ARTICLE
Auteur(s) : Estelle Douceron1,2,3, Anne-Sophie Kuhlmann1,2,3, Madeleine Duc Dodon1,2,3,
Renaud
Mahieux1,2,3
1Inserm-U758 Virologie humaine, Équipe oncogenèse
rétrovirale, F-69364 Lyon Cedex 07, France
2École normale supérieure de Lyon, F-69364 Lyon
Cedex 07, France
3IFR 128 Biosciences Lyon-Gerland, F-69364 Lyon
Cedex 07, France
Introduction
Après la publication par Watson et Crick de la structure de l'ADN
en 1953, on pensait raisonnablement que l'énigme suivante,
c'est-à-dire le mécanisme par lequel la séquence de l'acide
désoxyribonucléique (ADN) est codée en protéine, serait vite
résolue. Cependant, les premiers résultats furent déroutants
jusqu'à ce que deux chercheurs américains, Volkin et Astrachan
fassent une observation majeure en 1956 [1]. Après avoir infecté
des bactéries avec un phage en présence de nucléotides radiomarqués
et isolé les différents acides nucléiques, ils comparèrent la
composition de l'acide ribonucléique (ARN) radiomarqué
néosynthétisé avec celle de l'ADN et de l'ARN de la bactérie
infectée, mais aussi avec celle de l'ADN du phage utilisé pour
l'infection. Le résultat fut surprenant. En effet, la
composition de cet ARN était similaire à celle de l'ADN du phage,
et il fut donc nommé DNA like ARN. Il ne s'agissait donc pas
d'ARN ribosomique (ARNr), ce qui démontrait ainsi que les ARNr ne
constituaient pas le lien entre ADN et protéines.
Ces résultats demeurèrent confidentiels jusqu'à ce qu'en 1960
Monod, Lwoff et Jacob formulent le concept d'ARN messager (ARNm).
Le dogme fondateur de la biologie moléculaire fut alors énoncé
: l'ADN constitue le matériel génétique, cet ADN est transcrit en
ARNm qui est traduit en protéines. On sait depuis les années 1970
qu'il existe des exceptions à ce modèle avec, pour certains virus,
une étape de transcription inverse qui permet à l'ARN d'être
rétrotranscrit en ADN [2, 3]. La transcription constitue donc
une étape fondamentale du processus d'expression génétique.
À l'heure actuelle, le séquençage du génome entier révèle
qu'environ 20 % des gènes humains se chevauchent, conduisant à la
formation de transcrits sens et antisens, ces derniers ayant la
capacité de diminuer l'expression du transcrit sens complémentaire.
Cette transcription antisens dite naturelle (NAT) joue un rôle
essentiel dans la régulation épigénétique (par exemple, dans le
réarrangement des immunoglobulines et du récepteur T des
lymphocytes).
À la différence des procaryotes chez lesquels il n'existe qu'une
seule ARN polymérase, on trouve trois types d'ARN polymérases qui
permettent de transcrire les différents ARN de la cellule
eucaryote. L'ARN polymérase I (pol I) permet la transcription des
ARNr (18S, 5,8S et 28S), l'ARN polymérase II (pol II) celle de la
plupart des ARNm et des ARN interférents (siRNA et miRNA). L'action
de l'ARN polymérase III (pol III) aboutit à la synthèse des ARN de
transfert (ARNt) et ARNr 5S. Au cours de leur synthèse et
contrairement aux ARNm procaryotes, les pré-ARNm eucaryotes
subissent des étapes de maturation régulées de façon complexe et
qui aboutissent à l'ajout d'une coiffe en 5′ et d'une queue polyA
en 3′. Enfin, l'épissage permet d'exciser les introns.
Les ARNm sont exportés hors du noyau et traduits [4].
Les virus, qui sont des parasites intracellulaires
obligatoires, détournent la machinerie de la cellule à leur profit
au cours de leur réplication. En ce qui concerne leur
transcription, certains (virus à ADN, rétrovirus) utilisent l'ARN
pol II cellulaire tandis que d'autres (virus à ARN négatif ou à ARN
positif) codent leur propre ARN polymérase. Les messagers
viraux seront aussi parfois coiffés en 5′ et/ou polyadénylés en
3′.
Certains virus, comme les rétrovirus ou les herpèsvirus, sont
capables de transcription dite antisens. Après avoir défini ce
terme, nous aborderons des exemples précis avec des virus aussi
différents que peuvent l'être HTLV-1 et HSV-1.
Quelques notions de nomenclature
Transcription sens
Dans la cellule, et par convention, le brin d'ADN qui sert de
matrice à la synthèse d'un ARN est dit de polarité négative (–),
tandis que le brin d'ADN non transcrit est dit de polarité positive
(+). Ainsi, la séquence de l'ARN transcrit est similaire à celle du
brin de polarité positive qui, dans le cas des ARNm, contient la
phase ouverte de lecture (ORF) (figure 1). Tous les ARN
transcrits dans la cellule ne sont pas traduits : ARNr de transfert
et ARN impliqués dans l'interférence.
Dans le cas de certains virus, il existe une transcription à
partir d'une matrice non pas ADN, mais ARN. C'est par exemple le
cas des rhabdovirus et des paramyxovirus qui possèdent un génome à
ARN de polarité négative qui doit être transcrit (on parle souvent
de réplication) par une enzyme virale permettant alors la synthèse
d'un ARNm de polarité positive. C'est aussi le cas du génome des
rétrovirus (ARN simple brin de polarité positive) qui est «
rétrotranscrit » en ADN double brin.
Transcription antisens
Il arrive que les deux brins du génome viral (ou du provirus dans
le cas des rétrovirus) contiennent des cadres ouverts de lecture.
