lck (constitué de la Lys 273 et du motif
GXGXXG d’ancrage de l’ATP) est inaccessible aux substrats. La
stimulation des lymphocytes par le complexe antigène-CMH induit
l’activation de la phosphatase membranaire CD45 qui déphosphoryle
la Tyr 505 et libère le site actif de l’enzyme [10]. Dans cette
conformation « ouverte », la p56lck peut être activée, à
la fois par phosphorylation de résidus Ser et Thr de sa région
N-terminale (par les PKA, PKC et/ou MAP kinases) et par
autophosphorylation de sa Tyr 394 (par un mécanisme intra- ou
intermoléculaire). Les analyses par rayons X de la structure des
protéines p60src et p56lck cristallisées ont confirmé l’existence
de ces conformations [11] qui avaient été émises uniquement sur la
base des interactions biochimiques observées. Récemment, il a été
montré que seule la conformation ouverte interagit avec la protéine
LAT dans les GEM [12]. Cela pourrait constituer un mécanisme
supplémentaire de contrôle de l’activité de la p56lck et de
l’activation cellulaire.Dès son activation, la p56lck phosphoryle
les tyrosines conservées des motifs ITAM (immunoreceptor
tyrosine-based activation motif) des chaînes γ, δ, ε et ζ du
complexe CD3. La chaîne ζ phosphorylée interagit avec les domaines
SH2 de la kinase Zap70 et de l’adaptateur Shc qui lui-même
interagit avec Grb2 constitutivement lié à Sos (facteur d’échange
de GDP) et conduit à l’activation de la p21Ras et des MAPK [13]. La
kinase Zap70, complexée à la chaîne ζ phosphorylée,
s’autophosphoryle et recrute la phospholipase Cγ (PLCγ) qui est à
son tour activée par la p56lck. La PLCγ hydrolyse les
phospholipides PIP2 membranaires en DAG (diacylglycérol) et IP3
(inositol triphosphate), seconds messagers responsables
respectivement de l’activation de la PKC et de l’augmentation du
Ca++ intracellulaire. Celui-ci active la calcineurine
(phosphatase dépendante du Ca++) et permet à la
sous-unité NF-ATc (cytosolique) déphosphorylée de migrer dans le
noyau où elle s’associe à la sous-unité NF-ATn (nucléaire) pour
constituer un facteur de transcription actif. La p56lck est
également impliquée dans la signalisation par les récepteurs des
cytokines (IL2 et IL7) et par les molécules de co-stimulation
(CD28, CD2...). C’est donc une enzyme-clé de la transduction de
l’activation des lymphocytes T, comme le prouve l’inactivation de
son gène par recombinaison homologue. Chez ces souris
lck-/-, la différenciation des thymocytes immatures est
bloquée à un stade très précoce DN (double négatif, CD4-CD8-). Les
lymphocytes périphériques sont quasiment absents et les réponses
immunes sont par conséquent très altérées [14].La p56lck doit sa
découverte à sa surexpression et à son activité kinase dérégulée
dans le thymome murin LSTRA induit par le virus de Moloney [15].
Elle fut dès lors suspectée d’activité oncogénique d’autant que la
forte homologie de séquence de son gène ainsi que son organisation
en exon-intron l’apparentaient à l’oncogène p60src [16], lui-même
découvert dans un virus de sarcome aviaire. C’est donc très
logiquement que des modifications de son expression ont été
recherchées dans les cellules de patients atteints de leucémies.
p56lck, leucémies et immunodéficience
L’analyse de la transcription du gène lck a montré l’existence de
deux promoteurs bien distincts (éloignés de plus de 30 kb dans le
génome humain), actifs suivant l’état de différenciation des
cellules : le promoteur proximal (type I), actif préférentiellement
dans les thymocytes immatures, et le promoteur distal (type II),
actif principalement dans les lymphocytes T matures [17].
Cependant, du fait de l’existence de sites cryptiques d’épissages,
des transcrits alternatifs sont produits à partir de chacun des
promoteurs. Nous avons montré qu’au total cinq ARNm lck sont
exprimés dans des proportions constantes, dans les lymphocytes de
donneurs sains [18]. Chez les patients atteints de leucémie
myéloïde aiguë, nous avons observé une modification de ces
proportions, due à l’augmentation spécifique du transcrit IB. Cette
augmentation est corrélée avec le phénotype immature des cellules
(LAM-0 et LAM-1) et disparaît chez les patients en complète
rémission.
La surexpression du gène lck n’a été rapportée que dans deux
lignées T établies indépendamment à partir des cellules d’un
patient atteint de leucémie aiguë lymphoblastique (LAL-T). Il a été
montré que ce sont des translocations t(1;7) (p34;q34) qui, par
juxtaposition de l’enhancer du gène β du récepteur T en amont du
promoteur lck proximal (pour la lignée HSB-2) ou distal (pour la
lignée SUP-12), sont responsables de la surexpression du gène lck
(respectivement 7 et 80 fois le niveau d’ARNlck mesuré dans les
lymphocytes normaux) [19]. L’analyse de la séquence lck de la
lignée HSB-2 a mis en évidence quatre mutations ayant pour
conséquence une insertion de trois acides aminés (Glu-Lys-Pro)
entre les domaines SH2 et kinase et trois substitutions : Val28Leu
(près du motif de liaison à CD4), Ala352Val et Pro447Leu (dans le
domaine kinase). Par transfection dans les fibroblastes, cette
séquence lck s’est révélée capable d’induire la formation de foyers
de cellules transformées.
Dans une étude sur 51 patients, nous n’avons observé qu’un cas
de surexpression du gène lck (15 fois le niveau normal) dans un
lymphome T, en l’absence de tout réarrangement détectable du gène
[20]. Donc le gène lck, malgré sa localisation en un site (1p32-35)
où de fréquentes anomalies chromosomiques ont été observées dans
les lymphomes humains [21], ne semble pas être lui-même la cible de
remaniements fréquents conduisant à sa surexpression.
La situation inverse, le défaut d’expression de la p56lck se
traduisant par une immunodéficience est aussi peu fréquente. Un cas
de SCID dû à une déficience en p56lck a cependant été rapporté
[22]. Chez un jeune patient (hospitalisé dès l’âge de 2 mois pour
des infections diverses et troubles intestinaux retardant sa
croissance), le SCID se caractérise par une lymphopénie spécifique
des CD4+, un défaut d’expression de CD28 sur les
CD8+ (5 % contre plus de 80 % dans les CD8+
de donneurs sains) et une expression réduite de la p56lck (10 % du
niveau normal). L’analyse de l’ARNm des lymphocytes de ce patient a
révélé l’absence de transcrit lck complet mais la présence d’un
transcrit délété de l’exon 7 (Δ7). Il correspond très probablement
à celui initialement décrit dans la lignée mutante humaine JCaM1.6.
Nous avons montré que le transcrit lck Δ7 ne peut être considéré
comme un transcrit anormal (spécifique de cette lignée mutante)
JCaM1.6 puisqu’il est également présent dans les lymphocytes de
donneurs sains et qu’il résulte en fait du mécanisme général de
l’épissage alternatif [23]. Ce transcrit lck Δ7 est peu abondant
mais nous avons pu détecter l’expression de la protéine
correspondante (isoforme de la p56lck) et estimer son expression
dans la lignée parentale Jurkat à 10-15 % de l’expression totale de
protéine Lck. Son activité kinase est très réduite du fait de
l’absence du motif d’ancrage de la molécule d’ATP (motif GXGXXG
codé par l’exon 7). Elle explique le faible niveau de
phosphorylation des protéines des lymphocytes du jeune patient SCID
et par conséquent leur défaut d’activation. Quant au rôle
physiologique de cette isoforme exprimée conjointement avec la
p56lck, nous avons pu observer, par transfection dans les cellules
Jurkat, que sa surexpression induit une inhibition de la
prolifération des cellules. Cela suggère qu’elle pourrait par
compétition être un modulateur de la signalisation transduite par
la p56lck et donc être un régulateur naturel de l’activation
cellulaire. Elle pourrait aussi être impliquée dans la transduction
de signaux inhibiteurs reçus par CD4 (tels que ceux déclenchés par
l’interaction de l’IL16 et qui aboutissent à la désensibilisation
du récepteur CXCR4) car ils sont indépendants de l’activité kinase
de la p56lck mais dépendants de ses domaines SH2 et SH3 [24].
Un caryotype anormal est détecté dans 65 % des cas de leucémies
et plus de 300 types de translocations ont été observés [25]. Leur
analyse a montré que ce sont essentiellement des gènes de facteurs
de transcription ou de protéines associées au complexe
transcriptionnel (Tal1, Hox11, LMO) qui sont affectés par les
remaniements chromosomiques dans les LAL-T. Ces leucémies se
caractérisent par la surexpression d’une protéine structuralement
correcte, identique à la protéine normale contrairement aux
leucémies, LAL-B, LAP (pro-myélocytaire) et LAM (myélo-monocytaire)
qui se caractérisent par la (sur)expression d’une protéine
anormale, chimère résultant de la fusion entre les deux gènes
impliqués dans la translocation. Dans ces pathologies, les deux
tiers des gènes affectés correspondent à des facteurs de
transcription (ou à leurs régulateurs) et un tiers à des tyrosine
kinases intracellulaires (ABL, ARG, JAK2 et SYK) ou à des
récepteurs de facteurs de croissance (PDGFβ-R et FGF-1R). Cette
vaste étude confirme l’absence de prolifération lymphoïde
impliquant une altération (niveau d’expression ou mutation) de la
p56lck.
