Analyse protéomique : pourquoi-comment ?

ARTICLE

La génomique structurale, qui consiste à séquencer systématiquement le génome d'un organisme donné, a pris une importance capitale ces dernières années. Elle engendre une somme croissante d'informations sur les séquences codantes, auxquelles s'ajoutent les données quantitatives portant sur l'expression des ARN messagers, encore appelée transcriptomique.

Le séquençage du génome humain est maintenant complet (bien que l'analyse des séquences ne soit pas encore terminée), et cette mine de connaissances est exploitée à l'échelle mondiale, tant pour la compréhension de maladies que pour leur traitement. Cependant, aussi puissantes soient les données issues de la recherche en génomique, « la réalité cellulaire est plus élaborée que les rêves du noyau lui-même » [1]. En effet, l'étude du génome comporte des limites, notamment liées au fait qu'elle ne permet pas à elle seule de saisir toute la complexité du fonctionnement cellulaire, car plusieurs informations fondamentales pour la compréhension des systèmes biologiques échappent totalement à son champ d'investigation. En particulier, un même génome peut conduire à l'expression de différents ensembles de protéines, en fonction des étapes du cycle cellulaire ou de la différenciation, des réponses à des signaux biologiques ou physiques, ou encore de l'état physiopathologique de la cellule. Par ailleurs, le niveau d'expression des ARNm ne reflète pas nécessairement le niveau d'expression des protéines. Une protéine ne peut être synthétisée sans que son ARNm ne soit présent, mais on peut trouver une protéine dans une cellule alors que son ARNm n'est plus présent et, inversement, une grande quantité d'ARNm peut être transcrite sans que la protéine ne soit pour autant traduite. Il existe aussi des ARNm muets qui, eux, ne sont pas traduits. Enfin, les protéines peuvent subir de nombreuses modifications qui ne sont pas nécessairement identifiables à partir de la seule séquence de leur gène. Beaucoup de ces molécules ne parviennent à leur forme biologiquement active qu'au terme de différentes étapes de maturation co- et post-traductionnelles, telles que la protéolyse, la glycosylation, la phosphorylation, la méthylation, l'acétylation ou l'isoprénylation. Seule l'étude directe des protéines permet d'étudier ces modifications, qui constituent en elles-mêmes une source essentielle d'informations sur l'état d'un système biologique donné.

Il apparaît donc clairement que la compréhension globale de systèmes biologiques nécessite deux approches qui sont indispensables et complémentaires : l'étude du génome et celle du protéome. Le terme « protéome », proposé en 1995, désigne l'ensemble des produits fonctionnels exprimés par le génome d'une cellule, d'un tissu ou d'un organe donné, à un moment donné. Il a permis l'émergence d'une nouvelle méthodologie : l'analyse protéomique. Anderson et Anderson [1] ont défini l'analyse protéomique comme « l'utilisation de la quantification au niveau protéique comme mesure objective de l'expression génique caractérisant un processus biologique donné ». Autrement dit, un organisme n'a qu'un génome, alors qu'il possède plusieurs protéomes. L'analyse protéomique constitue donc une description dynamique de la régulation des gènes et trouve deux champs d'applications larges : d'une part, l'exploration et la cartographie de la machinerie cellulaire, c'est-à-dire l'inventaire des protéines, la détermination de leur localisation intracellulaire et des interactions protéine-protéine, et, d'autre part, la connaissance des niveaux d'expression des protéines et de l'impact d'événements perturbateurs tels que la maladie, un traitement médicamenteux ou l'environnement.

Principe

Les applications de l'analyse protéomique reposent sur une méthodologie résumée dans la figure 1, couplant l'électrophorèse bidimensionnelle (2D) hautement résolutive et la spectrométrie de masse. Une première étape de séparation des protéines par électrophorèse 2D associée à l'analyse informatisée des gels permet de visualiser et de mesurer des variations de quantité de protéines entre différents échantillons. Dans un deuxième temps, les protéines peuvent être identifiées par différentes méthodes, dont notamment la spectrométrie de masse.