Dès lors, les deux brins peuvent être transcrits. Par définition,
la transcription antisens ne concerne que les génomes possédant les
deux brins sens et antisens (ADN ou ARN) (figure 1). Cette
transcription antisens est dite en « cis », car au sein d'un même
ensemble de gènes elle donne lieu à la synthèse de NAT pouvant ou
non se chevaucher et permettant ou non la production de protéine
[5].
Il est important de bien distinguer transcription antisens et
fonction antisens. Nous n'aborderons pas dans cette revue les
mécanismes d'ARN interférence pour lesquels l'ARN, ayant une
fonction antisens, n'est pas synthétisé via un mécanisme de
transcription antisens au sens propre du terme.
Cas particulier de la transcription des génomes
ambisens viraux
Celle-ci doit être différenciée de la transcription antisens. Elle
permet en effet l'expression de deux protéines à partir de deux
gènes en orientation opposée, mais à partir d'un seul brin
génomique. Ce brin sera répliqué afin de permettre
l'expression séquentielle de ces deux protéines. La présence
d'ORF ambisens est utilisée comme une stratégie d'expression par
différents virus à génome ARN ou ADN simple brin. Parmi ces virus à
génome « ambisens », on trouve les genres Tospovirus et Phlebovirus
appartenant à la famille des Bunyaviridae infectant les plantes et
l'homme respectivement, mais aussi la famille des Arenaviridae
infectant l'homme, la famille des Circoviridae chez les animaux, le
genre Tenuivirus et la famille Geminiviridae chez les plantes et la
famille des Densoviridae chez les invertébrés. Ces virus
possèdent souvent un génome segmenté, mais il n'est pas nécessaire
que tous les segments possèdent des cadres de lecture codés de
façon « ambisens » pour que le virus soit ainsi nommé. Afin
d'illustrer cette stratégie d'expression, nous avons choisi comme
exemple les Arenaviridae, qui possèdent un génome ARN bisegmenté,
chacun des segments comportant deux cadres ouverts de lecture (ORF)
en orientation inverse séparés par une région intergénique (figure 2).
Le segment L (Large) code les protéines non structurales : la
protéine L en 3’ (polymérase virale) et la protéine Z en 5’
(impliquée dans la réplication virale et le bourgeonnement).
Le segment S (small) permet l'expression des protéines
structurales : la protéine NP en 3’ (nucléoprotéine) et le
précurseur GP des glycoprotéines de surface en 5’. Après infection
de la cellule par un Arenaviridae, chacun des deux segments d'ARN
génomique est libéré dans le cytoplasme et copié jusqu'à la
rencontre d'une épingle à cheveux formée par le repliement de l'ARN
dans la région intergénique. Les deux ARNm néosynthétisés sont
ensuite traduits après un phénomène de capture de coiffe,
permettant l'expression des protéines L et NP qui sont impliquées
dans la réplication des ARN génomiques en ARN antigénomiques.
Ces derniers sont de polarité inverse, donc négative, au
niveau des ORF GP et Z qui sont à leur tour transcrits en ARNm.
Ces ARNm sont ensuite traduits, ce qui permet l'expression des
protéines GP et Z.
La transcription antisens et son impact
sur le cycle viral
Ce mode particulier de transcription a été bien étudié dans le cas
des infections herpétiques et rétrovirales humaines depuis une
dizaine d'années. Il existe aussi dans la cellule où il peut
conduire soit à l'expression de protéines, soit à un phénomène
interférant responsable d'une régulation fine de l'expression des
transcrits [6]. Nous développerons donc deux exemples (HSV-1
et HTLV-1) qui démontrent clairement des mécanismes de convergence
évolutive fonctionnelle entre des familles de virus pourtant
phylogénétiquement éloignées.
Le cas des herpèsvirus
Les herpèsvirus sont des virus à ADN double brin (linéaire dans les
virions et circulaire dans la cellule) dont le génome, d'une taille
comprise entre 125 et 200 kpb, comporte entre 100 et 200
gènes. Ces virus ont la particularité de conduire à des
infections persistantes, avec des phases de latence et des phases
lytiques. L'infection peut passer inaperçue ou conduire à des
pathologies aussi variées que la mononucléose infectieuse ou le
carcinome du nasopharynx dans le cas de l'infection par le virus
Epstein-Barr (EBV). Cette infection sera rapidement contrôlée par
le système immunitaire de l'hôte, provoquant l'entrée du virus dans
la phase de latence. Dans certains cas, la réplication virale peut
être réactivée (exposition UV ou immunodéficience par exemple), ce
qui provoque l'entrée du virus en phase lytique.
Les mécanismes moléculaires de la réactivation virale des
herpèsvirus ont toujours été l'objet de nombreuses études.
Il semble probable que l'utilisation de l'un ou l'autre des
deux brins du génome viral au cours de la transcription soit un des
mécanismes permettant le passage d'un cycle productif lytique à un
cycle latent, et inversement.
Dans le cas du HSV-1, les transcrits du gène LAT (latency
associated transcripts) sont impliqués dans l'établissement de la
latence virale. À l'inverse, les protéines ICP0 et ICP34.5, codées
par des ORF complémentaires en partie au gène LAT [7], favorisent
la production virale (figure 3). Ainsi, les
transcrits LAT sont les seuls à être abondamment exprimés durant
les phases de latence, alors que ICP0 et ICP34.5 ne sont exprimés
qu'au cours des phases lytiques [8, 9]. De façon étonnante,
les transcrits LAT semblent dépourvus de signal de polyadénylation
et aucune protéine n'a été détectée à ce jour [7, 10]. Cela suggère
que les transcrits LAT puissent jouer un rôle en tant qu'ARN, en
accord avec la découverte récente de sRNA (small RNA) ainsi que de
micro-ARN (miRNA), correspondant tous à de courtes séquences issues
des transcrits LAT. Ces ARN présentent des fonctions
régulatrices de l'expression de protéines virales impliquées dans
la réplication [10, 11] et des fonctions antiapoptotiques [12, 13].