De façon paradoxale, c’est dans les tumeurs non lymphoïdes que
la p56lck pourrait jouer un rôle oncogénique réel puisqu’elle y est
anormalement exprimée et parfois à un niveau très élevé, égalant
celui des lignées T.
p56lck dans les tumeurs solides
L’oncogène p60src étant apparu ubiquiste, des études ont été menées
dans divers types de tumeurs solides afin de déterminer son niveau
d’expression et, de là, son éventuelle implication dans leur
étiologie. C’est dans le cadre de ces études (donc fortuitement)
que Veillette et al. [26] ont observé une expression de la p56lck
dans diverses lignées cellulaires établies à partir de carcinomes
(primaires ou métastatiques) du côlon et du poumon. Le niveau d’ARN
lck (analysé par northern-blot) semble très variable parmi ces
lignées : pour deux d’entre elles (Colo201 et Colo205), il est
comparable à celui des lignées lymphoblastiques T (Molt4 et Cem).
Pour la lignée SCLC209 (issue d’un carcinome pulmonaire à petites
cellules), il correspond à 50 % de ce niveau et il semble inférieur
ou égal à 10 % dans les autres lignées (tableau 1)( Tableau 1 ). Pour les lignées issues de
mélanomes, de sarcomes et de cancers du sein et des ovaires, une
légère expression d’ARN lck peut être détectée alors qu’aucun
signal n’est détecté dans les cellules normales de la muqueuse du
côlon (CLL239). En ce qui concerne les lignées Colo201 et Colo205,
une corrélation a pu être faite entre les niveaux d’ARN lck et de
protéine p56lck [26]. Dans cette étude, il est également rapporté
que le niveau d’ARN lck est plus élevé dans les lignées établies à
partir de cellules de métastases ganglionnaires (ou d’ascites) que
celles établies à partir de cellules de tumeurs primaires. Cela
suggère l’implication de la p56lck dans la progression des tumeurs.
La corrélation entre le niveau d’ARN lck et le potentiel
tumorigénique et métastatique des cellules (SW620, 480R2, 480,
480E8) observée après leur injection chez la souris nude conforte
cette hypothèse [27].
Il a été montré qu’aucun réarrangement du gène lck
(amplification ou translocation) n’est à l’origine de son
expression anormale dans ces lignées [26] mais celle-ci résulte de
l’activation du promoteur proximal (type I) [28]. Cette observation
a permis l’analyse plus sélective (grâce à la méthode de RT-PCR) de
l’expression du gène lck dans les cellules tumorales en excluant
(quasiment) l’expression par les lymphocytes T infiltrants qui est
principalement d’origine distale. Cette étude a confirmé
l’expression du gène lck par les cellules tumorales de cancers
primaires du côlon (à des niveaux variant entre 10 et 60 fois le
niveau de lck dans le tissu sain adjacent) [29]. Dans une analyse
plus récente et plus détaillée des ARN lck de type I dans ces
tumeurs, il a été noté une accumulation particulière du transcrit
IB [30], comme nous l’avions initialement décrit dans les LAM les
plus immatures [18]. En outre, l’analyse par histo-immunochimie a
montré clairement la présence de protéine p56lck dans les cellules
tumorales et son absence dans les cellules du tissu sain adjacent
[27].
L’expression ectopique de la p56lck dans les tumeurs solides,
par rapport à son « silence » dans les cellules saines du
même tissu, implique donc une dérégulation du promoteur proximal.
Celle-ci peut résulter de l’activation d’un site par un facteur de
transcription illégitimement exprimé et /ou d’une déficience de la
répression.
(tableau 2)( Tableau 2 )
Tableau 1 Niveau d’expression de l’ARNlck dans les
lignées issues de différentes tumeurs solides
|
Lignées cellulaires issues des tumeurs
|
Niveau de l’ARN lck comparé à celui des lignées CEM,
Molt4
|
|
Carcinomes du côlon
|
|
|
Colo201, Colo205,
|
Comparable 100 %
|
|
SW480, SW620,
|
10 % à 20 %
|
|
HTB39, LS180,
|
1 % à 2 %
|
|
LS174T,Lovo
|
1 %
|
|
Cellules de la muqueuse normale de côlon
|
|
|
CCL510
|
0 %
|
|
Carcinomes à petites cellules du poumon
|
|
|
SCLC209
|
50 %
|
|
SCLC358
|
20 %
|
|
SCLC592, SCLC510
|
1 % à 5 %
|
|
H526 (b)
|
5 % à 10 %
|
|
Carcinomes de l’ovaire
|
|
|
OVCAR, 2780
|
1 %
|
|
Carcinomes mammaires
|
< 1 %
|
|
Mélanomes, sarcomas
|
< 1 %
|
Tableau 2 Fonctions cellulaires potentiellement
altérées dans les cellules tumorales par l’expression ectopique de
la p56lck
|
Fonctions cellulaires
|
Protéine(s) altérée(s)
|
Références
|
|
Cohésion des jonctions adhérentes
|
(Tyr) Phosphorylation différentielle de la E-cadhérine et de la
β-caténine
|
[51, 52, 53]
|
|
Organisation du cytosquelette
|
Connexion des fibres d’actine, par (Tyr) phosphorylation de la
filamine
|
[72]
|
|
CD44/RhoA/Ankyrine
|
75, 76, 78
|
|
Cohésion de la matrice extracellulaire
|
Activation de protéases spécifiques (ex : uPA/uPAR par activation
de NFκβ, via la (Tyr) phosphorylation de IKK)
|
[59, 61, 62, 63]
|
|
Transduction par les récepteurs de facteurs de croissance
|
EGF-R et neu/Her2/c-erb2
|
[64]
|
|
c-kit
|
[65]
|
Régulation du promoteur proximal lck
L’étude par délétions successives du promoteur proximal a permis de
délimiter à la portion -584/+37 la région essentielle au contrôle
de la spécificité tissulaire et développementale de l’expression du
gène lck chez la souris. Deux sites de liaison pour des protéines
nucléaires spécifiques aux thymocytes normaux et/ou thymomes
(complexes A1 et B) ainsi qu’un site pour une protéine non thymique
(complexe A2) ont été décrits [31]( (figure 2) ). Une protéine
du complexe B2 localisé sur un site riche en G (-365/-328) a été
récemment identifiée par le groupe de Perlmutter [32]. Il s’agit
d’une protéine de 86 kDa, à doigts de zinc de type Krüppel. Cette
protéine mtβ (et son homologue htβ chez l’homme), primitivement
clonée comme une protéine de liaison à l’enhancer du gène CD3ε,
s’est révélée capable de liaison aux régions régulatrices de gènes
codant pour le récepteur T (promoteur Vβ8.1, répresseur Vα et
enhancer pTα). Ce gène pTα code la préchaîne α du récepteur T
exprimée par les thymocytes très immatures TN (triple négatif,
CD3-CD4-CD8-). Il est intéressant de noter que son expression
s’éteint dans les thymocytes un peu plus matures DP (double
positif, CD4+CD8+) alors que l’activité du promoteur proximal du
gène lck elle-même décline. Cela suggère une co-régulation des deux
gènes dont la protéine m(h)tβ pourrait être responsable. Cette
protéine n’est cependant pas restreinte aux cellules T, elle est
exprimée à un niveau comparable dans les lignées B matures (BALB),
pro-B (BaF3) ainsi que dans divers tissus non lymphoïdes mais,
c’est uniquement dans les cellules T que la protéine mtβ endogène
est capable d’activer un gène rapporteur flanqué du promoteur
mtβminimal (site de liaison + boîte TATA). Cela indique bien que
mtβ n’est qu’un élément du complexe B2 et que la spécificité
thymique du promoteur proximal est probablement conférée par une
autre protéine du complexe.
