Motifs d'ARN viraux et récepteurs de type RIG-I déclencheurs de l'interféron

ARTICLE

Auteur(s) : Jade Louber, Denis Gerlier

Université Lyon-I FRE3011, CNRS ; Inserm U758, CERVI, 21, avenue Tony-Garnier, 69007 Lyon

Introduction

Lors d'infections virales du règne animal, les MAMPs détectés sont essentiellement des acides nucléiques : ADN, ARN simple brin (ARNsb) ou ARN double brin (ARNdb). Deux classes de récepteur assurant la détection de composants viraux ont été identifiées: les récepteurs de type Toll ou TLRs (Toll-like receptors) et les récepteurs de type RIG-I ou RLRs (RIG-I like receptors). Les acides nucléiques viraux sont reconnus dans les compartiments endosomaux par TLR3, 7, 8, 9, et possiblement à la surface cellulaire par TLR3, avec les spécificités suivantes : ADNTLR 9 ARNsbTLR 7/8 et ARNdbTLR 3 [3]. Dans le cytoplasme, les RLRs détectent de façon sélective des ARN produits par les pathogènes et ayant des motifs normalement absents de ce compartiment [4-6]. Cette reconnaissance entraîne l'activation du gène de l'interferon-β (IFN-β) et de l'INF-α4 chez l'homme, seuls gènes IFN activés directement par les RLRs via la constitution d'un enhanceosome fait de deux hétérodimères IRF-3/IRF-7, d'AP1 et de NFκb [7]. Il existe également des mécanismes intracytosoliques de reconnaissance de l'ADN, que nous n'aborderons que marginalement [4]. Alors que la distribution tissulaire des TLR est très hétérogène avec une expression souvent restreinte à quelques cellules spécialisées du système immunitaire comme les cellules dendritiques plasmacytoïdes (pDCs), les RLRs sont présents dans tous les types cellulaires, ce qui leur confère un caractère universel à l'échelle de l'organisme pour la reconnaissance des virus.

La découverte des RLRs date seulement de 2004 [8]. Depuis, certains des mécanismes mis en jeu par ces récepteurs ont été élucidés, et des protéines partenaires ont été identifiées. Leur importance dans la détection des infections virales et la lutte contre ces infections ont été rapidement propulsées sur le devant de la scène. Dans cette revue, nous aborderons successivement les structures et fonctions des RLRs, les ligands qu'ils reconnaissent et les mécanismes qu'ils mettent en jeu lors de l'activation de l‘IFN. Ce domaine ayant déjà fait l'objet de nombreuses revues couvrant partiellement le sujet, les renvois aux références princeps seront limités afin de respecter les consignes éditoriales de la revue.

Structure et fonction des RLRs

Ces trois récepteurs sont composés de deux (LGP2) ou trois (RIG-I, MDA5) types de domaines ayant des fonctions complémentaires (figure 1). MDA5 et RIG-I possèdent à l'extrémité N-terminale deux domaines de recrutement CARDs (caspase activation and recruitment domains) homologues à 23% [14]. Ces domaines sont essentiels pour l'activation de l‘IFN (15). Des mutants de RIG-I ne possédant qu'un domaine CARD, ou a fortiori aucun, sont incapables d'induire une réponse antivirale. D'autres mutants composés uniquement du tandem CARD activent constitutivement la production IFN [8, 16]. En effet, les domaines CARDs de MDA5 et RIG-I interagissent avec les CARDs de la molécule IPS-1 (interferon-β promotor stimulator 1) située à la surface des mitochondries et des peroxysomes [17]. C'est IPS-1 qui assure ensuite la transduction du signal [5, 16, 18].

