Infections à Roseolovirus après greffe de cellules souches hématopoïétiques

ARTICLE

Les infections virales constituent des facteurs importants de morbidité et de mortalité lors des greffes de cellules souches hématopoïétiques (CSH). À côté du cytomégalovirus humain (CMVH), des virus responsables d'infections respiratoires, ou encore des adénovirus, le sixième et le septième herpèsvirus humains (HVH6 et HVH7) sont à ce jour considérés comme des agents pathogènes responsables de certaines complications cliniques post-greffe de CSH [1]. Cette revue a pour objectif de rassembler les connaissances dans ce domaine, et de définir plus précisément le rôle pathogène de ces deux virus en matière de greffe de CSH.

Généralités sur les Roseolovirus

Le HVH6 et le HVH7, découverts respectivement en 1986 [2] et en 1990 [3], comptent parmi les membres de la sous-famille des Betaherpesvirinae, dont le prototype est le CMVH. Ils constituent les virus types du genre Roseolovirus. Deux variants, A et B, du HVH6 sont définis sur des bases phénotypiques et génotypiques [4]. Il existe aussi un polymorphisme génétique, a priori plus restreint, pour le HVH7 [5]. Le HVH6 utilise la molécule de surface cellulaire CD46 pour entrer dans une cellule cible, et le HVH7 la molécule CD4. Les Roseolovirus sont des virus ubiquitaires. La salive constitue le principal vecteur de la transmission virale interhumaine. La primo-infection à HVH6 ou HVH7 survient généralement très tôt dans l'enfance, et sa séroprévalence est très élevée dans la population générale adulte. De plus, la détection des génomes viraux par amplification génique (PCR) est fréquente dans la salive ou les cellules mononucléées sanguines (PBMC) des individus immunocompétents [6, 7]. Néanmoins, chez ces derniers, les Roseolovirus sont peu pathogènes. Le HVH6 est l'agent étiologique majeur de l'exanthème subit [8]. En dehors de quelques cas d'exanthème subit et d'un rôle controversé dans le pityriasis rosé de Gibert [7], aucune pathologie humaine n'est à ce jour formellement associée au HVH7. En revanche, chez les patients immunodéprimés, ces virus se comportent comme des agents pathogènes opportunistes. La pathogénicité des Roseolovirus a notamment été étudiée chez les patients recevant une greffe de CSH.

Relations entre Roseolovirus et cellules hématopoïétiques

In vivo, les Roseolovirus ont un tropisme préférentiel pour les cellules mononucléées du système hématopoïétique. Les lymphocytes T CD4⁺ circulants constituent le site majeur de la réplication virale au cours des infections actives. Par ailleurs, ces mêmes lymphocytes T constituent un bon site candidat de latence virale dans la mesure où les génomes du HVH6 et du HVH7 y sont fréquemment détectés par PCR, et que l'isolement viral à partir de ces cellules nécessite certaines conditions d'activation. Des auteurs ont proposé les monocytes circulants comme site de latence du HVH6 [9]. Le génome de ce virus peut d'ailleurs s'intégrer dans l'ADN génomique cellulaire, au niveau du chromosome 17 [6]. De plus, l'acide ribonucléique (ARN) messager correspondant au gène très précoce U94 du HVH6, qui est détecté dans les PBMC d'individus sains, est capable d'inhiber toute expression virale in vitro, ce qui laisse supposer que ce transcrit peut jouer un rôle dans le contrôle de la latence virale en régulant l'expression de certains gènes viraux [6]. Les Roseolovirus ont aussi un tropisme pour les précurseurs hématopoïétiques de la moelle osseuse. Nous avons en effet retrouvé les génomes du HVH6 et du HVH7 dans les cellules médullaires chez respectivement 28 et 50 % des sujets sains étudiés [10]. Mirandola et al. [11] ont pour leur part montré que le HVH7 est capable d'infecter les cellules souches hématopoïétiques totipotentes qui expriment la molécule CD34. Néanmoins, le caractère réplicatif ou latent de ces virus dans les cellules médullaires reste mal défini. Cependant, Luppi et al. [12] suggèrent que ces cellules peuvent constituer un site de latence virale.