Par ailleurs, une transcription accrue du gène rapporteur dans
le thymus de souris transgéniques avait été observée, en l’absence
de la région -584/-433. Cela suggérait l’existence de site(s)
répresseurs dans cette région du promoteur proximal [31]. L’analyse
comparative des complexes ADN-protéines, réalisés avec des extraits
nucléaires de différentes origines tissulaires, a confirmé cette
hypothèse. Ainsi la formation du complexe A2 (-477/-460) est
observée avec des extraits nucléaires de tissus n’exprimant pas le
gène lck (foie et rein) ou l’exprimant via le promoteur distal
(rate) mais il ne l’est pas en présence d’extraits nucléaires de
thymus. Ces observations complémentaires démontrent bien
l’existence d’un site répresseur destiné à réprimer l’activité du
promoteur proximal dans les tissus autres que thymiques [31]. Dans
une région équivalente du promoteur proximal humain (-474/-466), la
formation d’un complexe a aussi été observée avec des extraits
nucléaires de lignées n’exprimant pas le gène lck (Hela, HT29, T84)
ou l’exprimant peu (lignée SW620) [32]. De même, l’absence de
formation de complexe avec des extraits nucléaires de lignées
exprimant fortement le gène lck via le promoteur proximal (lignées
Cem et Colo205) a été rapportée [33]. Une séquence de 9 bp
(TTTCATCAG) a été identifiée comme site de liaison pour le complexe
répresseur. Elle présente une homologie partielle avec le site
composite liant les facteurs NF-AT et Fos/Jun dans le promoteur du
gène IL2. Le complexe semble être constitué de deux protéines de 35
et 75 kDa mais leur identité n’a pas été rapportée [34].
La forte expression du gène lck dans la lignée Colo205 semble
donc résulter d’une absence de répression du promoteur proximal,
par absence des protéines nucléaires se liant au site (-474/-466)
chez l’homme. Ces protéines, détectées dans le foie, le rein et les
lignées Hela (tumeur de l’utérus) et HT29 (tumeur du côlon)
pourraient donc correspondre à des protéines ubiquistes, impliquées
dans la régulation générale des gènes. Leur absence dans la lignée
Colo205 pourrait, par conséquent, être aussi responsable de
l’expression anormale d’autres gènes.
Dans le promoteur proximal humain, les régions -179/-155 et
-128/-63 ont aussi révélé contenir des sites nécessaires à son
activation dans les lignées T et dans celles issues de carcinomes
coliques : un site pour un facteur spécifique aux cellules T (LYF1)
[34], pour un membre de la famille Ets (-97/-90), pour une protéine
HMG (-76/-70) et pour le facteur c-Myb (-59/-54) ont été
décrits [35,36]( (figure
3) ). Par co-transfection dans les cellules Hela, il a été
montré que les facteurs c-Myb et Ets ont un effet synergique sur
l’activité du promoteur proximal. Cette synergie fonctionnelle a
été retrouvée dans les cellules T mais elle est inexistante dans
les cellules tumorales de côlon (par absence de c-Myb). Il avait
été rapporté que c-Myb est plus abondant dans les thymocytes
immatures (du cortex) que dans les thymocytes matures (medulla),
mais il s’avère que c-Myb est aussi exprimé par l’ensemble des
cellules hématopoïétiques, de même que Ets2 (tandis que Ets1 est
présent à la fois dans les lymphocytes T et B). Aucun de ces deux
facteurs ne peut donc être responsable de la spécificité
d’expression dans les thymocytes. Le site -76/-70 pourrait conférer
cette spécificité car il a été décrit comme un site potentiel de
liaison pour un facteur T-spécifique (TCF1, LEF1 ou Sox4) de la
famille des proteines HMG (high mobility group) qui interviennent
dans l’organisation architecturale du complexe de transcription.
Une forte expression du facteur TCF1 dans les lignées Colo201 et
205, comparable à celle de la lignée Jurkat et, plus modeste dans
les lignées SW620 et SW480, a effectivement été mise en évidence
par northern-blot et confirmée au niveau protéique par western-blot
[37]. Par le jeu d’épissages alternatifs d’exons codants, ce
facteur est généralement exprimé avec une grande hétérogénéité
d’isoformes (1A, 1B…. 1G), mais dans les lignées issues de
carcinomes métastatiques (Colo201 et 205) une expression plus
sélective des isoformes TCF1A, 1G et 1F a été rapportée [37]. Les
autres facteurs (LEF1 et Sox4) n’apparaissant que faiblement
exprimés et sans corrélation avec le caractère invasif des tumeurs,
TCF1 semble être le facteur le plus approprié pour ce site.
Cependant, dans une autre étude utilisant comme approche
expérimentale la liaison des protéines recombinantes TCF1, LEF1 et
Sox4 au motif AACAAAG (-76/-70) en présence d’oligonucléotides
compétiteurs mutés, c’est Sox4 qui semble le meilleur candidat pour
le site [27]. Il a ainsi été montré que l’oligonucléotide muté
inhibant spécifiquement la liaison de la protéine recombinante Sox4
est aussi celui qui inhibe complètement la formation du complexe
(formes J1 et J2) sur le site, par les protéines nucléaires de la
lignée SW620. Il n’inhibe que partiellement la formation du
complexe (forme J1 seulement) par les protéines de la lignée Jurkat
et n’a pas été testé avec les protéines des autres lignées de
cellules tumorales de côlon.
Les conclusions de ces deux études ne sont pas absolument
contradictoires, le facteur HMG (ou son isoforme) impliqué pouvant
être différent suivant le type de tumeur. L’analyse par
southern-blot de l’ADN des lignées Colo201, 205, SW620 et 480 n’a
révélé aucune amplification génique ni réarrangement dans la région
5’ du gène TCF1 qui pourrait expliquer son expression anormale
[37]. Il s’agit donc maintenant d’identifier le mécanisme qui
induit l’expression dans les tumeurs solides d’un facteur de
transcription normalement restreint aux thymocytes immatures et
spécifique du promoteur proximal du gène lck.
Facteurs thymiques dans les tumeurs du côlon
La maturation des progéniteurs thymiques entrants se réalise selon
un programme interne d’expression de gènes dont le déclenchement
dépend de signaux environnementaux délivrés par les cellules
stromales. Les facteurs de transcription TCF1/LEF1, impliqués dans
la transition des thymocytes DN en DP puis dans la sélection en SP,
font partie de la voie de signalisation par les protéines Wnt
(wingless) et les récepteurs Fz (frizzled). C’est en particulier
l’isoforme Wnt4, secrétée par les cellules épithéliales thymiques,
qui interagit avec les récepteurs Fz6 et Fz5 exprimés
successivement par les thymocytes DN et DP [38]. Cette interaction
Wnt/Fz a pour conséquence la stimulation de la protéine dsh
(disheveled) qui inactive la kinase GSK3β et de ce fait inhibe les
phosphorylations (sérine) conjointes de la β-caténine et de la
protéine APC (adenomatous polyposis coli), régulateur du trafic
intracellulaire de la β-caténine. La β-caténine non-(Ser)
phosphorylée ne peut être ubiquitinylée et dégradée par le
protéasome. Elle s’accumule dans le cytoplasme puis est transloquée
dans le noyau où elle interagit avec un membre de la famille TCF.
Korinek et al. ont mis en évidence l’expression spécifique de TCF1
dans la lignée Jurkat et celle de TCF4 dans l’épithélium normal et
néoplasique du côlon [39]. Dans les lignées SW480 et 620 (entre
autres), une association stable de la β-caténine avec TCF4 a été
observée. Elle résulte de mutations qui affectent la protéine APC
ou la β-caténine, perturbant leur interaction ainsi que la
dégradation subséquente de la β-caténine [40]. Cette voie de
signalisation (activée dans plus de 70 % des tumeurs du côlon)
aboutit à l’activation des gènes c-Myc et cycline D1, acteurs du
cycle cellulaire. C’est le niveau de cycline D1 qui contrôle le
passage à travers la phase G1 du cycle, par conséquent l’activation
constitutive de cette voie peut être responsable (ou en partie) de
la prolifération incontrôlée des cellules malignes. Tetsu et
McCornick [41] ont montré que l’expression (par transfection) d’un
mutant négatif dominant de TCF4E dans les cellules tumorales SW480
et HCT116 réduit le niveau d’expression de la cycline D1 et bloque
sévèrement leur croissance. Par ailleurs, il a été rapporté que la
déplétion en protéine TCF4 par inactivation de son gène (gène
tcf7/2) conduit chez la souris -/- à un épithélium intestinal
uniquement composé de cellules différenciées [42]. La protéine TCF4
semble donc nécessaire pour maintenir un contingent de cellules
souches dans les cryptes. La stabilisation anormale du complexe
β-caténine/TCF4E, par mutation de l’une ou l’autre des protéines,
pourrait conduire à l’activation constitutive de la cycline D1 et,
par conséquent, contribuer à la transformation maligne en
favorisant la prolifération de cellules immatures [43].
Cela impliquerait la participation de CD44 qui est aussi un gène
cible du complexe β-caténine/TCF4. La forme la plus simple
(standard) CD44s est ubiquiste mais il existe de nombreux variants
dont certains sont associés à un mauvais pronostic dans les cancers
du côlon. L’expression de CD44 dans la muqueuse intestinale normale
est confinée dans les cryptes où elle joue un rôle dans le
renouvellement des cellules épithéliales [44]. L’interaction de
CD44 avec certains facteurs de croissance (MIP1β, FGF, HB-EGF)
était bien connue mais ce n’est que récemment qu’un mécanisme
cellulaire a été proposé pour expliquer ce rôle physiologique. En
particulier dans les cellules épithéliales de l’AER (apical
ectodermal ridge), il a été rapporté que l’isoforme CD44v3
interagit avec le facteur FGF pour le présenter à son récepteur
FGF-R exprimé par les cellules mésenchymateuses sous-jacentes [44].