Électrophorèse bidimensionnelle

L'électrophorèse 2D est la méthode de choix pour séparer les protéines puisqu'elle permet de séparer simultanément plusieurs milliers de polypeptides d'un mélange complexe en fonction de deux de leurs propriétés distinctes : la charge et la masse moléculaire. Dans un premier temps, les protéines sont soumises à une électrophorèse dans un gel présentant un gradient de pH continu. Au cours de cette étape, appelée isoélectrofocalisation (IEF), elles migrent dans le gel jusqu'à une position où la valeur du pH est égale à celle de leur point isoélectrique (pI) pour lequel leur charge globale est nulle. Cette première séparation est délicate et dépend beaucoup de la préparation des échantillons biologiques qui doit permettre une solubilisation maximale des protéines et empêcher leur agrégation et leur dégradation. Un aspect essentiel est celui de la standardisation des méthodes d'extraction et d'isolement des protéines, qui est une condition sine qua none pour l'obtention d'une bonne reproductibilité des résultats [2, 3].

Les techniques d'IEF ont été considérablement améliorées ces dernières années en vue d'une meilleure reproductibilité et d'un meilleur recouvrement de l'échelle des pH. En particulier, la technique de l'électrophorèse en gradient de pH immobilisé (pour la première dimension), ou IPG, présente de nombreux atouts, comme une capacité de chargement en protéines dix fois plus importante que celle d'une IEF classique et la possibilité de réaliser des gradients de pH étalés sur seulement 1 à 2 unités de pH [4].

La deuxième dimension, ou SDS-Page (sodium-dodécyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis), est réalisée dans un gel réticulé constitué de polyacrylamide en présence d'un dénaturant, le sodium-dodécyl sulfate (SDS). Grâce à la réticulation plus ou moins importante du gel de polyacrylamide, les protéines sont séparées par tamisage moléculaire, leur vitesse de migration dans le gel étant inversement corrélée à leur taille. Comme pour l'IEF, plus le gel de deuxième dimension est grand, plus la résolution, et donc le nombre de spots séparés, augmentent. Des gels de 20 x 20 cm, voire plus grands, sont aujourd'hui couramment utilisés, et l'utilisation de l'acrylamide chimiquement modifié par des résines permet d'augmenter la résistance des gels, facilitant ainsi leur manipulation.

La dernière étape de l'électrophorèse 2D consiste à détecter des protéines par coloration des gels. Plusieurs procédés de sensibilité différente existent et sont choisis en fonction de l'utilisation ultérieure des gels 2D : le bleu de coomassie permet de détecter un minimum de 100 ng de protéine par spot et présente l'avantage de donner une intensité de coloration proportionnelle à la quantité de protéines ; la coloration négative au zinc-imidazole présente une sensibilité égale au bleu de coomassie et a l'avantage d'être réversible. La coloration au nitrate d'argent est, quant à elle, jusqu'à mille fois plus sensible que le bleu de coomassie et permet de détecter des spots contenant 0,1 ng de protéines. Elle présente néanmoins certains inconvénients : la stœchiométrie de la coloration n'est pas totalement linéaire, la reproductibilité est difficile à obtenir et certaines protéines sont peu ou pas colorées par cette méthode. Plus récemment, la détection des spots par fluorescence (Sypro Orange, Sypro Red, Sypro Ruby) a été développée, avec une sensibilité et une linéarité d'intensité de coloration équivalente à celle de l'argent, mais avec une reproductibilité, une facilité et une rapidité meilleures que celles de la coloration au nitrate d'argent [5].

En dernier lieu, notons que l'autoradiographie des gels 2D après incorporation dans les protéines d'isotopes radioactifs comme le ³⁵S ou le ³²P/³³P est extrêmement sensible. En effet, elle permet de visualiser des quantités très faibles de protéines (de l'ordre de 1 à 100 pg). Un exemple de gel 2D réalisé avec des protéines radiomarquées de cellules de phéochromocytome de rat PC12 est montré dans la figure 2. Cependant, le marquage avec des composés radioactifs ne rend pas nécessairement compte de la quantification réelle des protéines dans la cellule. En particulier, le marquage au ³⁵S concerne notamment les résidus cystéine et méthionine ; or, il existe des protéines ne contenant pas ou très peu de ces acides aminés alors que d'autres en contiennent beaucoup, ce qui entraîne respectivement une sous- ou une sur-représentation de ces protéines.