In vitro, l'infection de lymphocytes et de monocytes par les Roseolovirus s'accompagne d'effets immunomodulateurs (figure 1). Cela peut s'avérer d'un grand intérêt dans la compréhension du rôle de ces virus chez les patients immunodéprimés recevant une greffe de CSH. L'infection de PBMC par le HVH6 induit la sécrétion de certaines cytokines : cytokines pro-inflammatoires telles que l'IL1beta, le TNFalpha [13] et l'IFNalpha [14], ou encore l'IL10 et l'IL12 [15]. De plus, ce virus possède des gènes codant une chimiokine et un récepteur de chimiokines fonctionnels [6]. L'infection par le HVH6 ou le HVH7 provoque une augmentation de la cytotoxicité des cellules NK via l'induction de l'IL15 [16, 17]. L'expression de certaines molécules de surface des cellules infectées par les Roseolovirus est aussi modifiée. Ainsi, l'infection par le HVH6 entraîne une diminution de l'expression du CD46 [18] et du CD3 [19] à la surface des lymphocytes T, et l'expression de novo de la molécule CD4 à la surface des lymphocytes T CD8⁺ et des cellules NK [20, 21]. Une diminution de l'expression de la molécule CD4 est par ailleurs observée à la surface des lymphocytes T auxiliaires infectés par le HVH7 [22]. De plus, l'infection des lymphocytes T CD4⁺ par les Roseolovirus induit une diminution de l'expression du récepteur cellulaire de chimiokines CXCR4 [23]. Enfin, le variant A du HVH6 provoque une diminution de l'expression des molécules de classe I du complexe majeur d'histocompatibilité à la surface des cellules dendritiques [24]. Par ailleurs, les Roseolovirus possèdent un véritable effet immunosuppresseur. Le HVH6 entraîne une diminution de la synthèse d'IL2 et de la prolifération des lymphocytes T [25]. Le HVH6 et le HVH7 provoquent l'apoptose des lymphocytes T [26]. De plus, Burd et al. [27] ont montré que le HVH6 peut inhiber l'activation des monocytes.

En résumé, ces différentes études indiquent que les infections in vivo par le HVH6 et/ou le HVH7 pourraient aboutir à la perturbation des défenses immunitaires cellulaires de l'hôte, notamment par induction de la mort des cellules et par interférence avec certaines voies cellulaires d'activation et de synthèse de cytokines ou de marqueurs de surface. De plus, la stimulation de la sécrétion des cytokines de l'inflammation par le HVH6 pourrait, non seulement jouer un rôle dans la régulation du cycle réplicatif viral et du chimiotactisme cellulaire, mais aussi avoir des conséquences en termes de contrôle de la réponse inflammatoire de l'hôte, notamment lors des allogreffes.

Fréquence des infections à Roseolovirus chez les patients recevant une greffe de CSH

Méthodes de diagnostic

À l'instar des autres membres de la famille des Herpesviridae, la distinction entre infection active et infection latente à HVH6 ou à HVH7 est essentielle, notamment chez les patients greffés. À l'heure actuelle, il n'existe pas de méthode consensuelle pour le diagnostic des infections virales actives à Roseolovirus (tableau 1). La sérologie apparaît dans ce domaine peu contributive, en particulier chez des patients qui reçoivent des traitements immunomodulateurs. Néanmoins, certains auteurs retiennent comme critère sérologique d'infection active à HVH6 l'augmentation significative du titre d'immunoglobulines d'isotype G (IgG) spécifiques (tableau 2). En revanche, les tests sérologiques, par immunofluorescence ou immuno-enzymologie, sont très utiles pour les études de prévalence virale prégreffe, dans le but d'évaluer le risque éventuel d'infection post-greffe. L'isolement viral in vitro à partir des PBMC du patient, par coculture avec des lymphocytes primaires de sang périphérique de sujets sains ou de sang de cordon activés par la phytohémagglutinine et en présence d'IL2, constitue a priori la preuve indiscutable d'une infection virale active. Cependant, cette technique est lourde de mise en œuvre, et l'apparition d'un effet cytopathique peut prendre plusieurs semaines [28]. Par comparaison, les techniques de biologie moléculaire constituent un outil de diagnostic rapide et sensible. De nombreux systèmes de PCR qualitative ont été développés tant pour le HVH6 que pour le HVH7 [28]. Néanmoins, l'amplification du génome viral dans les PBMC d'un patient ne préjuge en rien du caractère latent ou réplicatif du virus, et il est donc difficile dans ces conditions de poser le diagnostic d'infection active. En revanche, certains auteurs ont montré que la positivité de la PCR HVH6 dans le sérum ou le plasma est un bon indicateur de la réplication virale [29]. Le caractère réplicatif des Roseolovirus détectés dans un échantillon biologique peut aussi être évalué grâce à de nouveaux outils. Il s'agit notamment de la PCR quantitative en temps réel par technologie TaqMan^® [30, 31]. Ohyashiki et al. [32] ont mis au point une technique rapide et sensible de PCR quantitative pour le HVH6 en utilisant le système LightCycler. Secchiero et al. [33] ont développé une méthode de quantification des génomes des Roseolovirus par PCR compétitive avec étalon interne. Enfin, d'autres équipes utilisent la détection de certains ARN messagers viraux tardifs, transcrits uniquement en cas de réplication virale complète [34].