Dans les cellules tumorales, c’est l’interaction du variant CD44v6
avec c-Met, récepteur du facteur HGF/SF (scatter factor) qui a été
mise en évidence [45]. Dans les cancers du côlon, c-Met est souvent
muté ou surexprimé et CD44 pourrait alors jouer le rôle de
promoteur de tumeur, par dérégulation de la prolifération des
cellules souches de l’intestin, dotées d’une grande longévité et
d’un fort pouvoir de division. Par ailleurs, la relation inverse
entre l’expression de CD44 et celle de la E-cadhérine observée dans
certaines tumeurs suggérait l’existence, dans les cellules
normales, d’une régulation négative de la fonction de CD44 par la
E-cadhérine. Récemment, il a été montré que la ré-expression de la
E-cadhérine (par transfection) dans les cellules TA3 de rat
(carcinome mammaire déficitaire en E-cadhérine) bloque leur
étalement sur couche d’acide hyaluronique (constituant de la
matrice extracellulaire et ligand de CD44) et réduit leur potentiel
invasif [46]. Une modification de l’affinité de liaison de CD44 à
son ligand HA serait à l’origine de ces effets. En outre, CD44
subit une palmitoylation de résidus cystéine de son domaine
cytoplasmique [47] qui pourrait favoriser son recrutement dans les
GEM. Dans les cellules TA3 (transfectées par la E-cadhérine), on
observe peu de molécules CD44 dans les GEM et l’hypothèse a été
émise que les molécules CD44 hors GEM ne pourraient effectuer de
déplacement latéral dans la membrane. Elles ne pourraient donc pas
se rassembler dans les filopodes, interagir avec le substratum HA
et provoquer la motilité des cellules. La palmitoylation étant une
modification réversible, le regroupement des molécules CD44
palmitoylées dans les microdomaines de la membrane serait un moyen
de réguler leur fonction, dont l’interaction (par sa partie
cytoplasmique) avec les protéines ERM (ezrine, radixine, moesine)
qui relient les fibres d’actine entre elles. L’inhibition de la
croissance cellulaire par contact cellule-cellule résulte de
l’activation de la merline (produit du gène NF2) et de son
interférence avec les protéines ERM.
Les facteurs de transcription thymiques LEF1 et TCF1 sont
eux-mêmes les cibles des complexes β-caténine/TCF. Le gène LEF1
n’est pas exprimé dans le côlon adulte normal mais il l’est dans
certaines tumeurs du côlon, sous la forme de la protéine entière
correspondant au facteur de transcription. L’activation du gène
LEF1 implique spécifiquement les facteurs TCF4E et 1E dont
l’extrémité C-terminale de type E renferme des motifs de liaison
pour la protéine CtBP1, répresseur de la voie Wnt. Or, dans les
lignées coliques de nombreuses mutations affectent le cadre de
lecture de l’exon 17 de TCF4 et conduisent à des isoformes de TCF4E
raccourcies ou non codantes, donc non régulables par le répresseur
[48]. Il en résulte une expression constitutive du gène LEF1 et une
activation permanente de la voie Wnt qui contribue à la
prolifération anormale des cellules. Par ailleurs Roose et al. [49]
ont montré que TCF4 est aussi capable d’activer la transcription du
gène TCF1. Or TCF1, initialement rapporté par Allen et al. [31]
comme pouvant être un facteur d’activation du promoteur proximal
lck dans les cellules T (Jurkat), a clairement été mis en évidence
dans ces cellules T par les travaux récents de Korinek et al. [39].
On peut donc penser que, dans les tumeurs du côlon exprimant
TCF-4E, l’expression de la p56lck résulte de l’activation
transcriptionnelle des gènes LEF1 et TCF1 par les isoformes TCF4E
puis de la liaison de ces facteurs thymiques sur leur site HMG en
-76/-70 du promoteur proximal du gène lck ( (figure 2) ).
Rôles des PTK endogènes des cellules épithéliales
La β-caténine a été isolée initialement comme une protéine associée
à la région cytoplasmique de la E-cadhérine (protéine d’adhésion
homophilique dépendante du Ca++). Le complexe
E-cadhérine/β-caténine est relié aux filaments d’actine par la
vinculine et/ou l’α-actinine. Cette association avec le
cytosquelette contribue à renforcer les interactions entre cellules
épithéliales car il est maintenant clair que le défaut d’expression
de E-cadhérine observé dans certaines tumeurs du côlon conduit à
leur dislocation et permet la dissémination des cellules
cancéreuses [50]. Ce défaut d’expression ne résulte pas (dans la
majorité des cas) de mutations du gène (CDH1) affectant l’intégrité
structurale (et donc fonctionnelle) de la E-cadhérine, mais d’une
répression de la transcription du gène par un facteur à doigts de
zinc (Snail/Slug et éventuellement δEF1,SIP1,E12/E47) se fixant sur
les boîtes E du promoteur proximal. L’expression du gène Slug
(contrairement à celle du gène Snail) est régulée par le complexe
β-caténine/TCF4 [51]. Dans l’épithélium normal, la E-cadhérine est
localisée au niveau des jonctions adhérentes (JA), complexée à la
β-caténine. Elle séquestre ainsi la β-caténine dans le cytoplasme
et empêche l’activation transcriptionnelle de son répresseur Slug.
La cohésion des jonctions adhérentes est régulée par le niveau de
phosphorylation de résidus tyrosine de la E-cadhérine et de la
β-caténine [52]. Ce processus implique principalement les PTK de la
famille Src (p60c-src, p59c-yes et p58lyn) dont l’accumulation au
niveau de ces jonctions a été observée dans de nombreux tissus [53]
ainsi que des phosphatases dont LAR (CD45). Il a été montré, entre
autres, que la transfection de la lignée fibroblastique de rat
(3Y1) par v-src lui confère un potentiel métastatique et
s’accompagne d’une phosphorylation importante de tyrosine de la
β-caténine mais aussi d’une réduction des tyrosines phosphorylées
de la E-cadhérine aux adhésions focales [54]. Deux tyrosines (Y86
et Y654) de la β-caténine phosphorylées par p60src ont été
identifiées, mais seul l’état de la Tyr654 semble être important
pour l’interaction avec la E-cadhérine [55]. Ces phosphorylations
inverses du couple E-cadhérine-β-caténine ont également été
observées dans les cellules épithéliales NBT-II de rat induites à
la dispersion par la présence de facteurs de croissance [56]. La
colocalisation de la phosphatase CD45 avec les complexes
E-cadhérine- β-caténine ainsi que la réduction du pool de
β-caténine (tyrosine) phosphorylée ont été rapportées conjointement
à l’inhibition de la migration des cellules et de la formation des
tumeurs [56]. Sa présence aux jonctions adhérentes comme aux
adhésions focales indique que CD45 régule l’adhésion cellulaire,
qu’elle soit cellule-cellule ou cellule-substratum. En outre,
l’injection dans les cellules NBT-II de mutants kinases inactifs
(SrcK- ou Fynk-) ou du mutant dominant
négatif N17Ras annule la dispersion des cellules induite par l’EGF,
mais celle du mutant SrcK- n’altère ni la
phosphorylation (Tyr) de Shc, ni son association avec Grb2, ni
l’activation des MAP kinases. Cela indique que deux voies
distinctes de signalisation participent aux processus
d’adhésion/dispersion. La voie Src agit directement sur
l’organisation corticale du cytosquelette, sans modification du
niveau d’expression de gènes, contrairement à la voie Ras [57]. Ces
travaux ont aussi montré que la dispersion des cellules ne résulte
pas d’un processus passif (du à l’absence de signalisation
d’adhésion) mais implique une signalisation particulière [58].
Dans les tumeurs, les métalloprotéinases sont souvent
surexprimées (en particulier MMP7 dans les tumeurs du côlon). Leur
activité conduit à la destruction des interactions
E-cadhérine/matrice extracellulaire ainsi qu’à la réduction des
interactions E-cadhérine-β-caténine. La β-caténine libérée peut
activer le gène Slug et instituer une boucle de répression de
l’expression de la E-cadhérine ainsi qu’un état permanent de
dispersion cellulaire dans lequel la p60src est activée [58]. La
voie particulière de signalisation conduisant à la dispersion
cellulaire peut donc être induite par la p60src mais les protéines
relais impliquées dans cette voie sont inconnues. Parmi les
protéases agissant sur la matrice extracellulaire, l’uPA (urokinase
type plasminogen activator) joue un rôle important dans la
croissance des tumeurs et la survenue des métastases. De plus, son
expression et celle de son récepteur (uPAR) sont souvent élevées
dans les tumeurs et associées à un mauvais pronostic. Cette enzyme
catalyse la conversion du plasminogène en plasmine qui réalise
directement ou indirectement la dégradation de la fibronectine, de
la laminine et du collagène de type IV. L’expression du gène uPA
est régulée, en particulier, par le facteur de transcription ΝFκΒ
dont la présence dans le noyau résulte de la perte d’interaction
avec l’inhibiteur IκBα. Dans les lignées tumorales mammaires
MDA-MB231 et MCF7, il a récemment été montré que c’est la p56lck
qui phosphoryle IκBα et libère ΝFκβ de son interaction [59]. Le
rôle de la p56lck sur l’activation de ΝFκβ avait été initialement
décrit dans les lymphocytes T (les CD4+ infectés par le VIH) [60]
où il avait été observé que les phosphorylations de résidus
tyrosine et sérine (par l’IK kinase pour ce résidu) avaient pour
conséquence d’exposer ΝFκβ à l’ubiquitination et à la dégradation
par le protéasome. Par ailleurs, le facteur ΝFκβ et la p56lck sont
sensibles aux conditions redox de la cellule [61]. L’incubation de
cellules T (HPB-MLT) en présence d’H2O2
conduit à l’activation de la p56lck par phosphorylation de son site
d’autophosphorylation (tyrosine 394) par un mécanisme autre que
l’autophosphorylation [62]. Dans les lignées tumorales mammaires,
il a aussi été montré que l’addition d’H2O2
ou l’incubation des cellules dans une atmosphère pauvre en oxygène
conduit à la phosphorylation de la tyrosine 394 de la p56lck [61].