Le domaine C-terminal (CTD) est commun aux récepteurs RIG-I, MDA5 et LGP2. Ce domaine comporte de nombreux résidus conservés entre les trois récepteurs avec 24% d'homologie entre les CTDs de MDA5 et de RIG-I et 30% d'homologie entre ceux de MDA5 et LGP2 [19]. Le CTD de RIG-I permet de maintenir cette protéine dans un état inactif latent en l'absence d'infection virale, d'où son appellation alternative RD (repressor domain), activité partagée pour le CTD de LGP2. Les CTDs de ces trois hélicases possèdent une forme plus ou moins concave et chargée positivement (figure 2) et sont caractérisés par un site de fixation structuré par quatre résidus cystéine fixant un ion zinc. Ces éléments sont essentiels pour la reconnaissance d'un ARN double brin (ARNdb). En effet, la mutation de l'un des deux résidus lysine situés dans la région chargée positivement (Lys⁸⁵⁸ et Lys⁸⁸⁸) en alanine, ou de l'un des quatre résidus cystéine conservés, (Cys⁸¹⁰, Cys⁸¹³, Cys⁸⁶⁴ et Cys⁸⁶⁹) en arginine diminue considérablement la capacité de liaison de RIG-I à un ARN transcrit in vitro [19, 20]. De plus, le RD de RIG-I est également responsable de la reconnaissance du motif 5’ triphosphate (5’ppp) d'un ARN [20]. La plus grande richesse en résidus chargés positivement à la surface du RD de RIG-I semble être responsable de la reconnaissance de ce motif particulier via des interactions électrostatiques [19].

Entre les CARDs et le RD se trouve le domaine central hélicase conservé chez les trois RLRs avec 41% d'homologie entre RIG-I et LGP2, 35% entre RIG-I et MDA5 et 31% entre MDA5 et LGP2 [14]. Ce domaine est composé de 7 motifs canoniques et lie l'ARN. Les motifs Ia et V de RIG-I jouent un rôle important dans cette capacité de liaison. En particulier, les résidus Gln²⁹⁹, Thr⁶⁹⁷, Glu⁷⁰² sont postulés interagir avec l'ARN, car leur mutation entraîne la perte de liaison à l'ARN [9, 21]. Ce domaine hélicase de RIG-I possède plutôt une activité translocase ATP-dépendante qu'hélicase stricto sensu. Elle est caractérisée par une interaction dynamique et processive le long d'un acide nucléique double brin sans qu'il y ait séparation des deux brins [22]. Bien que non nécessaire pour la liaison à l'ARN, elle est indispensable pour l'activation de la réponse innée [8, 15]. En effet, la mutation Lys²⁷⁰Ala du site ATPasique inhibe l'activité enzymatique et rend la transduction du signal impossible bien que la capacité de lier l'ARN soit conservée [16, 21]. Cette activité enzymatique est négativement régulée par les CARDs, et cette inhibition est levée par la liaison du RD à l'extrémité 5’ppp d'un ARN [20, 22].

Modèle d'activation des RLRs : le prototype RIG-I

Motifs ARN reconnus par les RLRs

RIG-I détecte préférentiellement des ARN dont la longueur est comprise entre 0,3 kb et 1 kb [28]. Mais comment ce récepteur différencie-t-il les ARN étrangers des ARN de l'hôte ? Deux motifs sont nécessaires à l'activation de RIG-I. La nécessité d'une extrémité 5’ppp a été identifiée la première [29-31]. Sur la base d'ARNs transcrits in vitro par la T7 polymérase ADN dépendante, un ARN simple brin (ARNss) semblait être le second requis. Deux articles récents ont rappelé l'activité parasite ARN-dépendante de la polymérase T7, remettant en question le caractère simple brin des transcrits T7 in vitro. En fait, grâce à des ARN synthétisés chimiquement, il a été prouvé que l'ARNdb est le second requis pour activer RIG-I [32, 33].