Analyse informatisée des gels 2D

Depuis les débuts de l'électrophorèse 2D dans les années 1970, la méthode d'analyse des gels a évolué grâce aux progrès combinés de l'informatique et de l'analyse d'images. La première étape de l'analyse est la digitalisation des gels, c'est-à-dire la transformation de l'image expérimentale en une information numérique utilisable par l'ordinateur. Plusieurs types d'appareils permettent de réaliser cette acquisition d'image : scanners, caméras, densitomètres lasers, phospho- ou fluoro-imageurs. Dans un second temps, les images obtenues sont quantifiées. Pour cela, divers logiciels (Mélanie II, Bio-Image, PDQuest) qui permettent d'éliminer le bruit de fond, les artefacts de migration et de comparer l'intensité des spots ont été développés. La détection des protéines présentes dans un gel 2D fournit certaines informations, mais les données pertinentes sont tirées le plus souvent de la comparaison de gels provenant de différentes situations expérimentales. Toute la difficulté repose donc sur la capacité de comparer les spots de même origine d'un gel à l'autre. Durant ces dernières années, des progrès considérables apportés sur les logiciels d'analyse d'image combinés à une meilleure reproductibilité des gels 2D ont facilité ce processus de comparaison et ont rendu beaucoup plus fiable l'analyse quantitative de l'expression des protéines.

Identification des protéines présentes dans les gels 2D : analyse en spectrométrie de masse

L'identification des protéines séparées sur électrophorèse 2D a longtemps constitué un problème technique délicat. Si l'on recherchait une protéine connue, on pouvait jusqu'alors faire des expériences de co-migration avec la protéine purifiée, ou encore réaliser des immunodétections après transfert des protéines sur membrane, cette méthode restant limitée par les difficultés à obtenir des anticorps spécifiques. Dans d'autres cas, il est possible de soumettre la protéine au séquençage N-terminal d'Edman, avec toutefois des inconvénients majeurs pour cette technique : près de trois quarts des protéines ont leur extrémité N-terminale bloquée, rendant impossible le séquençage d'Edman. De plus, cette technique requiert des quantités relativement importantes de la protéine à identifier (de l'ordre de 5 à 10 pmol).

L'avancée majeure en termes de possibilité d'identification des protéines de gels 2D date de 1993-1994 et correspond à l'utilisation conjointe de la spectrométrie de masse et des bases de données. En s'adaptant à la biologie structurale, la spectrométrie de masse a permis de réduire considérablement les quantités de protéines nécessaires à l'identification [6]. Cette technique permet de déterminer avec une sensibilité et une précision extrêmes la masse des molécules. Très succintement, un spectromètre de masse se compose d'une source où s'effectuent l'ionisation et la désorption des ions, d'un analyseur où les ions sont séparés en fonction de leur rapport masse sur charge (m/z) et d'un détecteur permettant l'enregistrement et la quantification des ions. Pour l'étude des composés peptidiques, deux modes d'ionisation sont principalement utilisés : la désorption/ionisation laser assistée par matrice (Maldi-Tof) qui permet de réaliser une empreinte peptidique après digestion protéolytique et la spectrométrie de masse en tandem en mode nanospray (MS-MS) qui permet d'obtenir une microséquence en acides aminés. Comme expliqué dans la figure 3, dans une première étape les protéines séparées par électrophorèse 2D sont digérées soit directement dans le gel, soit après transfert sur une membrane, par une enzyme ou un composé chimique qui coupe spécifiquement après certains acides aminés. La trypsine, qui agit en C-terminal d'un résidu lysine ou arginine, est la plus souvent utilisée. Les masses des peptides obtenus après digestion de la protéine sont mesurées par Maldi-Tof et l'ensemble de ces masses constitue l'empreinte peptidique de la protéine. Ce terme est employé par analogie à l'empreinte digitale qui est unique et spécifique d'un seul individu ; de même, chaque protéine possède une empreinte peptidique qui lui est propre du fait de l'enchaînement particulier des acides aminés qui lui confère, pour une méthode de digestion donnée, une combinaison unique de masses peptidiques. Cette empreinte peptidique est comparée aux empreintes peptidiques théoriques déduites des banques de données de protéines ou des ADN complémentaires. L'identification de la protéine est fondée sur la reconnaissance d'un nombre maximal de peptides issus de l'empreinte peptidique de la protéine à identifier. Lorsque plusieurs candidats sont proposés, les données du spectre Maldi-Tof peuvent alors être enrichies par les paramètres physico-chimiques de la protéine recherchée (MM et pI) déterminés par l'électrophorèse 2D, et éventuellement par la séquence peptidique déduite du spectre de masse MS-MS. La recherche d'un candidat dans les banques de données génomiques peut aussi être fondée sur les séquences d'ADN complémentaire déduites des séquences peptidiques obtenues par MS-MS.