Dans les tumeurs, le pH extracellulaire est généralement faible, il
y a accumulation de lactate et la tension en oxygène est plus
faible. Ces conditions in vivo peuvent donc conduire à
l’hyperactivation de la p56lck et contribuer (via l’activation de
l’uPA) à la dispersion des cellules tumorales. Dans ces lignées
tumorales, les auteurs ont montré que la p56lck est responsable de
la phosphorylation du récepteur EGF qui, en condition d’hypoxie,
est suivie par celle des kinases MEK1 et ERK1 [63]. La
potentialisation par la p60src de l’oncogenèse transduite par
l’EGF-R (et les récepteurs mutés neu/Her2/c-erb2) était connue
depuis longtemps [64]. Maintenant, on peut donc aussi parler de la
coopération de la p56lck à l’oncogenèse de certaines tumeurs
mammaires. De même, on peut penser que, dans la lignée pulmonaire
tumorale à petites cellules (H526 SCLC), la p56lck, exprimée et
activée par c-kit, participe à l’oncogenèse induite par ce
récepteur et son ligand SCF [65].
p56lck et cytosquelette des lymphocytes et cellules
tumorales
Dans le tissu hématopoïétique, les lymphocytes périphériques
constituent un système de surveillance immunitaire. Ils assurent
cette fonction grâce à leurs capacités de migration et d’adhésion
aux sites inflammatoires/infectieux. Ce système est fondé sur la
re-circulation continue d’un petit contingent de lymphocytes entre
le sang, les tissus périphériques et les organes lymphoïdes
secondaires. L’extravasation des lymphocytes hors du compartiment
vasculaire se réalise par une cascade de processus d’adhérence
entre les lymphocytes et les cellules endothéliales. Le roulement
et le ralentissement des lymphocytes dans le flux sanguin sont
réalisés d’abord par l’adhérence (faible) entre la sélectine
lymphocytaire (CD62-L) et les adressines endothéliales. Cela permet
aux chimiokines présentées par le glycocalix de l’endothélium
d’interagir avec leurs récepteurs lymphocytaires et de conduire à
l’activation des intégrines (LFA-1,VLA-4,α4β7). Celles-ci
interagissent avec leurs ligands (ICAM1, VCAM1, MAdCAM1) sur les
cellules endothéliales en développant une forte adhérence qui
stoppe les lymphocytes et permet leur diapédèse.
Chacune de ces interactions déclenche une signalisation
intracellulaire dans laquelle la p56lck est impliquée. Ainsi
l’activation de la voie ras par l’adhésion de la L-sélectine aux
adressines dépend de la phosphorylation initiale de la sélectine
par la p56lck [66]. Cette tyrosine phosphorylée permet à la
L-sélectine de lier le complexe Grb2/Sos et d’amener Sos (facteur
d’échange de GDP/GTP, donc activateur de la p21ras) à proximité de
la protéine, ancrée à la membrane par farnésylation de son
extrémité. Mais la p56lck intervient également plus en aval dans
cette voie pour en réguler l’activité, par phosphorylation
alternative des deux régulateurs antagonistes de la
p21ras, que sont la p120GAP (GTPase-acting protein) et la
p95vav (facteur d’échange des Rho GTPases) [67]. Quant au
chimiotactisme (en particulier celui induit par SDF1 sur les
lymphocytes exprimant les récepteurs CXCR4), il implique également
la p56lck et l’activation des kinases Zap70 et PI3K. L’interaction
entre le récepteur CXCR4 et la p56lck n’est pas directe, une
protéine (β-arrestine ou la sous-unité Gαi) recrutée par le domaine
SH3 de la p56lck réaliserait la connexion [68]. Enfin la forte
adhérence des intégrines à leurs récepteurs se développe grâce à
des modifications d’affinité et/ou d’avidité qui impliquent aussi
la p56lck. Les cellules JCam1.6 (déficientes en p56lck) sont
dépourvues de molécules VLA-4 de forte affinité. L’effet de la
p56lck serait indirect puisque la phosphorylation de tyrosine de la
partie cytoplasmique de VLA4 ne modifie pas l’affinité de VLA4 mais
son interaction avec le cytosquelette. L’effet résulterait de la
phosphorylation de Ser/Thr par la PKC activée [69]. La p21ras et
les MAPK sont impliquées dans la régulation de l’intégrine LFA1.
L’étude de l’adhérence (réduite) des cellules JCam1.6 sur le ligand
ICAM1 immobilisé a mis en évidence l’existence d’un second
mécanisme de régulation. L’analyse par cytométrie de flux a révélé
une plus faible expression des molécules LFA1 matures à la surface
de ces cellules et montré que la retransfection du gène lck corrige
le défaut. LFA1 est un hétérodimère, CD11a/CD18, dont les chaînes
sont synthétisées séparément puis glycosylées dans l’appareil de
Golgi après leur réunion. Dans les cellules JCam1.6, c’est la forme
immature, non glycosylée de CD18 qui prédomine [70]. Cela implique
donc la p56lck dans la régulation d’un nouveau type de voie, celui
de la maturation et trafic vers la membrane de molécules de surface
néosynthétisées.
Ces phosphorylations initiales déclenchées par l’interaction des
intégrines ont pour première conséquence la réorganisation du
cytosquelette qui aboutit au renforcement des interactions. Cela
s’effectue par le rassemblement aux points de contact (situés au
pôle migrateur des lymphocytes T circulantes) de certains
composants du cytosquelette, différents suivant le type de contact
réalisé (cellule-cellule, cellule-matrice). La morphologie
bipolaire des lymphocytes T (caractérisée par un uropode traînant à
l’opposé du pôle migrateur) résulte déjà d’une organisation
particulière du cytosquelette avec, en outre, une localisation
prédominante des intégrines au pôle migrateur. Dans ces cellules,
l’interaction directe de la sous-unité β2 (CD18) des intégrines à
la protéine ABP-280 (actin-binding protein)/filamine a été observée
aux points de contact [71]. Cette association
membrane-cytosquelette pourrait être impliquée dans l’extension des
lamellipodes au pôle migrateur de la cellule. Par ailleurs
l’association de la p56lck avec la filamine et la phosphorylation
de celle-ci ont été observées in vivo ; aussi la formation des
protrusions permettant la locomotion des cellules pourrait être
contrôlée par la p56lck. Un changement de conformation entre les
formes non phosphorylées et Tyr-phosphorylées de la filamine
régulerait les interactions corticales entre le cytosquelette et
les protéines membranaires [72].
La glycoprotéine CD44, récepteur de l’acide hyaluronique, est
abondamment exprimée dans les lymphocytes T, essentiellement sous
la forme CD44s (CD44H) dans les cellules au repos. Des variants, v6
et v9, sont produits de façon transitoire par les cellules
activées. Le variant v3 est présent dans les cellules au repos mais
son expression est fortement induite par l’activation. L’inclusion
de l’exon 3 (le seul à contenir le site de liaison à l’héparine
sulfate) lui confère des propriétés uniques d’interaction avec les
facteurs bFGF, HGF/SF et MIP1b [73]. L’expression de variants
particuliers a aussi été observée dans les leucémies et les
lymphomes [74]. En plus de son rôle dans l’adhésion cellulaire,
CD44 induit une signalisation intracellulaire, ce qui fait de lui
un co-récepteur de l’activation des lymphocytes T. Des anticorps
anti-CD44 sont capables d’activer (partiellement) des cellules T au
repos et de renforcer la prolifération (et la sécrétion d’IL2) des
cellules induites par des anti-CD3. Ces stimulations par anti-CD44
conduisent à la phosphorylation de tyrosine de protéines
cellulaires, dont la p56lck et la kinase Zap70 [75]. L’association
de la p56lck avec CD44 a été observée dans les GEM [76]. Cette
localisation stabiliserait l’interaction avec le cytosquelette. La
distribution du complexe p56lck-CD44 dans les GEM est variable
selon l’état de la cellule et semble régulée par la phosphatase
CD45. Dans les cellules T CD45- (lymphome BW5147), il y a deux fois
plus de complexe dans les GEM que dans les mêmes cellules
CD45+[77]. De plus, il a été observé que l’étalement des
cellules CD45- sur couche d’anticorps anti-CD44 induit
une morphologie différente de celle des cellules CD45+.