L'activation de RIG-I nécessite une structure d'ARN relativement précise. In vitro, l'activité ATPasique de RIG-I purifiée nécessite le seul motif ARNdb d'une longueur minimum de 5 nucléotides [32]. De plus, bien que l'activité enzymatique de RIG-I soit plus importante en présence d'un ARNdb possédant une extrémité 5’ppp, cette activité est également observée avec un ARNdb possédant une extrémité 5’OH [33]. Par contre, in cellulo, l'activation d'IFN nécessite absolument une extrémité 5’ppp. Cette extrémité doit être à bouts francs même si une extrémité sortante d'un ou deux nucléotides au maximum n'abolit pas totalement la capacité activatrice de l'ARN [32-34]. L'extrémité 5’ppp doit être adjacente à une région d'ARN double brin d'au moins 9 à 18 nucléotides de longueur [32]. Des mésappariements sont également tolérés : le mésappariement symétrique d'un nucléotide au niveau de la deuxième paire de base en partant de l'extrémité 5’ppp, ou le mésappariement symétrique de deux nucléotides au-delà de la sixième paire de ARNdb ou encore de trois nucléotides au delà de la huitième paire de base interfèrent de façon négligeable avec la production d'IFN par rapport au même ARNdb de 20-24 nucléotides de longueur sans aucun mésappariement [33]. L'ARN d'une longueur de 24 nucléotides optimal pour l'activation de RIG-I, à la fois au niveau de l'activité ATPasique et de l'induction de la réponse IFN, est un ARNdb possédant une extrémité 5’ppp franche et une extrémité 3’OH franche ou rentrante de 1 nucléotide. Ainsi, un transcrit issu d'un génome viral étant naturellement 5’ppp, si cet ARN possède une structure secondaire laissant apparaître des motifs double brin sur plus de 9 nucléotides adjacent à l'extrémité 5’ppp, il doit induire la réponse IFN. La nécessité de ces deux motifs permet à RIG-I de discriminer les ARN étrangers (issus de pathogènes) des ARN de l'hôte présents dans le cytosol. En effet, les ARN cytosoliques sont soit coiffés, soit monophosphates ou soit lié à des protéines comme l'ARN 7SL un composant du complexe SRP (signal recognition protein) qui assure la translocation des protéines dans la lumière du réticulum [35, 36].

Les structures des ARN reconnus par MDA5 et LGP2 sont moins bien connues. LGP2 se lie préférentiellement à des ARNdb à extrémités franches dépourvues d'extrémité 5’ppp [16, 19, 37, 38]. Le CTD de MDA5 reconnait également des ARNdb à extrémités franches possédant, ou non, un motif 5’ppp libre [19]. De plus, MDA5 semble être activé par des ARN de masse moléculaire élevée possédant une structure secondaire particulière et de composition mixte simple et double brin [39].

Tableau 1 Virus et ligands ARN détectés par les RLRs.

Détection des infections virales : quels ARN viraux reconnus ?

Cependant, bien que l'activation sélective de RIG-I, MDA5 et LGP2 ait été mise en évidence lors d'infections virales, la nature des véritables ligands viraux reconnus par ces récepteurs n'a pas encore été élucidée. Un corrélat a été établi entre la reconnaissance par RIG-I et la structure 5’ppp du génome viral suggérant que lors de l'infection ce sont les génomes 5’ppp qui sont les agonistes naturels de RIG-I [40], mais cette étude ne prend en compte, ni l'existence d'autres ARN viraux à extrémité 5’ppp, ni l'accessibilité de l'extrémité 5’ppp des génomes dans le contexte de la réplication.