Fréquence

L'origine des Roseolovirus lors des infections survenant pendant la période post-greffe de CSH peut être multiple. Étant donné la forte prévalence de ces virus dans la population générale, il s'agit majoritairement de la réactivation du virus endogène présent à l'état latent, suite à l'immunodépression iatrogène. Ce mécanisme a d'ailleurs été démontré pour le HVH6 chez des patients greffés de CSH par analyse génomique des souches virales isolées avant et après transplantation [35]. Néanmoins, la surinfection du receveur par une souche virale exogène provenant du donneur et transmise via le greffon est aussi envisageable, étant donné le tropisme des Roseolovirus pour les cellules hématopoïétiques. Enfin, un cas de primo-infection à HVH6 survenant chez un patient séronégatif avant greffe a été rapporté au décours d'une transplantation médullaire [36].

Les infections à HVH6 pendant la période post-greffe de CSH sont fréquentes. En effet, quelle que soit la méthode de diagnostic retenue, la fréquence est de l'ordre de 48 % [26-91 %] (tableau 2) [37-51]. Le type de greffe de CSH, allogénique ou autologue, ne semble pas influencer cette fréquence. L'identification des variants du HVH6 impliqués dans la survenue des infections chez les patients greffés de CSH conduit à des résultats variables. Néanmoins, dans la majorité des cas, c'est le variant B qui est retrouvé. Les études concernant les infections à HVH7 sont encore peu nombreuses. La prévalence des infections virales chez les patients greffés de CSH varie de 36 à 67 % (tableau 3). L'influence du type de greffe n'est pas parfaitement élucidée. Les infections à HVH7 semblent plus fréquentes chez les patients allogreffés pour Chan et al. [44] et chez les patients autogreffés pour Miyoshi et al. [51], mais ces différences ne sont pas statistiquement significatives. Au cours de l'étude que nous avons menée, en collaboration avec le laboratoire de virologie du centre hospitalo-universitaire de Nantes, chez 52 patients greffés de CSH (26 allogreffés et 26 autogreffés), la prévalence des infections à HVH7 est identique parmi les deux types de greffés, à savoir 50 % [résultats soumis pour publication].

Manifestations cliniques et biologiques des infections à Roseolovirus pendant la période post-greffe de CSH

Les patients recevant une greffe de CSH, d'origine médullaire ou périphérique, semblent constituer la cible privilégiée des infections à HVH6. C'est en tout cas chez ces patients que les complications post-greffe potentiellement liées à ce virus sont les plus documentées. Les conséquences cliniques et biologiques des infections à HVH6 peuvent être divisées, peut-être un peu artificiellement, en deux catégories : d'une part, les véritables infections opportunistes, conséquences directes de la multiplication virale, analogues à ce qui se passe pour le CMVH, et, d'autre part, les conséquences plus indirectes, qui pourraient résulter de troubles immunologiques ou de l'interaction avec d'autres Betaherpesvirinae, comme le CMVH. Pour ce qui est du HVH7, les études sont encore peu nombreuses, et son pouvoir pathogène est encore incertain.