Dès lors, les ARN LAT pourraient réguler l'expression des
transcrits viraux ICP0 [14] et ICP34.5 codant pour des protéines
ayant des fonctions dans la physiologie de la cellule favorisant la
persistance du virus (tableau 1), et
dont la suppression entrainerait la latence virale. Cependant,
d'autres travaux réalisés avant la découverte de ces miRNA
suggéraient que les transcrits LAT n'avaient pas de fonction
antisens [15, 16]. Un troisième transcrit complémentaire du gène
LAT, AL-RNA (anti-LAT sense RNA), et dont l'expression est
inversement corrélée à celle de LAT a été identifié [17]. Aucune
protéine codée par ces transcrits n'a été détectée in vivo. AL-RNA
pourrait donc aussi jouer un rôle d'ARN antisens régulant
négativement l'expression des transcrits LAT.
Cela est un mécanisme conservé au sein de la famille des
Herpesviridae de différentes espèces. Il a notamment été
décrit pour l'EBV, le cytomégalovirus humain (CMV), le virus simien
de la varicelle (SVV), les herpèsvirus équins 1 et 4
(EHV1-EHV4), le virus pseudorabique (PRV) et l'herpèsvirus bovin
(BHV-1) que nous décrivons dans le tableau
1.
Tableau 1 La transcription des ARNm chez les
herpèsvirus autres que le HSV-1. Le tableau présente pour
différents virus la caractérisation d'ARN antisens pouvant jouer un
rôle en tant qu'ARN ou être traduit et remplir leur fonction en
tant que protéine. La partie gauche du tableau présente la
caractérisation de l'ARN sens (en général le premier à être
découvert) et à droite celle de l'ARN antisens par opposition au
premier brin caractérisé.
Les rétrovirus qui possèdent un génome composé de deux molécules
d'ARN simple brin de polarité positive doivent, au cours de leur
cycle réplicatif, passer par une étape ADN double brin permettant
l'intégration du génome viral (provirus) dans celui de la cellule.
Du fait de la taille limitée de leur génome (environ 10 kb),
plusieurs de ces rétrovirus (virus de l'immunodéficience humaine
[VIH], virus de l'immunodéficience féline [FIV] et HTLV/STLV ou
human/simian t-lymphotropic virus) ont des cadres ouverts de
lecture sur les deux brins du provirus (figure 4). Nous allons
décrire ci-dessous plusieurs exemples de transcrits antisens et
leur fonction dans le cycle viral ou dans celui de la cellule.
La démonstration formelle de l'existence des transcrits
antisens, dont l'expression est contrôlée par le LTR3’ (long
terminal repeat 3’), chez les rétrovirus est assez récente. En
effet, il n'a pas toujours été aisé de discriminer en PCR les
transcrits antisens des transcrits sens qui ont des séquences
complémentaires. Cependant, l'utilisation d'oligomères spécifiques
des transcrits antisens potentiels et de clones moléculaires
amputés du promoteur LTR5’ ont permis de résoudre ce problème
[18].
Les premiers résultats datent de 1988 pour le VIH-1, 1989 pour
le HTLV-1 et 2001 pour le FIV. Ils furent d'abord obtenus par
prédiction de séquence, puis formellement démontrés après analyse
des transcrits par northern blot [19-21].
VIH-1
D'après des données obtenues in silico, le génome proviral du VIH-1
contient un cadre de lecture ouvert dans le brin antisens
permettant la traduction d'une protéine possédant une séquence très
hydrophobe et un poids moléculaire estimé à 20 kDa [22, 23].
In vitro la protéine est reconnue par des anticorps issus de
patients VIH-1+ suggérant qu'elle est aussi exprimée in vivo [24].
Cette protéine a été appelée ASP (antisense protein).
La séquence hydrophobe d'ASP est peut-être responsable de sa
localisation principalement membranaire montrée par microscopie
électronique après immunomarquage [22]. Cela suggère qu'elle puisse
participer à l'assemblage de la particule virale, mais cette
hypothèse n'a pas encore été testée. L'expression d'ASP est
contrôlée par le LTR3′ qui ne contient pas de boîte TATA mais
contient en revanche des sites de fixation des facteurs de
transcription cellulaire tels que NF-κB ou Sp1 [25, 26] et
plusieurs sites putatifs d'initiation de la transcription [27].
Ce promoteur est inhibé par l'expression de la protéine
transactivatrice virale Tat [25].
De façon étonnante, le cadre ouvert de lecture d'ASP est
complémentaire du gène d'enveloppe [21], ainsi que de la séquence
RRE (rev responsive element) [28]. Cette dernière est présente dans
tous les transcrits viraux non épissés ou simplement épissés du
VIH-1, et est nécessaire pour que Rev assure l'export de ces
transcrits du noyau vers le cytoplasme où ils seront traduits. ASP
pourrait donc exercer une régulation négative de l'expression de ce
transcrit en déclenchant la voie ARNi. De fait, il a été
montré que l'expression du transcrit ASP entraîne la diminution de
la transcription et de la réplication virale [28], suggérant une
fonction d'antisens. ASP pourrait donc agir à la fois en tant
qu'ARN, mais aussi sous forme de protéine.
L'existence d'un transcrit antisens a aussi été démontrée pour
le FIV [19]. Le cadre ouvert de lecture correspondant à cette
séquence est localisé dans la région complémentaire de la partie 3’
du gène Env. Tout comme la protéine ASP du VIH-1, les analyses in
silico de la séquence protéique semblent indiquer une grande
hydrophobicité (60 % d'acides aminés hydrophobes) et des séquences
très conservées entre les différents isolats testés. L'existence de
la protéine reste toutefois à démontrer.