Cependant, pour le moment, seules des phosphorylations de résidus
sérine ont été impliquées dans la régulation de l’interaction de
CD44 avec les protéines ERM. La dissociation de cette interaction
au cours de l’activation implique la phosphorylation de la Ser291
(par la PKC activée) conjointement à la déphosphorylation de la
Ser325. La phosphorylation de la Ser291 est aussi requise pour la
migration directionnelle des cellules [78]. CD44 peut également
induire des réarrangements du cytosquelette par interaction directe
avec les GTPases, leurs facteurs d’échange et leurs molécules
adaptateurs. Son interaction avec RhoA lui permet d’interagir avec
l’ankyrine, autre protéine de liaison au cytosquelette.
Conclusion et perspectives
La protéine tyrosine kinase p56lck, ancrée à la face interne des
cellules T joue un rôle-clé dans la transduction intracellulaire
des signaux antigéniques d’activation. Cette enzyme étant
potentiellement oncogénique [79], il est surprenant qu’il n’existe
pas de désordres lymphoprolifératifs attribuables à une anomalie
récurrente (génétique) de la p56lck. Par contre, son expression a
souvent été observée dans diverses tumeurs solides. Cette
excentricité des cellules épithéliales est restée longtemps sans
explication.
Les études de ces dernières années ont tout d’abord montré
qu’elle était le fait d’une activation illégitime du promoteur
proximal du gène lck. Puis il est apparu que les deux mécanismes de
régulation du promoteur proximal du gène lck pouvaient être
altérés dans les carcinomes de côlon : 1 par défaut
d’expression d’un répresseur ciblant le promoteur proximal
(normalement produit par les cellules autres que les thymocytes) et
2 par expression illégitime de facteurs lymphoïdes TCF1/LEF1
spécifiques de ce promoteur. Toutefois, les données concernant le
répresseur (son identité, sa famille, son mode d’action) sont
encore trop peu nombreuses pour que l’on puisse proposer un
mécanisme d’inhibition de la transcription du gène lck et apprécier
le poids de son absence dans certaines tumeurs par rapport aux
facteurs transactivateurs TCF1/LEF1 présents. Cependant on remarque
que, dans la lignée Colo205 qui exprime fortement le gène lck
(tableau 1), il y a absence du répresseur et le facteur TCF1 est
fortement exprimé [37]. Inversement, dans la lignée SW620 qui
exprime peu le gène lck (tableau 1), le répresseur est présent et
le facteur TCF1 est peu exprimé [37]. Par ailleurs,
l’hypométhylation de l’ADN étant une altération très fréquemment
observée dans les tumeurs, en particulier celles du côlon [80], il
serait intéressant de connaître l’état de méthylation des régions
promotrices du gène lck dans la lignée Colo205. En ce qui concerne
la transactivation, nous proposons la séquence TCF4 → TCF1/LEF1 →
Lck, comme séquence d’événements pouvant conduire (dans certaines
tumeurs du côlon) à l’expression du gène lymphoïde lck ( (figure 3) ). Les
isoformes particulières (non régulables) de TCF4E exprimées par les
cellules tumorales du côlon ainsi que la stabilité de leur
interaction avec la β-caténine pourraient expliquer l’activation
anormale des facteurs TCF1/LEF1. La non-régulation du complexe
TCF-4E/β-caténine pourrait aussi résulter d’anomalies d’expression
de la E-cadhérine ou des constituants du complexe de
dégradation de la β-caténine (APC, axine/conductine, claudine,
etc.). Beaucoup de ces anomalies résultent à la fois de mutations
héritées et acquises par le malade (telles que perte de
l’hétérozygotie) ; par conséquent, l’activation du gène lck ne
peut être considérée comme un événement contribuant de façon
précoce à l’oncogenèse des cellules épithéliales mais plutôt comme
une conséquence. En outre, la corrélation observée entre
l’expression du gène lck et la capacité de certains carcinomes
coliques à produire des métastases (observée après injection de
cellules tumorales dans les souris nude) suggère également une
implication de la p56lck dans le développement du caractère invasif
des cellules tumorales. Par ailleurs, la capacité à métastaser des
thymomes induits par la surexpression de la p56lck normale a été
rapportée depuis longtemps [79]. La vérification de ce rôle
potentiel de la p56lck peut maintenant être aisément réalisée par
la technique d’ARN interférence, aux moyens de siARN introduits
dans les différentes lignées de tumeurs coliques (SW620, etc) puis
injectées aux souris nude.
Les données rapportées dans cette revue sur les cibles de la
p56lck dans les lymphocytes T, bien que non exhaustives, montrent
néanmoins le caractère pléiotropique de l’activité de cette kinase,
qui intervient à la fois dans les processus morphogéniques rapides
(remodelage du cytosquelette) et dans les processus plus lents de
différenciation cellulaire et prolifération. Bon nombre des
constituants (ou régulateurs) du cytosquelette sont ubiquistes ou
représentés soit par un membre parent, soit par une isoforme,
spécifique du type cellulaire. On peut donc supposer que la p56lck
exprimée dans les tumeurs du côlon intervient de même sur ces
protéines. Par ailleurs, du fait de l’implication de Src (mais
aussi de Lyn, Fyn, Hck et Yes) dans certaines étapes de l’adhésion
des cellules épithéliales et de l’activité redondante des membres
de cette famille de PTK, la p56lck exprimée dans les carcinomes
pourrait aussi phosphoryler les partenaires de ces Src kinases.
L’exacerbation des phosphorylations cellulaires pourrait contribuer
à la perte du contrôle de l’organisation du cytosquelette et de
l’adhésion cellulaire. L’existence de ces interactions
protéine-protéine (p56lck-cibles épithéliales dans les carcinomes)
pourrait être vérifiée par des expériences de
co-immunoprécipitation.
L’utilisation d’inhibiteurs spécifiques anti-Lck pourrait être
envisagée. Parmi les inhibiteurs des protéines tyrosine kinases,
les polyphénols dérivés de plantes semblent présenter la meilleure
spécificité vis-à-vis de la p56lck. Le curcumin a déjà montré un
effet inhibiteur sur la croissance des cellules (induction de
l’apoptose) de la lignée colique Lovo [81]. Ces cellules expriment
peu de p56lck ; aussi, l’effet inhibiteur pourrait être encore
plus spectaculaire avec les cellules Colo201 et 205 exprimant plus
de p56lck. Récemment, les effets d’un autre de ces composés,
l’acide rosmarinique (RosA), métabolite secondaire de Rosmarinus
officialis, ont été rapportés [82]. Cet inhibiteur semble bien
spécifique de la p56lck puisqu’il n’a aucune activité sur les
cellules dépourvues de p56lck telles que les cellules T de la
lignée JCaM1.6, les cellules B et les monocytes qui pourtant
expriment d’autres PTK de la famille Src (src lui-même, Fyn ,Lyn,
Hck respectivement). De plus, il n’est actif que sur les cellules
proliférant très activement. Cela en fait donc un candidat très
intéressant à tester sur les lignées coliques Colo201, 205. Ces
inhibiteurs de la p56lck pourraient venir en complément des
inhibiteurs de la farnésyltransférase et de ceux inhibant
l’adhésion (tels que la tropomyosine, la forme soluble de la
E-sélectine, la forme tronquée VECad5D), en attendant la
« révolution thérapeutique » que pourrait constituer les
« siRNA médicaments » [83].
Remerciements
L’auteur remercie C. Boucheix et F. Le Naour pour la relecture de
ce manuscrit et leurs commentaires.
Références
1 Abraham N, Miceli MC, Parnes JR, Veillette A.
Enhancement of T-cell responsiveness by the lymphocyte-specific
tyrosine protein kinase p56lck. Nature 1991 ; 350 : 62-6.
2 Kabouridis PS, Magee AI, Ley SC. S-acylation of
Lck protein tyrosine kinase is essential for its signaling function
in T lymphocytes. EMBO J 1997 ; 16 : 4983-98.
3 Turner JM, Brodsky HM, Irving BA,
Levin SD, Perlmutter RM, Littman DR. Interaction of
the unique N-terminal region of tyrosine kinase p56lck with
cytoplasmic domains of CD4 and CD8 is mediated by cysteine motifs.
Cell 1990 ; 60 : 755-65.
4 Dustin ML, Cooper JA. The immunological synapse and
actin cytoskeleton : molecular hardware for T cell signalling.
Nat Immunol 2000 ; 1 : 23-9.
5 Montixi C, Langlet C, Bernard AM, et al.
Engagement of T-cell receptor triggers its recruitment to
low-density detergent-insoluble membrane domains. EMBO J
1998 ; 17 : 5334-48.