Maladies opportunistes

* Pneumopathie

Chez les adultes recevant une greffe de CSH, l'infection à HVH6 a en premier lieu été associée à des pneumopathies interstitielles. Cone et al. [52] ont montré qu'une forte quantité d'ADN viral dans le tissu pulmonaire est corrélée à l'existence d'une pneumopathie sans autre étiologie retrouvée. De même, Knox et al. [53] ont montré l'existence d'une corrélation entre la densité de cellules productrices de HVH6 et la sévérité de l'atteinte pulmonaire. Cependant, le rôle exact du HVH6 dans le développement d'une pneumopathie et la signification de sa détection dans le liquide de lavage broncho-alvéolaire (LBA) restent à préciser. En effet, Ragona et al. [54] ont montré que la détection du HVH6 par PCR qualitative dans le liquide broncho-alvéolaire de deux patients greffés n'est pas prédictive de la survenue d'une pneumopathie interstitielle.

* Encéphalite

L'encéphalite est une autre complication post-greffe associée au HVH6. Drobyski et al. [55] ont décrit le premier cas d'encéphalite fatale. Le HVH6, détecté par immunohistochimie et PCR dans les astrocytes de la substance blanche et dans les cellules neuronales de la substance grise, a été considéré comme l'agent responsable de l'encéphalite, aucune autre étiologie n'ayant été retrouvée. Singh et al., en 2000 [56], ont recensé dans la littérature 11 cas documentés d'encéphalite à HVH6 chez des patients recevant une greffe de CSH. Les symptômes les plus fréquemment rencontrés sont la fièvre, la confusion, les céphalées, les troubles de l'élocution, les convulsions et le coma. La mortalité globale atteint près de 60 %. Le diagnostic est posé suite à la détection du génome du HVH6 par PCR dans le liquide céphalorachidien (LCR). La cellularité du LCR est généralement peu augmentée (¾ 5 cellules/mm³ pour 8 patients sur 11). Wang et al. [57] ont montré que la greffe de CSH à partir d'un donneur non apparenté constitue un facteur de risque de développer une encéphalite à HVH6. Parmi les 22 cas d'encéphalite post-allogreffe de moelle osseuse de cette étude, aucun n'est associé à la détection du génome du HVH7 dans le LCR. Chan et al. [44] ont en revanche décrit un cas d'encéphalite post-greffe associé à la détection plasmatique du génome du HVH7.

* Fièvre et éruption cutanée

Les premiers cas d'infections à HVH6 post-greffe de CSH ont été décrits chez des enfants. Entre la deuxième et la troisième semaine post-greffe, Asano et al. [58] ont mis en évidence, par isolement viral, une infection à HVH6 contemporaine d'une fièvre et d'un rash cutané. L'examen clinique a conduit à poser le diagnostic de maladie du greffon contre l'hôte (GvHD), mais l'examen anatomopathologique des biopsies cutanées a rejeté ce diagnostic dans la majorité des cas. L'éruption cutanée a donc été attribuée à l'infection virale. Michel et al. [59] ont détecté le génome du HVH6 dans des biopsies cutanées d'enfants présentant un rash cutané en post-greffe. Comme chez les enfants, les infections à HVH6 chez les adultes greffés de CSH sont associées à la survenue de fièvre et de rash cutané [60].

* Retard à la sortie d'aplasie et aplasie médullaire transitoire

Des anomalies de la reprise de l'hématopoïèse suite à la greffe de CSH semblent constituer une des manifestations cliniques particulières aux infections à HVH6. Plusieurs auteurs ont en effet permis d'établir un lien entre l'infection virale et la survenue soit d'un retard à la sortie d'aplasie, soit d'une insuffisance médullaire transitoire à distance de la reprise normale de l'hématopoïèse [57, 61, 62]. Le HVH7, quant à lui, est associé à un retard à la sortie d'aplasie chez un patient de l'étude menée par Chan et al. [44]. En revanche, à l'instar de Wang et al. [61], nous ne retrouvons pas une telle association dans notre étude.