HTLV-1
Ce rétrovirus infecte 15 à 20 millions de personnes dans le
monde, avec des foyers de forte endémie comme le Japon, l'Afrique
intertropicale, la région Caraïbe, certains pays d'Amérique du Sud,
du Moyen-Orient et de Mélanésie. Parmi les individus infectés, 3 à
10 % développeront une des maladies associées à l'infection.
Il s'agit principalement de la leucémie/lymphome T de l'adulte
(ATLL) et de la paraparésie spastique tropicale ou myélopathie
associée à HTLV-1 (TSP/HAM). Depuis 20 ans, tous les efforts
se sont tournés vers l'étude de la protéine virale transactivatrice
Tax capable d'immortaliser les lymphocytes humains in vitro et de
les transformer in vivo dans des modèles d'animaux transgéniques.
Tax active les voies de signalisation CREB, NF-kB et SRF.
L'existence d'une séquence codante dans le brin antisens a été
rapportée pour les virus humains HTLV-1 [29], HTLV-2 [30], HTLV-3
[31] et HTLV-4 [32] ainsi que pour les virus simiens STLV-2 [30] et
STLV-3 [33].
Ce cadre ouvert de lecture a été principalement étudié pour
HTLV-1. Cette séquence permet l'expression d'un transcrit épissé
appelé HBZ (HTLV-1 bZIP factor) à partir d'un promoteur situé dans
le LTR3’ qui contient des sites de fixation pour des facteurs de
transcription cellulaires comme Sp1 [34] ainsi que plusieurs sites
putatifs d'initiation de la transcription [18] comme dans le cas de
VIH-1. Le promoteur d'HBZ ne contient pas de boîte TATA, mais
un DPE (downstream promoter element). La protéine Tax régule
aussi positivement la transcription d'HBZ en recrutant des facteurs
de transcription sur les séquences TRE (tax responsive
elements) situées dans le LTR3′ (comme dans le LTR5′).
L'ORF HBZ est située sur le brin opposé à celui codant pour la
protéine d'enveloppe et les protéines accessoires p12, p13 et p30
(figure 4).
De ce fait, l'ARNm d'HBZ pourrait exercer des fonctions
antisens, mais cela reste à démontrer expérimentalement.
L'utilisation de mutants permettant l'expression du transcrit, mais
pas de la protéine, a permis de démontrer que l'expression de
l'ARNm HBZ induit la prolifération des cellules [35].
La structure secondaire de l'ARNm de HBZ serait essentielle à
cette fonction et permettrait la stimulation de l'expression de
E2F-1 impliqué dans la prolifération cellulaire [35].
HBZ est exprimé de façon constante au cours de l'infection
contrairement aux autres protéines virales, dont l'expression
diminue dans les phases tardives de l'infection lors du passage de
l'état asymptomatique à celui de malade leucémique ATL [36]. HBZ
exerce un rôle négatif sur la transcription dépendante du LTR5’,
via la séquestration de facteurs CREB-1, CREB-2 et CBP/p300 qui
forment normalement un complexe activateur avec la protéine virale
Tax sur trois séquences répétées correspondant à des sites de
fixation de l'AMPc séquences (CRE ou TRE) situées dans le promoteur
[29, 35, 37, 38]. Ainsi, en inhibant la transactivation médiée par
Tax, HBZ semble être un facteur important dans l'établissement de
la latence virale in vivo.
L'existence d'un transcrit antisens chez HTLV-2 a aussi été
démontrée récemment [30]. La protéine traduite à partir de ce
messager a été appelée APH-2 (antisense protein of HTLV-2). Peu de
données sont disponibles concernant la fonction d'APH-2 dans le
cycle viral. Cependant, comme son homologue HBZ, APH-2 régule
négativement la transcription du provirus dépendante du LTR5’,
probablement via des interactions protéines-protéines avec le
facteur de transcription CREB.
Transcription antisens virale et impact
sur la physiologie cellulaire
L'expression des ARN et/ou protéines des virus décrits précédemment
peut avoir des répercussions sur la physiologie de la cellule.
HSV-1
Nous avons vu que les transcrits LAT et AL-RNA interviennent dans
la régulation du cycle viral en tant que miRNA [11].
Ils peuvent aussi inhiber l'apoptose en prévenant l'activation
des caspases 3 [39] et en permettant le maintien de l'expression et
de la phosphorylation des protéines kinase Akt [13]. Les LAT
agissent aussi en tant que sRNA (petits ARN d'une longueur de 62 ou
36 nucléotides) [40]. Les deux ARNs identifiés inhibent, de
façon additive, l'apoptose de la cellule [10], ce qui suggère
qu'ils pourraient être responsables, directement ou indirectement,
des effets antiapoptotiques observés via le blocage de l'activation
des caspases et le maintien des protéines Akt. Cet effet
antiapoptotique peut favoriser la persistance virale en permettant
aux cellules infectées de survivre.
Les protéines ICP participent aussi à l'altération de la
physiologie de la cellule infectée. ICP0 possède les fonctions
d'enzyme E3 ubiquitine ligase qui sont portées par son domaine RING
finger [41]. ICP0 coopère avec des enzymes E1 et E2 cellulaires et
est ainsi responsable de la dégradation de protéines telles que les
protéines PML ou Sp100 qui diminuent l'expression du gène codant
pour ICP0 [42, 43] ainsi que du suppresseur de tumeur p53 [44].