Ainsi, les avancées dans le décryptage du génome de différents organismes ont été fondamentales pour le développement et l'émergence de l'analyse protéomique en contribuant à la richesse des banques de données. Le véritable défi de la spectrométrie de masse repose désormais sur l'élaboration de programmes bioinformatiques plus efficaces pour tirer au mieux parti des informations déduites des spectres de masse, et permettre une identification rapide et statistiquement fiable à partir du contenu de diverses banques de données. De plus, le développement de la robotisation et de l'automatisation des étapes concernant l'excision du spot et la protéolyse, jusqu'à l'analyse en spectrométrie de masse, permet de réduire les risques de contamination et les variations dues à la préparation manuelle des échantillons et d'augmenter considérablement le nombre d'échantillons analysables par jour.

Limites de l'analyse protéomique

Alors qu'on estime la taille du génome à plusieurs dizaines de milliers de gènes, il est difficile de prédire celle du protéome à cause des phénomènes d'épissages alternatifs et des modifications post-traductionnelles qui font qu'un seul gène conduit à plusieurs protéines. Il n'est donc pas possible d'affirmer qu'un seul gel 2D puisse contenir le protéome entier du type cellulaire ou du tissu analysé. Une raison biologique est que les gènes ne sont jamais exprimés tous en même temps, à un instant donné. À cela s'ajoutent des raisons techniques concernant en particulier les protéines membranaires et les protéines très basiques. De nombreux travaux ont en particulier montré la difficulté d'extraction et de solubilisation de l'ensemble des protéines dans une même extraction. En particulier, les protéines hydrophobes telles que les protéines membranaires sont difficiles à solubiliser [7]. De même, les protéines très basiques, telles que les histones et les protéines ribosomales, ne sont pas/peu visibles sur un gel 2D après une IEF classique, mais peuvent être détectées après une Nephge (non-equilibrium pH gradient electrophoresis), technique de première dimension pendant laquelle la migration des protéines est arrêtée quelques heures avant que l'équilibre ne soit atteint. Mais cette technique est délicate, moins résolutive qu'une IEF et difficilement reproductible. La véritable révolution technologique vient des électrophorèses en gradient de pH immobilisé (IPG) dont le développement s'est accompagné de progrès considérables dans le domaine de la résolution des protéines basiques. En effet, elle couvre la gamme de pH de 3,5 à 10 et permet de réaliser des gradients étalés sur seulement 1 à 2 unités de pH [4].

L'étude du protéome complet se heurte également aux protéines très faiblement exprimées, qui souvent constituent des protéines d'intérêt en pharmacotoxicologie. L'analyse protéomique ne dispose pas de moyen d'amplification équivalent à la technique de PCR (polymerase chain reaction) pour l'analyse génomique. Cependant, des étapes de fractionnement cellulaire et/ou d'enrichissement sélectif (anticorps, colonne d'affinité) peuvent améliorer la détection des protéines faiblement exprimées. De plus, là aussi l'IPG peut apporter une amélioration. En effet, les gels de première dimension détiennent une capacité de chargement en protéines dix fois plus importante qu'un gel d'IEF classique, permettant de détecter des protéines traduites en un très faible nombre de copies. De plus, en réalisant des gels contigus, c'est-à-dire plusieurs gels 2D de gradients de pH restreints et chevauchants pour obtenir une gamme de pH maximale et éclatée [4] et de réticulations différentes pour balayer un maximum de masses moléculaires, on augmente significativement la fraction visible du protéome étudié.

Parallèlement à ces améliorations, les avancées dans la sensibilité de la spectrométrie de masse (de l'ordre de la femtomole) permettent aussi de diminuer le niveau de détection pour les protéines faiblement exprimées. Néanmoins, il convient de rappeler que la réalisation de l'électrophorèse 2D ne relève toujours pas d'une expérience de routine et que chaque type d'échantillons nécessite une importante phase de mise au point afin d'optimiser les différents paramètres expérimentaux. L'analyse protéomique reste donc encore actuellement une approche lourde et délicate à mettre en œuvre.