Dans le cas du virus influenza, les ARN génomiques, qui sont les seuls à être 5’ppp, sont reconnus par RIG-I [41]. Bien que les arguments expérimentaux soient convaincants, comment RIG-I, un récepteur cytoplasmique, accède-t-il à un ARN génomique synthétisé dans le noyau ? Ou à celui présent dans le cytoplasme sous la forme d'une nucléocapside en queue de poële avec les extrémités 5’ppp et 3’OH hybridées l'une à l'autre et recouvertes par la polymérase avec le reste de l'ARN encapsidé par la nucléoprotéine [42, 43] ? Dans le cas des virus à ARN simple brin négatif (Mononegavirales), les génomes et antigénomes ne sont jamais retrouvés libres, mais totalement encapsidés dans un homopolymère hélicoïdal de nucléoprotéine. Les structures connues de trois nucléocapsides de Mononegavirales sont d'ailleurs incompatibles avec l'existence d'une extrémité 5’ppp libre sur une longueur excédant le motif ppp lui-même [44-47] ! Cependant, une expérience de co-immunoprécipitation suggère la formation de complexe entre RIG-I et de l'ARN génomique du SeV pendant l'infection [41]. Mais, dans ce cas, comment RIG-I arriverait-il à accéder à l'ARN génomique du virus Sendai qui est normalement totalement encapsidé par la protéine N, et ce, dès le début de sa synthèse [45, 48] ? Des approches fonctionnelles plaident plutôt en faveur de transcrits viraux comme agonistes de RIG-I. En effet, lors d'une infection par le virus de la rougeole, la production d'ARNm d'IFN-β est parallèle à la production de transcrits viraux et précède donc la formation de génomes/antigénomes [29]. Le virus parainfluenza 5 (PIV5), codant pour une protéine P mutée incapable de lier ou d'être phosphorylée, provoque à la fois une augmentation de la transcription virale et une production accrue d'IFN et de cytokines [49]. Par sédimentation différentielle de l'ARN libre et de complexes ribonucléoprotéique en gradient de CsCl, et en l'absence d'expression de la protéine La, l'ARN leader 5’ppp du virus respiratoire syncitial (RSV), un petit ARN de moins de 60 nucléotides transcrit en amont du premier gène a été trouvé complexé à RIG-I [50]. Les agonistes physiologiques de RIG-I sont-ils les ARN leaders pour tous les Mononegavirales ? Ou d'autres transcrits non-coiffés par défaut d'addition de coiffe ? Le motif ARNdb requis pour l'activation de RIG-I est-il consécutif à un repliement avec auto-appariement ou à une hybridation avec un autre ARN ?

De plus, RIG-I reconnait également certains virus à ADN, mais de façon indirecte. En effet, un ADN riche en bases A et T est transcrit de manière ectopique par une forme cytosolique d'ARN polymérase III cellulaire en un ligand ARN reconnu par RIG-I car dépourvu de coiffe [51]. Ainsi, les transcrits EBER de l'herpes-virus Epstein Barr activent-ils RIG-I. Cependant, une fois encore, le mécanisme par lequel le génome ADN viral, réputé nucléaire et ne transitant dans le cytosol que compacté dans une capside close, rencontre l'ARN polymérase III dans le cytosol (i.e. en dehors du noyau) est indéterminé [51].

Activation de la réponse IFN via les RLRs

Après liaison du RLR activé à l'IPS-1 mitochondriale, celui-ci se dimérise via son domaine transmembranaire [58] et recrute plusieurs facteurs dont des membres de la famille TRAF (tumor necrosis factor (TNF) receptor-associated factor). Les TRAF2, 3 et 6, interagiraient directement avec le motif TIM (TRAF-interacting motif) situé dans le domaine PRR de IPS-1 [18, 52] et/ou avec la partie C-terminale d'IPS-1 dans le cas de TRAF3 [59]. TRAF3 recrute à son tour cSrc un activateur de la cascade [60]. Le recrutement des TRAFs permet ensuite de transmettre le signal aux protéines kinases IKK (inhibitor of NF-κB (IκB) kinase) qui jouent un rôle essentiel dans l'activation des transactivateurs du gène de l'IFN-β : IRF-3/7 et NF-κB. En effet, le complexe composé de IKK-α, IKK-β et NEMO (NF-κB essential modulator), aussi appelé IKK-γ) phosphoryle IκB et déclenche ainsi sa dégradation. NF-κB ainsi libéré est alors transloqué dans le noyau [18]. De même, IKKs, composé de TBK1 (TRAF family member-associated NF-κB activator (TANK)-binding kinase 1) et IKK-ε, active la phosphorylation des transactivateurs IRF-3 et IRF-7 et la formation d'homodimères IRF-3/3 ou IRF7/7 et/ou des hétérodimères IRF3/7 qui migrent dans le noyau pour constituer l'enhanceosome du gène de l'IFN-β [18]. Le recrutement au niveau d'IPS-1 de TBK1 et IRF-3 est assuré par la protéine MITA (mediator of IRF-3 transactivator activation), appelée également STING (stimulator of interferon genes), ERIS (RING finger protein leading to RIG-I activation) ou MPYS (N-terminal methionine-proline-tyrosine-serine) [61-63] (figure 4), alors que celui d'IKKε s'effectue directement par interaction avec le domaine CARD ubiquitiné d'IPS-1 [64].