Afin de mieux comprendre le rôle éventuel du HVH6 dans la survenue de ces troubles de l'hématopoïèse pendant la période qui suit la greffe de CSH, plusieurs équipes ont étudié in vitro les conséquences de l'infection virale de précurseurs de la moelle osseuse (figure 2). Knox et al. [63] ont montré que l'infection de cellules mononucléées médullaires, provenant de sujets sains, par un variant B du HVH6 (souche KF) provoque une diminution de la prolifération à la fois des cellules souches pluripotentes CFU-GEMM, des progéniteurs érythroblatiques (BFU-E) et granulo-monocytaires (CFU-GM), et des cellules médullaires stromales, de l'ordre de 71, 73, 43 et 74 % respectivement. La très faible proportion de cellules médullaires infectées laisse supposer la mise en jeu d'un mécanisme indirect. Les auteurs ont d'ailleurs montré que cet effet myélosuppresseur du HVH6B est en partie médié par l'IFNalpha. Par ailleurs, le maintien de cet effet après inactivation du stock viral par la chaleur fait supposer aux auteurs l'intervention d'un facteur soluble. La même équipe, en 1995, a réitéré ces expériences avec les variants A et B du HVH6 (souche GS et KF), et a conclu à un effet myélosuppresseur supérieur du HVH6A par rapport au HHV6B [64]. Par ailleurs, le HVH6 inhibe la maturation des macrophages médullaires induite par le facteur de croissance des précurseurs granulo-monocytaires (GM-CSF) [65]. De nouveau, cet effet ne nécessite pas de réplication complète du virus puisqu'il est observé après inactivation virale par la chaleur ou en présence d'un antiviral comme le foscarnet. Une équipe japonaise s'est aussi intéressée au rôle myélosuppresseur des Roseolovirus in vitro sur des progéniteurs médullaires obtenus à partir de sang de cordon [66]. Ces auteurs ont pour leur part montré que le variant B du HVH6 possède un effet suppresseur plus important que le variant A sur les progéniteurs médullaires de toutes les lignées (BFU-E, CFU-GM et CFU-Méga). Ils privilégient l'hypothèse d'un mécanisme direct de destruction des cellules par le virus. Le HVH7, quant à lui, n'a aucun effet myélosuppresseur. Mirandola et al. [11] ont montré que le HVH7 est capable d'infecter des cellules souches hématopoïétiques totipotentes CD34⁺ provenant de sang de cordon et de perturber leur renouvellement et leur différenciation.

Conséquences indirectes

* Maladie du greffon contre l'hôte (GvHD)

Plusieurs auteurs ont mis en évidence une relation entre GvHD et infection à HVH6 au cours de la période suivant une allogreffe de CSH. En fait, la détection de ce virus est plutôt associée au degré de sévérité de la GvHD. Pour Cone et al. [52], la survenue d'une GvHD sévère est corrélée à une forte quantité d'ADN viral dans le tissu pulmonaire. D'autres auteurs [62] ont également mis en évidence une association entre la détection du génome du HVH6 dans les PBMC des patients et la sévérité de la GvHD. Cependant, au-delà de ces données statistiques, certaines questions subsistent. En particulier, il reste difficile de déterminer si l'infection à HVH6 est réellement la cause ou au contraire la conséquence de la GvHD. Aucune association n'a été retrouvée entre la survenue d'une GvHD et la détection du HVH7 [44, 51, 61].

* Interactions entre Betaherpesvirinae

Depuis la découverte du HVH6 et du HVH7, la pathogénicité du CMVH chez les patients immunodéprimés est envisagée différemment. En effet, les maladies à cytomégalovirus ne seraient pas uniquement la conséquence d'une infection active à CMVH, mais les infections à HVH6 et à HVH7 pourraient aussi jouer un rôle, notamment en favorisant la survenue de certains symptômes lors de la réactivation, initialement asymptomatique, du CMVH. Ainsi, chez les patients recevant une greffe rénale, plusieurs études ont clairement mis en évidence un lien entre la détection du HVH6 ou du HVH7 et le risque accru de survenue d'une maladie à CMVH [67]. Le tropisme des Betaherpesvirinae pour les monocytes et les lymphocytes permet d'envisager des interactions virales comparables chez les patients greffés de CSH. Néanmoins, peu d'équipes ont obtenu des résultats dans ce sens. Dans l'étude de Chan et al. [44], la détection des génomes du HVH6 et du HVH7 précède toujours celle du génome du CMVH dans les leucocytes de 61 patients greffés de CSH, et le HVH7 semble constituer un cofacteur du CMVH de survenue d'une maladie à CMVH (même si la corrélation n'est pas statistiquement significative). La concomitance des infections à CMVH et à HVH6 a par ailleurs été associée à la survenue d'une GvHD modérée à sévère [68].