Applications

Biologie fondamentale

Les avancés de l'analyse protéomique ont porté dans un premier temps sur des organismes simples, principalement des procaryotes, qui comportent un nombre restreint de protéines et de modifications post-traductionnelles. La connaissance des protéomes de virus [8] ou de bactéries comme Escherichia coli [9], Bacillus subtilis [10] ou Haemophilus influenzae [11] est maintenant bien avancée et permet la construction de banques de données de plus en plus complètes. Ces cartes protéomiques servent de base à des études biologiques portant sur les effets que peuvent entraîner l'environnement ou le stress sur le protéome de ces micro-organismes. Chez les eucaryotes, les protéines sont très souvent modifiées par des clivages N- ou C-terminaux et/ou par de nombreuses modifications post-traductionnelles. L'étude de leur protéome conduit donc à analyser un nombre beaucoup plus important de protéines qu'il n'y a de gènes dans leur génome. Parce que le génome de la levure Saccharomyces cerevisiae a été le premier génome entièrement séquencé, cet organisme a fait l'objet de nombreuses études protéomiques [12, 13]. Ces dernières peuvent d'ailleurs servir à l'étude des protéomes humains, puisqu'il a été estimé qu'un cinquième des gènes reconnus comme responsables de maladies chez l'homme possède un homologue chez la levure [14].

Des phénomènes biologiques complexes, tels que la progression du cycle cellulaire ou l'apoptose, sont contrôlés par l'action concertée de plusieurs protéines qui peuvent agir en complexe multimérique qui évolue au cours du processus. Pour l'étude de ces associations protéiques, l'immunoprécipitation d'une des protéines peut être réalisée sur le lysat cellulaire total dans des conditions non dénaturantes, puis les autres éléments du complexe peuvent être séparés par électrophorèse 1D ou 2D et identifiés par spectrométrie de masse [15]. Cette technique a déjà permis de caractériser des nouvelles protéines peu abondantes dans un complexe mais fonctionnellement importantes, sans toutefois apporter d'élément sur l'activité de ces dernières. Par exemple, chez la levure, une vingtaine de nouvelles protéines ont été identifiées dans le splicesosome, complexe multi-protéique impliqué dans l'excision des introns sur les ARNm [16], ou dans le complexe promoteur de l'anaphase responsable de la transition métaphase-anaphase chez la levure [17]. L'utilisation de l'analyse protéomique en biologie cellulaire peut également permettre la mise en évidence de modifications post-traductionnelles des protéines, telles que la localisation précise des sites de phosphorylation, comme cela a été réalisé pour la beta-caséine [18] ou la tyrosine-kinase Src [19]. Par ailleurs, l'analyse protéomique se révèle être une méthode puissante pour l'étude des voies de signalisation. Ainsi, de nouvelles protéines impliquées dans l'activation du facteur de transcription NF-kappaB [20] ou dans l'apoptose induite par Fas [21], ont pu être caractérisées après analyse en spectrométrie de masse. De plus, l'analyse protéomique, qui peut permettre l'identification de protéines régulées par les facteurs de croissance ou les cytokines, a été rendue possible, comme cela a été décrit pour l'action du nerve growth factor sur les cellules de phéochromocytome PC12 [22], du fibroblast growth factor-2 dans les cellules de cancer du sein [23, 24] ou encore du platelet-derived-growth factor [25] et de l'epidermal growth factor [26] dans les fibroblastes. Ainsi, comme le montrent ces exemples, l'analyse protéomique semble promise à un bel avenir dans le domaine de la recherche fondamentale en biologie.