D'autres protéines interviennent dans le complexe mis en place au niveau d'IPS-1. L'interaction de TRAD (TNF receptor 1-associated death domain), TRAF2/3/6, TANK, FADD (Fas-associated death domain) et RIP1 (receptor interacting protein 1) permet en effet d'activer la production d'IFN via à la fois IRF-3 et NF-κB [18]. TANK et NAP1 (NAK-associated protein 1) sont impliqués dans l'activation des IRFs via TBK1 et IKK-ε [18] alors que FADD et RIP1 interagissent avec la région C-terminale d'IPS-1 et favorisent l'activation de NF-κB via l'activation des caspase-8 et caspase-10 [18]. IPS-1 recrute également WDR5 (WD repeat protein), une protéine nucléaire indispensable à l'activation des voies IRF-3 et NF-κB [65] (figure 4).

Régulation cellulaire des RLRs

Un premier mécanisme de contrôle positif fait intervenir l'activation très précoce d'IPS-1 localisé sur la membrane externe des peroxysomes. Cette forme d'IPS-1 est responsable de l'expression de certains gènes ayant une activité antivirale et/ou inflammatoire via la mise en jeu des facteurs de transcription IRF-1, IRF-3 et AP1. C'est un puissant amplificateur de la voie d'induction de l'IFN via l'IPS-1 mitochondrial [17] possiblement via l'activation d'AP1, l'un des composant de l'enhanceosome du gène de l'IFN-β.

Un second mécanisme de rétrocontrôle négatif fait intervenir RIG-I SV, un variant naturel de RIG-I exprimé uniquement dans des cellules dans lesquelles la réponse IFN a été stimulée. RIG-I SV est tronqué en N terminal avec perte des résidus 36-80 dans le premier domaine CARD. L'absence du résidu Thr⁵⁵ le rend incapable de recruter TRIM25 et d'activer la réponse IFN. Il agit donc comme régulateur négatif de RIG-I [57]. Cependant, en réponse à l'IFN, la production des 3 RLRs est fortement accrue, ce qui augmente la sensibilité de détection de l'infection virale [8]. A l'échelle populationnelle, il existe des variants allèliques naturels de RIG-I et de MDA-5 d'activité variable : un RIG-I constitutivement actif grâce à un décalage de lecture au delà du second CARD (Pro²⁹⁹) et un RIG-I dominant négatif par mutation S¹⁸³I [54, 66] et des mutants MDA-5 non fonctionnels (Glu⁶²⁷stop et I⁹²³V). La fréquence non négligeable de ces mutants dans la population humaine pourrait refléter une adaptation vis-à-vis de certaines infections virales et/ou de leur implication dans la résistance au diabète de type I [66].

Un troisième niveau de régulation est piloté par LGP2 (figure 4). D'après certains travaux LGP2 agirait comme répresseur de la réponse IFN. La sur-expression de LGP2 régule négativement l'activation d'IFN dépendante de RIG-I suite à une infection par le virus de Sendai, et inversement, son inactivation par siRNA et/ou chez des souris invalidées semble améliorer l'expression de l'interféron [67, 68]. Plusieurs mécanismes peuvent expliquer cette inhibition par LGP2. Tout d'abord, en tant que RLR dépourvu de domaine CARD, LGP2 pourrait entrer en compétition avec RIG-I et/ou MDA5 pour la reconnaissance de leurs ligands [10, 15, 18, 68]. Par ailleurs, LGP2 est capable de s'associer à RIG-I et d'inhiber son homodimérisation nécessaire à la transduction du signal [18]. Récemment, dans un autre modèle de souris transgéniques ayant leur gène LGP2 inactivé, un rôle d'activateur vis-à-vis de RIG-I et de MDA5 a été observé [10]. L'incohérence entre les différents modèles de souris ayant un gène LGP2 inactif [10, 12] reste inexpliquée et le véritable rôle de LGP2 mérite d'être clarifié.