Traitement antiviral

Selon des études menées in vitro sur des lignées lymphocytaires T ou des lymphocytes primaires, le spectre de sensibilité des Roseolovirus aux antiviraux est similaire à celui du CMVH. Globalement, le HVH6 et le HVH7 sont particulièrement sensibles au foscarnet (PFA), mais aussi au cidofovir (CDV) et au ganciclovir (GCV), et relativement résistants à l'aciclovir (ACV) [69]. Cependant, l'efficacité de ces molécules anti-herpétiques reste à démontrer in vivo. Seuls quelques cas de traitements, instaurés notamment chez des greffés de CSH, ont été rapportés. Étant donné les différences concernant les protocoles utilisés (molécules, associations, posologie, durée), il est difficile de tirer des conclusions claires. Néanmoins, plusieurs équipes ont rapporté le bénéfice clinique de l'instauration d'un traitement par GCV et/ou PFA lors d'encéphalites à HVH6 post-greffe de CSH [69]. Dans une étude rétrospective, Zerr et al. [70] ont montré que ce type de traitement entraîne une réduction significative de la charge virale HVH6 dans le sérum et le LCR de 4 patients sur 6 atteints d'encéphalite, coïncidant avec la régression des symptômes. Chan et al. [44] ont montré que l'instauration d'un traitement prophylactique par GCV ou ACV à dose classique ne permet pas de réduire significativement la réactivation post-greffe du HVH6. En revanche, un traitement prophylactique par ACV à forte dose (800 mg x 4/j pendant 14 jours) semble réduire efficacement la prévalence des infections à HVH6 [61].

CONCLUSION

Le risque de réactivation des Roseolovirus est élevé pendant la période post-greffe de CSH. Les cas de maladies opportunistes graves directement liées à ces virus, comme les encéphalites à HVH6, restent rares. En revanche, l'effet immunosuppresseur viral et les interactions potentielles entre Betaherpesvirinae, qui pourraient jouer un rôle important, restent mal connus in vivo et nécessitent des investigations supplémentaires. Par ailleurs, des efforts de recherche sont indispensables, non seulement afin de mettre en place des outils diagnostiques performants pour une meilleure surveillance des infections à Roseolovirus suite à une greffe de CSH, mais aussi afin d'établir des recommandations précises en ce qui concerne les traitements curatifs, voire prophylactiques, de ces infections virales.

Remerciements. Nous tenons à remercier l'Association pour la recherche sur le cancer pour son soutien concernant notre projet d'étude des infections à Roseolovirus chez les patients recevant une greffe de CSH au cours des hémopathies malignes.

REFERENCES

1. Wood MJ. Viral infections in neutropenia : current problems and chemotherapeutic control. J Antimicrobial Chemother 1998 ; 41 : 81-93.

2. Salahuddin SZ, Ablashi DV, Markham PD, et al. Isolation of a new virus, HBLV, in patients with lymphoproliferative disorders. Science 1986 ; 234 : 596-601.

3. Frenkel N, Schirmer EC, Wyatt LS, et al. Isolation of a new herpesvirus from human CD4⁺ T cells. Proc Natl Acad Sci USA 1990 ; 87 : 748-52.

4. Campadelli-Fiume G, Mirandola P, Menotti L. Human herpesvirus 6 : emerging pathogen. Emerging Infect Dis 1999 ; 5 : 353-66.

5. Franti M, Aubin JT, Gautheret-Dejean A, et al. Preferential associations of alleles of three distinct genes argue for the existence of two prototype variants of human herpesvirus 7. J Virol 1999 ; 73 : 9655-8.

6. Clark DA. Human herpesvirus 6. Rev Med Virol 2000 ; 10 : 155-73.

7. Aubin JT, Gautheret-Dejean A, Franti M, Poirel L. L'herpèsvirus humain 7 (HHV7) : un virus orphelin ? Virologie 1998 ; 2 : 377-84.

8. Yamanishi K, Okuno T, Shiraki K, et al. Identification of human herpesvirus 6 as a causal agent for exanthem subitum. Lancet 1988 ; 1 : 1065-7.