ICP0 activerait aussi la kinase cycline-dépendente 4 (Cdk4) par
l'intermédiaire de la cycline D3, ce qui permettrait d'augmenter
l'expression virale [45]. La voie interféron, mécanisme de
défense antiviral inné, est aussi affectée. En effet, ICP0 bloque
l'activation de gènes cibles des protéines IRF-3 et IRF-4 [46] en
séquestrant celles-ci dans des corps nucléaires, hors de leurs
sites d'action [47]. ICP0 facilite ainsi la persistance virale.
La protéine ICP34.5 interagit avec la protéine cellulaire
Beclin1 impliquée dans l'induction de l'autophagie et est impliquée
dans l'atténuation de la réponse innée face à l'infection virale.
Ainsi, un virus codant pour une protéine ICP34.5 mutée et incapable
d'interagir avec Beclin1 est éliminé plus rapidement in vivo dans
un modèle de souris. Cette mutation atténue aussi la virulence du
virus avec des pertes de poids moins importantes et des
affections de la cornée moins prononcées qu'avec le virus sauvage.
En interagissant avec Beclin1, ICP34.5 diminue aussi la
stimulation des LT CD4+ probablement en réprimant les mécanismes
d'autophagie qui participent à la production d'antigènes [48, 49].
Enfin, ICP34.5 prévient l'activation de la voie interféron en liant
TBK-1, un effecteur de la voie interféron, et empêche son
interaction avec la protéine IRF-3 [50].
Ainsi, les protéines ICP0 et ICP34.5, en plus de leurs fonctions
sur le cycle viral, perturbent les mécanismes de défense antiviraux
innés de la cellule et favorisent alors la persistance du
virus.
Protéine antisens HBZ d'HTLV-1
HBZ interagit avec de nombreux facteurs de transcription (CREB-2
[29], CREB [38] ainsi qu'avec le coactivateur transcriptionnel
CBP/p300 [37]) et régule ainsi la transcription virale. Par son
interaction avec les facteurs de la famille AP1 (c-Jun, JunB et
JunD), HBZ pourrait intervenir également dans de nombreux processus
physiologiques comme la prolifération, la différenciation, la
transformation de cellules T ou la mort cellulaire [51]. Ainsi, en
interagissant avec c-Jun et en induisant sa dégradation par le
protéasome, HBZ inhibe la transcription des gènes dépendants de ce
facteur [52, 53]. En revanche, lorsque HBZ interagit avec JunB,
l'activité transcriptionnelle de ce dernier est augmentée [54]. De
même l'expression de HBZ augmente aussi l'activité
transcriptionnelle de JunD sur le gène hTert, sous-unité
catalytique de la télomérase [55, 56]. Enfin HBZ induit la
dégradation par le protéasome de TAL1 (T-cell acute lymphoblastic
leukemia 1), un régulateur négatif du promoteur de hTert [57].
Ces rôles convergents indiquent qu'HBZ est doublement impliqué
dans l'activité télomérase élevée observée chez les patients
souffrant d'ATL [58, 59].
HBZ est également capable d'inhiber une autre voie d'importance
capitale pour la cellule, la voie NF-κB, en provoquant la
dégradation de p65/RelA via l'augmentation de l'expression du gène
PDLIM2, une protéine impliquée dans la dégradation de p65 par le
protéasome [60]. Toutefois, il pourrait être intéressant de définir
si HBZ intervient aussi dans l'activation de la voie alterne
de NF-κB, afin de comprendre pourquoi cette signalisation est
activée de façon permanente dans les cellules infectées, même
lorsque l'expression de la protéine transactivatrice Tax est
abolie.
Le rôle des protéines APH-2 et ASP, codées par les brins
antisens des HTLV-2 et VIH respectivement, sur le cycle cellulaire
n'a pas encore été démontré. On peut néanmoins penser que si la
protéine APH-2 est capable d'interagir avec le facteur de
transcription CREB, elle pourrait avoir un impact sur les activités
de ce facteur dans la régulation du cycle cellulaire.
Conclusion
Les transcrits et les protéines antisens jouent donc un rôle dans
le cycle viral mais aussi dans le fonctionnement de la cellule,
même s'il est bien sûr évident que la latence mais aussi la
réactivation de l'expression virale sont des phénomènes
multiparamétriques qui ne dépendent pas seulement des transcrits
antisens, mais font aussi intervenir la réponse antivirale de
l'hôte. Les herpèsvirus et les rétrovirus même s'ils
appartiennent à des familles de virus phylogénétiquement éloignées
possèdent des cadres ouverts de lecture sur les deux brins de leur
génome pour les premiers et de leur provirus pour les seconds. Chez
les herpèsvirus, l'expression de certains transcrits (LAT) jouant
le rôle d'ARN interférant permet le passage à la phase de latence,
tandis que les protéines virales ICP codées par les ORF situées sur
le brin complémentaire interviennent dans le cycle lytique viral
qui aboutit à la mort de la cellule. C'est l'inverse qui se produit
chez le rétrovirus HTLV-1 qui contient aussi des cadres ouverts de
lecture sur les deux brins du génome proviral : le transcrit
antisens (HBZ) est responsable de la prolifération des cellules
infectées, tandis que la protéine virale (HBZ) codée à partir de ce
même transcrit intervient dans l'établissement de la latence
virale.
Ainsi, les virus ont évolué vers des systèmes d'expression
ingénieux permettant de réguler l'expression virale et le cycle
cellulaire à deux niveaux.
Remerciements
Notre équipe remercie l'ARC (#1085), l'association Cent pour sang
la vie, la Ligue contre le cancer, la Fondation pour la recherche
médicale, la Fondation de France, l'Inserm et l'École normale
supérieure de Lyon pour leur aide financière. Nous remercions Chloé
Journo pour ses conseils. Estelle Douceron est financée par une
allocation de recherche du ministère de l'Éducation supérieure et
de la Recherche. Anne Sophie Kuhlmann est financée par une bourse
de l'ARC.