6 Drevot P, Langlet C, Guo XJ, et al. TCR
signal initiation machinery is pre-assembled and activated in a
subset of membrane rafts. EMBO J 2002 ; 21 :
1899-908.
7 Shade AE, Levine AD. Lipid raft heterogeneity in
human peripheral blood T lymphoblasts : a mechanism for
regulating the initiation of TCR signal transduction. J Immunol
2002 ; 168 : 2233-9.
8 Xavier R, Brennan T, Qingqin L,
McCormack C, Seed B. Membrane compart mentation is
required for efficient T cell activation. Immunity 1998 ;
8 : 723-32.
9 Bergman M, Mustelin T, Oatken C, et al.
The human p50csk tyrosine kinase phosphorylates p56lck at Tyr505
and down regulates its catalytic activity. EMBO J 1992 ;
11 : 2919-24.
10 Ostergaard HL, Shackelford DA, Hurley TR,
et al. Expression of CD45 alters phosphorylation of the
lck-encoded tyrosine kinase in murine lymphoma T- cell lines. Proc
Natl Acad Sci USA 1989 ; 86 : 8959-63.
11 Xu W, Doshi A, Lei M, Eck MJ,
Harrison SC. Crystal structure of c-Src reveals features of
its autoinhibitory mechanism. Mol Cell 1999 ; 3 :
629-30.
12 Kabouridis PS. Selective interaction of LAT (linker of
activated T cells) with the open-active form of Lck in lipid rafts
reveals a new mechanism for the regulation of Lck in T cells.
Biochem J 2003 ; 371 : 907-15.
13 Gupta S, Weiss A, Kumar G, Wang S,
Nel A. The T-cell antigen receptor utilizes Lck, Raf-1 and
MEK-1 for activating mitogen-activated protein kinase. J Biol Chem
1994 ; 269 : 17349-57.
14 Molina TJ, Kishihara K, Siderovski DP,
et al. Profound block in thymocyte development in mice lacking
p56lck. Nature 1992 ; 357 : 161-214.
15 Gacon G, Gisselbrecht S, Piau JP,
Boissel JP, Tolle J, Fischer S. High level of
tyrosine protein kinase in a murine lymphoma cell line induced by
Moloney leukaemia virus. EMBO J 1982 ; 1 : 1579-82.
16 Rouer E, Huynh TV, Lavareda de Souza S,
Lang MC, Fischer S, Benarous R. Structure of the
human lck gene : differences in genomic organisation within
src-related genes affect only N-terminal exons. Gene 1989 ;
84 : 105-13.
17 Wildin RS, Garvin AM, Pawar S, et al.
Developmental regulation of lck gene in T-lymphocytes. J Exp Med
1991 ; 173 : 383-93.
18 Rouer E, Dreyfus F, Melle J, Benarous R.
Pattern of expression of five alternative transcripts of the lck
gene in hematopoietic malignacies : correlation of the level
of lck mRNA IB with the immature phenotype of the malignancy. Cell
Growth Differ 1994 ; 5 : 659-66.
19 Tycko B, Smith SD, Sklar J. Chromosomal
translocations joining Lck and TcR B loci in human T cell
leukaemia. J Exp Med 1991 ; 174 : 867-73.
20 Rouer R, Dreyfus F, Melle J, Ribrag V,
Benarous R. Selective increase of alternatively spliced lck
transcripts from the proximal promoter in hematopoietic
malignancies. Leukemia 1993 ; 7 : 246-50.
21 Marth JD, Disteche C, Pravtcheva D,
Ruddle F, Krebs EG, Perlmutter RM. Localisation of a
lymphocyte-specific protein tyrosine kinase gene (lck) at a site of
frequent chromosomal anormalities in human lymphomas. Proc Natl Sci
USA 1986 ; 83 : 7400-4.
22 Goldman FD, Ballas ZK, Schutte BC, et al.
Defective expression of p56lck in an infant with severe combined
immunodeficiency. J Clin Invest 1998 ; 102 : 421-9.
23 Germani A, Malherbe S, Rouer E. The exon-7
spliced Lck isoform in T lymphocytes : a potential regulator
of p56lck signaling pathways. Biochem Biophys Res Com 2003 ;
301 : 680-5.
24 Van Drenth C, Jenkins A, Ledwich L,
et al. Desensitization of CXC chemokine receptor 4, mediated
by IL-16/CD4, is independent of p56lck enzymatic activity. J
Immunol 2000 ; 165 : 6356-63.
25 Gisselbrecht S. Oncogenes et leucemies : historique
et perspectives. Med Sciences 2003 ; 19 : 201-10.
26 Veillette A, Foss FM, Sausville EA,
Bolen JB, Rosen N. Expression of the lck tyrosine kinase
gene in human colon carcinoma and other non- lymphoid human tumor
cell lines. Oncogene Res 1987 ; 1 : 357-74.
27 McCracken S, Kim CS, Xu Y, Minden M,
Miyamoto NG. An alternative pathway for expression of p56lck
from type 1 promoter transcripts in colon carcinoma. Oncogene
1997 ; 15 : 2929-37.
28 Leung S, Miyamoto NG. Differential expression of
two classes of lck transcripts upon phorbol ester treatment of
human leukemic T cells. J Cell Phys 1991 ; 148 :
344-52.
29 Nakamura K, Chijiiwa Y, Nawata H. Augmented
expression of lck message directed from the downstream promoter in
human colorectal cancer specimens. Eur J Cancer 1996 ;
32A : 1401-7.
30 Mayer K, Ballhausen WG. Expression of alternatively
spliced lck transcripts from the proximal promoter in colorectal
cancer derived cell lines. Anticancer Res 1996 ; 16 :
1733-7.
31 Allen JM, Forbush KA, Perlmutter RM.
Functional dissection of the lck proximal promoter. Mol Cell Biol
1992 ; 12 : 2758-68.
32 Yamada A, Takaki S, Hayashi F,
Georgopoulos K, Perlmutter RM, Takatsu K.
Identification and characterization of a transcriptional regulator
for the lck proximal promoter. J Biol Chem 2001 ; 276 :
18082-9.
33 Muise-Helmericks RC, Rosen N. Identification of a
novel repressive element in the proximal lck promoter. J Biol Chem
1995 ; 270 : 27538-43.
34 Lo K, Landau NR, Smale ST. LyF-1, a
transcriptional regulator that interacts with a novel class of
promoters for lymphocyte-specific genes. Mol Cell Biol 1991 ;
11 : 5229-43.
35 Leung S, McCracken S, Ghysdael J,
Miyamoto NG. Requirement of an ETS-binding element for
transcription of the human lck type I promoter. Oncogene
1993 ; 8 : 989-97.
36 McCracken S, Leung S, Bosselut R,
Ghysdael J, Miyamoto NG. Myb and related transcription
factors are required for activity of the human lck type 1 promoter.
Oncogene 1994 ; 9 : 3609-15.
37 Mayer K, Hieronymus T, Castrop J,
Clevers H, Ballhausen WG. Ectopic activation of lymphoid
high mobility group-box transcription factor TCF-1 and
overexpression in colorectal cancer cells. Int J Cancer 1997 ;
72 : 625-30.
38 Pongracz J, Hare K, Harman B, Anderson G,
Jenkinson EJ. Thymic epithelial cells provide Wnt signals to
developing thymocytes. Eur J Immunol 2003 ; 33 :
1949-56.
39 Korinek V, Barker N, Morin PJ, et al.
Constitutive transcriptional activation by a β–catenin-Tcf complex
in APC-/- colon carcinoma. Science 1997 ; 275 :
1784-7.
40 Morin PJ, Sparks AB, Korinek V, et al.
Activation of β-catenin-Tcf signalling in colon cancer by mutations
in β-catenin or APC. Science 1997 ; 275 : 1787-90.
41 Tetsu O, McCormick F. β-catenin regulates
expression of cyclin D1 in colon carcinoma cells. Nature
1999 ; 398 : 422-6.
42 Korinek V, Barker N, Moerer P, et al.
Depletion of epithelial stem-cell compartments in the small
intestine of mice lacking Tcf-4. Nature Genet 1998 ; 19 :
379-83.
43 Bonneton C, Larue L, Thierry JP. Données
recentes sur le rôle de la protéine APC dans la genèse du cancer
colorectal. Bull Cancer 1997 ; 84 : 1053-60.
44 Sherman L, Wainwright D, Ponta H,
Herlich P. A splice variant of CD44 expressed in the apical
ectodermal ridge presents fibroblast growth factors to limb
mesenchyme and is required for limb outgrowth. Genes Dev
1998 ; 12 : 1058-71.
45 Nestl A, Von Stein OD, Zatloukal K,
et al. Gene expression patterns associated with the metastatic
phenotype in rodent and human tumors. Cancer Res 2001 ;
61 : 1569-77.
46 Xu Y, Yu Q. E-cadherin negatively regulates
CD44-hyaluronan interaction and CD44-mediated tumor invasion and
branching morphogenesis. J Biol Chem 2003 ; 278 :
8661-8.