9. Kondo K, Kondo T, Okuno T, Takahashi M, Yamanishi K. Latent human herpesvirus 6 infection of human monocytes/macrophages. J Gen Virol 1991 ; 72 : 1401-8.

10. Gautheret-Dejean A, Dejean O, Vastel L, et al. Human herpesvirus 6 and human herpesvirus 7 in the bone marrow from healthy subjects. Transplantation 2000 ; 69 : 1722-3.

11. Mirandola P, Secchiero P, Pierpaoli S, et al. Infection of CD34(+) hematopoietic progenitor cells by human herpesvirus 7 (HHV7). Blood 2000 ; 96 : 126-31.

12. Luppi M, Barozzi P, Morris C, et al. Human herpesvirus 6 latently infects early bone marrow progenitors in vivo. J Virol 1999 ; 73 : 754-9.

13. Flamand L, Gosselin J, D'Addario M, et al. Human herpesvirus 6 induces interleukin-1beta and tumor necrosis factor alpha, but not interleukine-6, in peripheral blood mononuclear cell cultures. J Virol 1991 ; 65 : 5105-10.

14. Kikuta H, Nakane A, Lu H, Taguchi Y, Minagawa T, Matsumoto S. Interferon induction by human herpesvirus 6 in human mononuclear cells. J Infect Dis 1990 ; 162 : 35-8.

15. Li C, Goodrich JM, Yang X. Interferon-gamma (IFN-gamma) regulates production of IL-10 and IL-12 in human herpesvirus 6 (HHV 6)-infected monocyte/macrophage lineage. Clin Exp Immunol 1997 ; 109 : 421-5.

16. Flamand L, Stefanescu I, Menezes J. Human herpesvirus 6 enhances natural killer cell cytotoxicity via IL-15. J Clin Invest 1996 ; 97 : 1373-81.

17. Atedzoe BN, Ahmad A, Menezes J. Enhancement of natural killer cell cytotoxicity by the human herpesvirus 7 via IL-15 induction. J Immunol 1997 ; 159 : 4966-72.

18. Santoro F, Kennedy PE, Locatelli G, Malnati MS, Berger EA, Lusso P. CD46 is a cellular receptor for human herpesvirus 6. Cell 1999 ; 99 : 817-27.

19. Lusso P, Malnati M, De Maria A, et al. Productive infection of CD4⁺ and CD8⁺ mature human T cell populations and clones by human herpesvirus 6 : transcriptional down-regulation of CD3. J Immunol 1991 ; 147 : 685-91.

20. Lusso P, De Maria A, Malnati M, et al. Induction of CD4 and susceptibility to HIV-1 infection in human CD8⁺ T lymphocytes by human herpesvirus 6. Nature 1991 ; 349 : 533-5.

21. Lusso P, Manalti MS, Garzino-Demo A, Crowley RW, Long EO, Gallo RC. Infection of natural killer cells by human herpesvirus 6. Nature 1993 ; 362 : 458-62.

22. Lusso P, Secchiero P, Crowley RW, Garzino-Demo A, Berneman ZN, Gallo RC. CD4 is a critical component of the receptor for human herpesvirus 7 : interference with human immunodeficiency virus. Proc Natl Acad Sci USA 1994 ; 91 : 3872-6.

23. Yasukawa M, Hasegawa A, Sakai I, et al. Down-regulation of CXCR4 by human herpesvirus 6 (HHV 6) and HHV 7. J Immunol 1999 ; 162 : 5417-22.

24. Hirata Y, Kondo K, Yamanishi K. Human herpesvirus 6 downregulates major histocompatibility complex class I in dendritic cells. J Med Virol 2001 ; 65 : 576-83.

25. Flamand L. Immunosuppressive effect of human herpesvirus 6 on T-cell functions : suppression of interleukin-2 synthesis and cell proliferation. Blood 1995 ; 85 : 1263-71.

26. Kirn E, Krueger E, Boehmer S, Klussmann JP, Krueger GR. In vitro cytobiological effects of human herpesviruses 6 and 7 : immunohistological monitoring of apoptosis, differentiation and cell proliferation. Anticancer Res 1997 ; 17 : 4623-32.

27. Burd EM, Carrigan DR. Human herpesvirus 6 (HHV6)-associated dysfunction of blood monocytes. Virus Res 1993 ; 29 : 79-90.