Conflits d'intérêts : non renseigné par les auteurs.
Références
1 Volkin E, Astrachan L. Phosphorus incorporation in
Escherichia coli ribo-nucleic acid after infection with
bacteriophage T2. Virology 1956 ; 2 : 149-61.
2 Baltimore D. RNA-dependent DNA polymerase in virions of RNA
tumour viruses. Nature 1970 ; 226 : 1209-11.
3 Temin HM, Mizutani S. RNA-dependent DNA polymerase in virions
of rous sarcoma virus. Nature 1970 ; 226 : 1211-3.
4 Orphanides G, Reinberg D. A unified theory of gene
expression. Cell 2002 ; 108 : 439-51.
5 Faghihi MA, Wahlestedt C. Regulatory roles of natural
antisense transcripts. Nat Rev Mol Cell Biol 2009 ; 10 :
637-43.
6 He Y, Vogelstein B, Velculescu VE, Papadopoulos N, Kinzler KW.
The antisense transcriptomes of human cells. Science 2008 ; 322 :
1855-7.
7 Rajcani J, Andrea V, Ingeborg R. Peculiarities of herpes
simplex virus (HSV) transcription: an overview. Virus Genes 2004 ;
28 : 293-310.
8 Spivack JG, Fraser NW. Detection of herpes simplex virus type
1 transcripts during latent infection in mice. J Virol 1987 ; 61 :
3841-47.
9 Spivack JG, Fraser NW. Expression of herpes simplex virus type
1 latency-associated transcripts in the trigeminal ganglia of mice
during acute infection and reactivation of latent infection. J
Virol 1988 ; 62 : 1479-85.
10 Shen W, Sa e Silva M, Jaber T, et al. Two small RNAs
encoded within the first 1.5 kilobases of the herpes simplex virus
type 1 latency-associated transcript can inhibit productive
infection and cooperate to inhibit apoptosis. J Virol 2009 ; 83 :
9131-9.
11 Umbach JL, Kramer MF, Jurak I, Karnowski HW, Coen DM, Cullen
BR. MicroRNAs expressed by herpes simplex virus 1 during latent
infection regulate viral mRNAs. Nature 2008 ; 454 : 780-3.
12 Bloom DC. HSV LAT and neuronal survival. Int Rev Immunol
2004 ; 23 : 187-98.
13 Li S, Carpenter D, Hsiang C, Wechsler SL, Jones C. The herpes
simplex virus type 1 latency-associated transcript (LAT) inhibits
apoptosis and promotes neurite sprouting in neuroblastoma cells
following serum starvation by maintaining protein kinase B (AKT)
levels. J Gen Virol 2009.
14 Mador N, Goldenberg D, Cohen O, Panet A, Steiner I. Herpes
simplex virus type 1 latency-associated transcripts suppress viral
replication and reduce immediate-early gene mRNA levels in a
neuronal cell line. J Virol 1998 ; 72 : 5067-75.
15 Burton EA, Hong CS, Glorioso JC. The stable 2.0-kilobase
intron of the herpes simplex virus type 1 latency-associated
transcript does not function as an antisense repressor of ICP0 in
nonneuronal cells. J Virol 2003 ; 77 : 3516-30.
16 Perng GC, Ghiasi H, Slanina SM, Nesburn AB, Wechsler SL. The
spontaneous reactivation function of the herpes simplex virus type
1 LAT gene resides completely within the first 1.5 kilobases of the
8.3-kilobase primary transcript. J Virol 1996 ; 70 : 976-84.
17 Perng GC, Maguen B, Jin L, et al. A novel herpes
simplex virus type 1 transcript (AL-RNA) antisense to the 5' end of
the latency-associated transcript produces a protein in infected
rabbits. J Virol 2002 ; 76 : 8003-10.
18 Cavanagh MH, Landry S, Audet B, et al. HTLV-I antisense
transcripts initiating in the 3’LTR are alternatively spliced and
polyadenylated. Retrovirology 2006 ; 3 : 15.
19 Briquet S, Richardson J, Vanhee-Brossollet C, Vaquero C.
Natural antisense transcripts are detected in different cell lines
and tissues of cats infected with feline immunodeficiency virus.
Gene 2001 ; 267 : 157-64.
20 Larocca D, Chao LA, Seto MH, Brunck TK. Human T-cell leukemia
virus minus strand transcription in infected T-cells. Biochem
Biophys Res Commun 1989 ; 163 : 1006-13.
21 Miller RH. Human immunodeficiency virus may encode a
novel protein on the genomic DNA plus strand. Science 1988 ;
239 : 1420-2.
22 Briquet S, Vaquero C. Immunolocalization studies of an
antisense protein in HIV-1-infected cells and viral particles.
Virology 2002 ; 292 : 177-84.
23 Ludwig LB, Ambrus JL Jr, Krawczyk KA, et al. Human
immunodeficiency virus-type 1 LTR DNA contains an intrinsic gene
producing antisense RNA and protein products. Retrovirology 2006 ;
3 : 80.
24 Vanhee-Brossollet C, Thoreau H, Serpente N, D'Auriol L, Levy
JP, Vaquero C. A natural antisense RNA derived from the HIV-1
env gene encodes a protein which is recognized by circulating
antibodies of HIV+ individuals. Virology 1995 ; 206 : 196-202.
25 Bentley K, Deacon N, Sonza S, Zeichner S, Churchill M.
Mutational analysis of the HIV-1 LTR as a promoter of negative
sense transcription. Arch Virol 2004 ; 149 : 2277-94.
26 Michael NL, D'Arcy L, Ehrenberg PK, Redfield RR. Naturally
occurring genotypes of the human immunodeficiency virus type 1 long
terminal repeat display a wide range of basal and Tat-induced
transcriptional activities. J Virol 1994 ; 68 : 3163-74.