47 Thorne RF, Legg JW, Isacke CM. The role of the
CD44 transmembrane and cytoplasmic domains in co-ordinating
adhesive and signalling events. J Cell Science 2004 ;
117 : 373-80.
48 Duval A, Rolland S, Tubacher E, Bui H,
Thomas G, Hamelin R. The human T-cell transcription
factor-4 gene : structure, extensive characterization of
alternative splicings and mutational analysis in colorectal cancer
cell lines. Cancer Res 2000 ; 60 : 3872-9.
49 Roose J, Huls G, Van Beest M, et al.
Synergy between tumor suppressor APC and the β-catenin-Tcf-4 target
tcf-1. Science 1999 ; 285 : 1923-6.
50 Frixen U, Behrens J, Sachs ME, et al.
E-cadherin mediated cell-cell adhesion prevent invasiveness of
human carcinoma cell lines. J Cell Biol 1991 ; 117 :
173-85.
51 Conacci-Sorrel M, Simcha I, Ben-Yedidia T,
Blechman J, Savager P, Ben-Zeev A. Autoregulation of
E-cadherin expression by cadherin-cadherin interactions : the
roles of β-catenin signalling, Slug and MAPK. J Cell Biol
2003 ; 163 : 847-57.
52 Volberg T, Zick Y, Dror R, et al. The
effect of tyrosine-specific protein phosphorylation in the assembly
of adherens-type junctions. EMBO J 1992 ; 11 :
1733-42.
53 Tsukita S, Oishi K, Akiyama T,
Yamanashi Y, Yamamoto T, Tsukita S. Specific
proto-oncogenic tyrosine kinases of Src family are enriched in
cell-to-cell adherens junctions where the level of tyrosine
phosphorylation is elevated. J Cell Biol 1991 ; 113 :
867-79.
54 Matsuyoshi N, Hamaguchi M, Taniguchi S,
Nagafuchi A, Tsukita S, Takeichi M.
Cadherin-mediated cell-cell adhesion is perturbed by v-src tyrosine
phosphorylation in metastatic fibroblasts. J Cell Biol 1992 ;
118 : 703-14.
55 Roura S, Miravet S, Piedra J, Garcia de
herreros A, Dunach M. Regulation of E-cadherin/catenin
association by tyrosine phosphorylation. J Biol Chem 1999 ;
274 : 36374-740.
56 Müller T, Choidas A, Reichmann E,
Ullrich A. Phosphorylation and free pool of β-catenin are
regulated by tyrosine kinases and tyrosine phosphatases during
epithelial cell migration. J Biol Chem 1999 ; 274 :
10173-83.
57 Boyer B, Roche S, Denoyelle M, Thiery JP.
Src and Ras are involved in separate pathways in epithelial cell
scattering. EMBO J 1997 ; 16 : 5904-13.
58 Maher PA. Disruption of cell-substrate adhesion
activates the protein tyrosine kinase pp60c-src. Exp Cell Res
2000 ; 260 : 189-98.
59 Mahabeleshwar GH, Kundu GC. Tyrosine kinase p56lck
regulates cell motility and nuclear factor κB-mediated secretion of
urokinase type plasminogen activator through tyrosine
phosphorylation of IκBα following hypoxia/reoxygenation. J Biol
Chem 2003 ; 278 : 52598-612.
60 Briant L, Robert-Hebmann V, Acquaviva C,
Pelchen-Mattews A, Marsh M, Devaux C. The protein
tyrosine kinase p56lck is required for triggering NFкB activation
upon interaction of human immunodeficiency virus type I envelope
glycoprotein gp120 with cell surface CD4. J Virol 1998 ;
72 : 6207-14.
61 Nakamura K, Hori T, Sato N, Sugie K,
Kawakami T, Yodoi J. Redox regulation of a src family
protein tyrosine kinase p56lck in T cells. Oncogene 1993 ;
8 : 3133-9.
62 Hardwick JS, Sefton BM. Activation of the Lck
tyrosine protein kinase by hydrogen peroxide requires the
phosphorylation of Tyr 394. Proc Natl Acad Sci USA 1995 ;
92 : 4527-31.
63 Mahabeleshwar GH, Das R, Kundu GC. Tyrosine
kinase p56lck-induced cell motility and urokinase type plasminogen
activator secretion involves activation of epidermal growth factor
receptor/extracellular signal regulated kinase pathways. J Biol
Chem 2003.
64 Maa MC, Leu T-H, McCarley DJ,
Schatzman RC, Parsons SJ. Potentiation of epidermal
growth factor receptor-mediaded oncogenesis by c-src :
implications for the etiology of multiple human cancers. Proc Natl
Acad Sci USA 1995 ; 92 : 6981-5.
65 Krystal GW, DeBerry CS, Linnekin D,
Litz J. Lck associates with and is activated by Kit in a small
cell lung cancer cell line : inhibition of SCF-mediated growth
by the Src family kinase inhibitor PP1. Cancer Res 1998 ;
58 : 4660-6.
66 Brenner B, Gulbins E, Schlottmann K,
et al. L-selectin activates the Ras pathway via the tyrosine
kinase p56lck. Proc Natl Acad Sci USA 1996 ; 93 :
15376-81.
67 Giglione C, Gonfloni S, Parmeggiani A.
Differential actions of p60c-Src and Lck kinases on the Ras
regulators p120-GAP and GDP/GTP exchange factor CD25Mm. Eur J
Biochem 2001 ; 268 : 3275-83.
68 Inngjerdingen M, Torgensen KM, Maghazachi AA.
Lck is required for stromal cell-derived factor 1α (CXCL12)-induced
lymphoid cell chemotaxis. Blood 2002 ; 99 :
43186-225.
69 Feigelson SW, Grabovsky V, Winter E,
et al. The src kinase p56lck up-regulates VLA-4 integrin
affinity. J Biol chem 2001 ; 276 : 13891-901.
70 Fagerholm S, Hilden TJ, Gahmberg CG. Lck
tyrosine kinase is important for activation of the CD11a/CD18
integrins in human T lymphocytes. Eur J Immunol 2002 ;
32 : 1670-8.
71 Sharma CP, Ezzell RM, Arnaout MA. Direct
interaction of filamin (ABP-280) with the 2-integrin subunit CD18.
J Immunol 1995 ; 154 : 3461-70.
72 Goldmann WH. Phosphorylation of filamin (ABP-280)
regulates the binding to the lipid membrane, integrin and actin.
Cell Biol Intern 2001 ; 25 : 805-8.
73 Forster-horvath C, Bocsi J, Raso E,
et al. Constitutive intracellular expression and
activation-induced cell surface up-regulation of CD44v3 in human T
lymphocytes. Eur J Immunol 2001 ; 31 : 600-8.
74 Akisik E, Bavbek S, Dalay N. CD44 variant
exons in leukaemia and lymphoma. Pathol Oncol Res 2002 ;
8 : 36-40.
75 Taher TI, Smit L, Griffioen AW,
Schilder-Tol EJM. Signaling through CD44 is mediated by
tyrosine kinases. Association with p56lck in T lymphocytes. J Biol
Chem 1996 ; 271 : 2863-7.
76 Llangumaran S, Briol A, Hoessli DC. CD44
selectively associates with active src family protein tyrosine
kinases Lck and Fyn in glycosphingolipid-rich plasma membrane
domains of human peripheral blood lymphocytes. Blood 1998 ;
9 : 3901-8.
77 Li R, Wong N, Jabali MD, Johnson P.
CD44-initiated cell spreading induces Pyk2 phosphorylation, is
mediated by Src family kinases, and is negatively regulated by
CD45. J Biol Chem 2001 ; 276 : 28767-73.
78 Legg JW, Lewis CA, Parsons M, Ng T,
Isacke CM. A novel PKC-regulated mechanism controls CD44 ezrin
association and directional cell motility. Nature Cell Biol
2002 ; 4 : 399-407.
79 Abraham KM, Levin SD, Marth JD,
Forbush A, Perlmutter RM. Thymic tumorigenesis induced by
overexpression of p56lck. Proc Natl Acad Sci USA 1991 ;
88 : 3977-81.
80 Ahuja N, Li Q, Mohan AL, Baylin SB,
Issa JP. Aging and DNA methylation in colonrectal mucosa and
cancer. Cancer Res 1998 ; 58 : 5489-94.
81 Chen H, Zhang Z, Zhang YL, Zhou DY.
Curcumin inhibits cell proliferation by interfering with the cell
cycle and inducing apoptosis in colon carcinoma cells. Anticancer
Res 1999 ; 19 : 3675-80.
82 Hur YG, Yun Y, Won J. Rosmarinic acid induces
p56lck-dependent apoptosis in jurkat and peripheral T cells via
mitochondrial pathway independent from Fas/Fas ligand interaction.
J Immunol 2004 ; 172 : 79-87.
83 Ait Si Ali S, Guasconi V, Harel-bellan A.
Inhibition de l’expression génique par l’ARN interérence :
applications dans le domaine du cancer. Bull Cancer 2004 ;
91 : 15-8.
|
Version imprimable
Version PDF