Un quatrième niveau de régulation est la modulation des modifications post-traductionnelles par les ubiquitine ligases (figure 4). Le désassemblage des (UbLys⁶³)_n non ancrées et la désubiquitination de RIG-I par la déubiquitinase CYLD (cylindromatosis) entraîne la diminution de l'activation de la réponse IFN [23, 69]. RNF125 (ring finger 125) ajoute des ubiquitines de type Lys48 sur le domaine N-terminal de RIG-I sur d'autres lysines que Lys¹⁷² pour cibler RIG-I vers la dégradation par le protéasome. RNF125 polyubiquitine aussi MDA5 et IPS-1 [70]. CYLD et RNF125 sont donc des régulateurs négatifs de l'activation de la réponse IFN par RIG-I [18].

Une cinquième régulation cible les domaines CARDs (figure 4). Atg12, une fois conjugué à son substrat Atg5 en un complexe jouant un rôle important dans le processus d'autophagie, peut s'associer aux CARD de RIG-I/MDA5 et IPS-1 pour donner un complexe inactif [11, 18]. La dihydroxyacétone kinase (DAK) interagit spécifiquement avec MDA5 et inhibe la production d'IFN [11, 18]. L'interaction entre la partie N-terminale de DAK et les domaines CARDs de MDA5 pourrait maintenir MDA5 dans une conformation inactive dans certaines conditions. Mais lors d'une infection virale, la reconnaissance d'un ARN viral par MDA5 provoquerait la dissociation d'avec DAK et permettrait à MDA5 d'induire la production d'IFN via le recrutement d'autres partenaires [71].

Une sixième régulation se situe à l'étage suivant de la cascade, la mitochondrie (figure 4). L'interaction de NLRX1 (Nod like receptor X1) avec IPS-1 empêche le recrutement des RIG-I et MDA5 activés. Comme le niveau d'expression de NLRX1 est invariant en réponse à l'action de l'IFN, ce récepteur refreinerait le niveau d'activité basal d'IPS-1 [18, 52]. La phosphatase EYA4 (eyes absent 4) se complexe à IPS-1, NLRX1 et STING et amplifie le signal grâce à son activité N-terminale thréonine-phosphatase [72]. Le récepteur gC1qR (globular head domain of C1q) interviendrait dans le rétrocontrôle de l'activation par RIG-I. Initialement présent à la membrane plasmique, gC1qR est transloqué vers la membrane mitochondriale suite à une infection par le virus Sendai. Il se lie à IPS-1 et entre en compétition avec RIG-I [52]. La protéine PLK1 (Polo-like kinase 1) interagit avec IPS-1 via deux sites de fixation : le PDB (Polo-box domain) de PLK1 se lie aux régions N- et C-terminales d'IPS-1 respectivement de manière phospho-dépendante et phospho-indépendante. La liaison de PLK1 à la région C-terminale d'IPS-1 empêche le recrutement de TRAF3 et par conséquent inhibe l'induction d'IFN par cette voie [59]. La mitofusin 2, un médiateur de la fusion mitochondriale est un autre régulateur négatif interagissant via une répétition en héptade avec la partie C-terminale d'IPS-1 [73]. Elle participerait au contrôle de la dynamique régulée par IPS-1 pour faciliter l'association mitochondrie-réticulum endoplasmique requis pour la transduction du signal [74]. NLRC5, de la famille des NOD-like récepteurs agit comme un régulateur négatif secondaire impliqué dans le désamorçage de la réponse innée par inhibition compétitive avec IPS-1 pour la liaison avec les domaines CARDs de RIG-I et par régulation négative de la voie NFκB [75]. Outre son implication dans la transmission du signal (cf. supra), le recrutement d'IKKε semble réguler négativement l'activité d'IPS-1 [64].