27 Landry S, Halin M, Lefort S, et al. Detection,
characterization and regulation of antisense transcripts in HIV-1.
Retrovirology 2007 ; 4 : 71.
28 Tagieva NE, Vaquero C. Expression of naturally occurring
antisense RNA inhibits human immunodeficiency virus type 1
heterologous strain replication. J Gen Virol 1997 ; 78 :
2503-11.
29 Gaudray G, Gachon F, Basbous J, Biard-Piechaczyk M, Devaux C,
Mesnard JM. The complementary strand of the human T-cell leukemia
virus type 1 RNA genome encodes a bZIP transcription factor that
down-regulates viral transcription. J Virol 2002 ; 76 :
12813-22.
30 Halin M, Douceron E, Clerc I, et al. Human T-cell
leukemia virus type 2 produces a spliced antisense transcript
encoding a protein that lacks a classic bZIP domain but still
inhibits Tax2-mediated transcription. Blood 2009 ; 114 :
2427-38.
31 Calattini S, Chevalier SA, Duprez R, et al. Human T-cell
lymphotropic virus type 3: complete nucleotide sequence and
characterization of the human tax3 protein. J Virol 2006 ; 80 :
9876-88.
32 Switzer WM, Salemi M, Qari SH, et al. Ancient,
independent evolution and distinct molecular features of the novel
human T-lymphotropic virus type 4. Retrovirology 2009 ; 6 : 9.
33 Switzer WM, Qari SH, Wolfe ND, Burke DS, Folks TM, Heneine W.
Ancient origin and molecular features of the novel human
T-lymphotropic virus type 3 revealed by complete genome analysis. J
Virol 2006 ; 80 : 7427-38.
34 Yoshida M, Satou Y, Yasunaga J, Fujisawa J, Matsuoka M.
Transcriptional control of spliced and unspliced HTLV-1 bZIP factor
gene. J Virol 2008 ; 82 : 9359-68.
35 Satou Y, Yasunaga J, Yoshida M, Matsuoka M. HTLV-1 basic
leucine zipper factor gene mRNA supports proliferation of adult T
cell leukemia cells. Proc Natl Acad Sci U S A 2006 ; 103 :
720-5.
36 Li M, Kesic M, Yin H, Yu L, Green PL. Kinetic analysis of
human T-cell leukemia virus type 1 gene expression in cell culture
and infected animals. J Virol 2009 ; 83 : 3788-97.
37 Clerc I, Polakowski N, Andre-Arpin C, et al. An
interaction between the HTLV-1 bZIP factor (HBZ) and the KIX domain
of p300/CBP contributes to the downregulation of Tax-dependent
viral transcription by HBZ. J Biol Chem 2008.
38 Lemasson I, Lewis MR, Polakowski N, et al. Human T-cell
leukemia virus type 1 (HTLV-1) bZIP protein interacts with the
cellular transcription factor CREB to inhibit HTLV-1 transcription.
J Virol 2007 ; 81 : 1543-53.
39 Carpenter D, Hsiang C, Brown DJ, et al. Stable cell
lines expressing high levels of the herpes simplex virus type 1 LAT
are refractory to caspase 3 activation and DNA laddering following
cold shock induced apoptosis. Virology 2007 ; 369 : 12-8.
40 Peng W, Vitvitskaia O, Carpenter D, Wechsler SL, Jones C.
Identification of two small RNAs within the first 1.5-kb of the
herpes simplex virus type 1-encoded latency-associated transcript.
J Neurovirol 2008 ; 14 : 41-52.
41 Hagglund R, Roizman B. Role of ICP0 in the strategy of
conquest of the host cell by herpes simplex virus 1. J Virol 2004 ;
78 : 2169-78.
42 Everett RD, Rechter S, Papior P, Tavalai N, Stamminger T, Orr
A. PML contributes to a cellular mechanism of repression of herpes
simplex virus type 1 infection that is inactivated by ICP0. J Virol
2006 ; 80 : 7995-8005.
43 Gu H, Roizman B. The degradation of promyelocytic leukemia
and Sp100 proteins by herpes simplex virus 1 is mediated by the
ubiquitin-conjugating enzyme UbcH5a. Proc Natl Acad Sci U S A 2003
; 100 : 8963-8.
44 Boutell C, Everett RD. The herpes simplex virus type 1
(HSV-1) regulatory protein ICP0 interacts with and Ubiquitinates
p53. J Biol Chem 2003 ; 278 : 36596-602.
45 Kalamvoki M, Roizman B. ICP0 enables and monitors the
function of D cyclins in herpes simplex virus 1 infected cells.
Proc Natl Acad Sci U S A 2009 ; 106 : 14576-80.
46 Lin R, Noyce RS, Collins SE, Everett RD, Mossman KL. The
herpes simplex virus ICP0 RING finger domain inhibits IRF3- and
IRF7-mediated activation of interferon-stimulated genes. J Virol
2004 ; 78 : 1675-84.
47 Melroe GT, Silva L, Schaffer PA, Knipe DM. Recruitment of
activated IRF-3 and CBP/p300 to herpes simplex virus ICP0 nuclear
foci: potential role in blocking IFN-beta induction. Virology 2007
; 360 : 305-21.
48 Leib DA, Alexander DE, Cox D, Yin J, Ferguson TA. Interaction
of ICP34.5 with Beclin 1 modulates herpes simplex virus type 1
pathogenesis through control of CD4+ T-cell responses. J Virol 2009
; 83 : 12164-71.
49 Munz C. Antigen processing via autophagy-not only for MHC
class II presentation anymore? Curr Opin Immunol 2010 ; 22 :
89-93
50 Verpooten D, Ma Y, Hou S, Yan Z, He B. Control of
TANK-binding kinase 1-mediated signaling by the gamma(1)34.5
protein of herpes simplex virus 1. J Biol Chem 2009 ; 284 :
1097-105.