Biomédecine

Ces études protéomiques peuvent se faire à partir de fluides biologiques, tels que le plasma, le sérum ou le liquide cérébrospinal dont les compositions protéiques peuvent varier selon le type de pathologie. Des travaux réalisés sur le liquide spinal de patients atteints de démence ont permis d'identifier la chaîne gamma de la protéine Tau comme marqueur de la maladie de Creutzfeldt-Jakob [27]. L'identification de cette protéine, qui est normalement localisée dans le cerveau des sujets sains mais qui est dispersée dans le liquide cérébrospinal des individus atteints de la maladie de Creutzfeldt-Jakob, a permis d'établir le premier test de diagnostic existant pour cette pathologie. Par cette même approche protéomique, il a été montré que la dérégulation de la dihydropyriminase related protein-2 (DRP2) chez des patients atteints de maladies neurodégénératives, comme le syndrome de Down ou la maladie d'Alzheimer [28], et neuropsychiatriques, telles que la schizophrénie ou la dépression sévère [29], pourrait expliquer les anomalies de fonctionnement du cerveau de ces individus. Ces exemples illustrent bien la puissance de l'approche protéomique pour la découverte de nouveaux marqueurs spécifiques d'une maladie. Outre les liquides biologiques, de nombreuses recherches ont été effectuées sur des échantillons solides provenant de tissus malades (par exemple cancers et maladies cardiovasculaires). Ces études, comme le montrent les exemples répertoriés dans le tableau, semblent très prometteuses. En effet, des protéines spécifiques d'un stade pathologique ont pu être identifiées grâce à l'analyse protéomique. Parallèlement aux travaux effectués sur des tumeurs, des études du protéome de diverses lignées cellulaires cancéreuses sont en cours. Cette approche in vitro permet d'étudier plus facilement les variations de protéines sur plusieurs lignées de même origine, mais avec, par exemple, un potentiel métastatique différent [30], ou encore de tester la réponse des cellules à divers composés pharmacologiques pour évaluer l'efficacité d'un traitement [31]. Un bel exemple de l'utilisation de l'analyse protéomique de lignées cellulaires de cancer du sein et d'échantillons de tumeurs mammaires a récemment été publié. Il a permis de montrer une forte diminution du niveau de la protéine chaperon 14-3-3 sigma dans les cellules cancéreuses par rapport aux cellules normales du sein, révélant ainsi son intérêt comme suppresseur de tumeur [32]. Bien évidemment, le but de l'analyse protéomique n'est pas de remplacer des méthodes de dosages quantitatifs existantes, mais d'identifier des marqueurs cliniques potentiels qui pourront être alors dosés par des techniques permettant un débit élevé et utilisables en clinique (dosage Elisa, EIA, RIA, etc.).

Pharmacologie

Dans le domaine de la pharmacologie, l'analyse protéomique permet d'évaluer l'utilité potentielle de nouveaux médicaments en comparant les profils protéiques avec et sans traitement par la molécule à tester. Les principales applications directes en pharmacologie sont l'identification des cibles moléculaires liées au mode d'action de la substance, l'évaluation des relations structure-activité des analogues de médicaments connus et, enfin, une indication sur la toxicité d'un composé. L'analyse protéomique permet de définir si un analogue de médicament connu possède une activité comparable, par comparaison des profils protéomiques obtenus. Si les deux substances entraînent les mêmes variations de profil protéomique, il peut être conclu à une similitude du mode d'action. Un exemple est l'étude de l'efficacité de l'OGT719, un dérivé d'un composé cytotoxique, le 5-fluoro-uracile (5FU) actuellement testé pour le traitement des métastases de carcinomes hépatocellulaires et colorectaux. L'avantage du dérivé est que son action est ciblée, car il est reconnu par un récepteur spécifique (de l'asialoglycoprotéine, ASGP-r), exprimé uniquement dans les hépatocytes et les tumeurs colorectales. Le but de l'étude était de vérifier que l'inhibition observée par un traitement avec l'OGT719 était bien due à sa conversion en 5FU, molécule active. Pour cela, les profils protéomiques de cellules humaines d'hépatome inhibées par l'un ou l'autre des deux composés ont été comparés après exposition à chacune des drogues. L'analyse différentielle de ces profils a mis en évidence 19 protéines modifiées dans les deux cas et montré une similitude du mode d'action de ces deux composés [33]. Pour l'évaluation de la toxicité d'un médicament, un excellent exemple de l'utilisation de l'analyse protéomique est donné par l'étude de l'activité toxique de la ciclosporine A (CsA) sur le rein. Aicher et al. [34] ont comparé les profils 2D de rein de rats traités ou non par la CsA. Une des protéines dont l'expression est inhibée par ce traitement a été identifiée comme la calbindine, protéine impliquée dans la fixation et le transport du calcium. Ces résultats ont permis de relier l'effet toxique de la CsA, qui entraîne une calcification rénale intratubulaire, avec la diminution de la calbindine [35].

Ces exemples montrent que l'analyse protéomique peut fournir des informations essentielles sur le mécanisme d'action de substances médicamenteuses, mais aussi sur leurs éventuels effets toxiques. La " pharmacoprotéomique " est en passe de devenir un outil indispensable pour les tests de médicaments, en accélérant l'identification et l'optimisation de nouveaux candidats pour les essais cliniques.

CONCLUSION

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