Un septième niveau de régulation intervient plus en aval dans la cascade de signalisation (figure 4). DUBA (de-ubiquitinating enzyme A) interagit directement avec TRAF3 et catalyse sa désubiquitination. Cela entraîne la dissociation de TRAF3 et TBK1 et, en conséquence, la diminution de l'activation de la réponse IFN [11, 18]. Par ailleurs, FLN29 peut se lier à TRAF6 et interférer, par un mécanisme encore non élucidé, dans la cascade de réactions mises en jeu par RIG-I et MDA5 [76]. A20 possède la double activité E3 ubiquitine-ligase et de-ubiquitinase. Après induction par une infection virale, elle exerce une activité régulatrice négative en aval de RIG-I [77, 78]. Enfin, SIKE (suppressor of IKKε) peut séquestrer TBK1 et IKKε en formant un complexe inactif et ainsi inhiber la production d'IFN via la voie de signalisation impliquant IRF3 [11, 18]. Il existe d'autres facteurs de régulation encore plus en aval qui sortent du champ de cette revue comme la régulation négative d'IRF-3 et IRF-7 par sumoylation [79].

Un huitième niveau de régulation contrôle la stabilité du messager de l'IFN-β. La PKR prévient la dé-adénylation de l'extrémité polyA de l'ARNm de l'IFN-β issu de l'activation transcriptionnelle via la signalisation en aval de MDA5 lors d'une infection avec un picornavirus. Le mécanisme encore inconnu est indépendant de la phosphorylation de la cible majeure de la PKR, le facteur d'élongation traductionnel eIF2 [80]. Cette donnée permet de comprendre les observations contradictoires relatives à l'importance de la PKR dans l'activation du gène de l'IFN d'autant que l'activation en aval de RIG-I et déclenchée par un paramyxoviridae est indépendante de la PKR [80, 81].

Régulation négative des RLRs par les virus

Dans la seconde stratégie, une protéine virale se lie à, et inhibe la fonction du RLR (figure 5). La protéine V des paramyxovirus interagit directement avec le domaine hélicase de MDA5 et LGP2. V inhibe leur activité ATPasique et les rend par conséquent inactifs [86, 87]. La protéine NS2 du virus respiratoire syncytial se lie à RIG-I. NS2 agit comme un inhibiteur compétitif d'IPS-1 pour la liaison au domaine CARD en position N terminale de RIG-I [88]. Les partenaires des RLR sont la troisième cible de choix. Par exemple IPS-1 est clivé par la protéase NS3/4A du virus de l'hépatite C [89] et NS1 d'influenza bloque la multimérisation de TRIM25 et prévient l'ubiquitination activatrice de RIG-I [56].

Plus en aval, les facteurs de transcription spécifiquement requis pour l'activation du gène de l'IFN-β, IRF-3 et IRF-7 sont la cible des protéines ML de l'orthomyxoviridae Toghoto, NSP1 du rotavirus ou de la VP35 d'Ebola qui préviennent la dimérisation d'IRF3 et sa translocation nucléaire [90] ou entraîne leur ubiquitination et dégradation par le protéasome [91, 92]. Plus subtilement, la protéine NSs du virus de la vallée du rift recrute un complexe répresseur du gène de l'interféron [93].

Citons enfin les blocages transcriptionnels cellulaires à large spectre dont le gène de l'IFN est une des cibles : la protéine NSs du virus de la vallée du rift bloque le facteur de transcription généraliste TFIIH [94], et la matrice M du virus de la stomatite vésiculaire (VSV) perturbe la RNA polymérase II et le transport nucléocytoplasmique des ARNm cellulaire [95]. Le VSV est d'ailleurs remarquable par l'efficacité de cette inhibition non ciblée et par l'absence de toute autre activité régulatrice négative connue ciblant directement les voies de signalisation de l'activation du gène de l'IFN et sous-jacentes à son récepteur, d'où l'extrême sensibilité de ce virus à l'interféron.

Conclusion

Conflits d'intérêts

Références

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