51 Eferl R, Wagner EF. AP-1: a double-edged sword in
tumorigenesis. Nat Rev Cancer 2003 ; 3 : 859-68.
52 Isono O, Ohshima T, Saeki Y, et al. Human T-cell
leukemia virus type 1 HBZ protein bypasses the targeting function
of ubiquitination. J Biol Chem 2008 ; 283 : 34273-82.
53 Matsumoto J, Ohshima T, Isono O, Shimotohno K. HTLV-1 HBZ
suppresses AP-1 activity by impairing both the DNA-binding ability
and the stability of c-Jun protein. Oncogene 2005 ; 24 :
1001-10.
54 Basbous J, Arpin C, Gaudray G, Piechaczyk M, Devaux C,
Mesnard JM. The HBZ factor of human T-cell leukemia virus type 1
dimerizes with transcription factors JunB and c-Jun and modulates
their transcriptional activity. J Biol Chem 2003 ; 278 :
43620-7.
55 Kuhlmann AS, Villaudy J, Gazzolo L, Castellazzi M, Mesnard
JM, Duc Dodon M. HTLV-1 HBZ cooperates with JunD to enhance
transcription of the human telomerase reverse transcriptase gene
(hTERT). Retrovirology 2007 ; 4 : 92.
56 Thebault S, Basbous J, Hivin P, Devaux C, Mesnard JM. HBZ
interacts with JunD and stimulates its transcriptional activity.
FEBS Lett 2004 ; 562 : 165-70.
57 Terme JM, Mocquet V, Kuhlmann AS, et al. Inhibition of
the hTERT promoter by the proto-oncogenic protein TAL1. Leukemia
2009 ; 23 : 2081-9.
58 Kubuki Y, Suzuki M, Sasaki H, et al. Telomerase activity
and telomere length as prognostic factors of adult T-cell leukemia.
Leuk Lymphoma 2005 ; 46 : 393-9.
59 Uchida N, Otsuka T, Arima F, et al. Correlation of
telomerase activity with development and progression of adult
T-cell leukemia. Leuk Res 1999 ; 23 : 311-6.
60 Zhao T, Yasunaga J, Satou Y, et al. Human T-cell
leukemia virus type 1 bZIP factor selectively suppresses the
classical pathway of NF-kappaB. Blood 2009 ; 113 : 2755-64.
61 Prang N, Wolf H, Schwarzmann F. Epstein-Barr virus lytic
replication is controlled by posttranscriptional negative
regulation of BZLF1. J Virol 1995 ; 69 : 2644-8.
62 Speck SH, Chatila T, Flemington E. Reactivation of
Epstein-Barr virus: regulation and function of the BZLF1 gene.
Trends Microbiol 1997 ; 5 : 399-405.
63 Flemington E, Speck SH. Epstein-Barr virus BZLF1 trans
activator induces the promoter of a cellular cognate gene, c-fos. J
Virol 1990 ; 64 : 4549-52.
64 Duellman SJ, Thompson KL, Coon JJ, Burgess RR.
Phosphorylation sites of Epstein-Barr virus EBNA1 regulate its
function. J Gen Virol 2009 ; 90 : 2251-9.
65 Bego M, Maciejewski J, Khaiboullina S, Pari G, St Jeor S.
Characterization of an antisense transcript spanning the UL81-82
locus of human cytomegalovirus. J Virol 2005 ; 79 : 11022-34.
66 Ou Y, Davis KA, Traina-Dorge V, Gray WL. Simian varicella
virus expresses a latency-associated transcript that is antisense
to open reading frame 61 (ICP0) mRNA in neural ganglia of latently
infected monkeys. J Virol 2007 ; 81 : 8149-56.
67 Ahn BC, Breitenbach JE, Kim SK, O'Callaghan DJ. The equine
herpesvirus-1 IR3 gene that lies antisense to the sole
immediate-early (IE) gene is trans-activated by the IE protein, and
is poorly expressed to a protein. Virology 2007 ; 363 : 15-25.
68 Holden VR, Harty RN, Yalamanchili RR, O'Callaghan DJ. The IR3
gene of equine herpesvirus type 1: a unique gene regulated by
sequences within the intron of the immediate-early gene. DNA Seq
1992 ; 3 : 143-52.
69 Borchers K, Wolfinger U, Ludwig H. Latency-associated
transcripts of equine herpesvirus type 4 in trigeminal ganglia of
naturally infected horses. J Gen Virol 1999 ; 80 : 2165-71.
70 Cheung AK. Cloning of the latency gene and the early
protein 0 gene of pseudorabies virus. J Virol 1991 ;
65 : 5260-71.
71 Inman M, Zhou J, Webb H, Jones C. Identification of a novel
bovine herpesvirus 1 transcript containing a small open reading
frame that is expressed in trigeminal ganglia of latently infected
cattle. J Virol 2004 ; 78 : 5438-47.
72 Jones C, Geiser V, Henderson G, et al. Functional
analysis of bovine herpesvirus 1 (BHV-1) genes expressed during
latency. Vet Microbiol 2006 ; 113 : 199-210.
73 Ciacci-Zanella J, Stone M, Henderson G, Jones C. The
latency-related gene of bovine herpesvirus 1 inhibits programmed
cell death. J Virol 1999 ; 73 : 9734-40.
74 Jiang Y, Hossain A, Winkler MT, Holt T, Doster A, Jones C.
A protein encoded by the latency-related gene of bovine
herpesvirus 1 is expressed in trigeminal ganglionic neurons of
latently infected cattle and interacts with cyclin-dependent kinase
2 during productive infection. J Virol 1998 ; 72 : 8133-42.
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