28. Singh N, Carrigan DR. Human herpesvirus 6 in transplantation : an emerging pathogen. Ann Intern Med 1996 ; 124 : 1065-71.

29. Huang LM, Kuo PF, Lee CY, Chen JY, Liu MY, Yang CS. Detection of human herpesvirus 6 DNA by polymerase chain reaction in serum or plasma. J Med Virol 1992 ; 38 : 7-10.

30. Collot S, Alain S, Denis F, Ranger-Rogez S. Quantification par PCR en temps réel, technologie TaqMan et applications en virologie.

31. Gautheret-Dejean A, Manichanh C, Thien-Ah-Koon F, et al. Development of a real-time polymerase chain reaction assay for the diagnosis of human herpesvirus-6 infection and application to bone marrow transplant patients. J Virol Methods 2002 ; 100 : 27-35.

32. Ohyashiki JH, Suzuki A, Aritaki K, et al. Use of a real-time PCR to monitor human herpesvirus 6 after allogenic bone marrow transplantation. Int J Mol Med 2002 ; 6 : 427-32.

33. Secchiero P, Zella D, Crowley RW, Gallo RC, Lusso P. Quantitative PCR for human herpesviruses 6 and 7. J Clin Microbiol 1995 ; 33 : 2124-30.

34. Van den Bosch G, Locatelli G, Geerts L, et al. Development of reverse transcriptase PCR assays for detection of active human herpesvirus 6 infection. J Clin Microbiol 2001 ; 39 : 2308-10.

35. Yoshikawa T, Nakashima T, Asano Y, et al. Endonuclease analyses of DNA of human herpesvirus 6 isolated from blood before and after bone marrow transplantation. J Med Virol 1992 ; 37 : 228-31.

36. Lau YL, Peiris M, Chan GC, Chan AC, Chiu D, Ha SY. Primary human herpes virus 6 infection transmitted from donor to recipient through bone marrow infusion. Bone Marrow Transplant 1998 ; 21 : 1063-6.

37. Yoshikawa T, Suga S, Asano Y, et al. Human herpesvirus-6 infection in bone marrow transplantation. Blood 1991 ; 78 : 1381-4.

38. Drobyski WR, Eberle M, Majewski M, Baxter-Lowe LE. Prevalence of human herpesvirus-6 variant A and B infections in bone marrow transplant recipients as determined by polymerase chain reaction and sequence-specific oligonucleotide probe hybridization. J Clin Microbiol 1993 ; 31 : 1515-20.

39. Frenkel N, Katsafanas GC, Wyatt LS, Yoshikawa T, Asano Y. Bone marrow transplant recipient harbor the B variant of human herpesvirus-6. Bone Marrow Transplant 1994 ; 14 : 839-43.

40. Wilborn F, Brinkmann V, Neipel F, Gelderblom H, Siegert W. Herpesvirus type 6 in patients undergoing bone marrow transplantation : serologic features and detection by polymerase chain reaction. Blood 1994 ; 83 : 3052-8.

41. Appleton AL, Sviland L, Peiris JS, et al. Human herpes virus-6 infection in marrow graft recipients : role in pathogenesis of graft-versus-host disease. Newcastle upon Tyne Bone Marrow Transport Group. Bone Marrow Transplant 1995 ; 16 : 777-82.

42. Kadakia MP, Rybka WB, Stewart JA, et al. Human herpesvirus 6 : infection and disease following autologous and allogeneic bone marrow transplantation. Blood 1996 ; 87 : 5341-54.

43. Wang FZ, Dahl H, Linde A, Brytting M, Ehrnst A, Ljungman P. Lymphotropic herpesviruses in allogeneic bone marrow transplantation. Blood 1996 ; 88 : 3615-20.

44. Chan PK, Peiris JS, Yuen KY, et al. Human herpesvirus-6 and human herpesvirus-7 infections in bone marrow transplant recipients. J Med Virol 1997 ; 53 : 295-305.

45. Yoshikawa T, Suzuki K, Ihira M, Furukawa H, Asano Y. Prediction of human herpesvirus 6 infection after allogenic bone marrow transplantation. Blood 1998 ; 92 : 2597-9.

46. Cone RW, Huang ML, Corey L, Zeh J, Ashley R, Bowden R. Human herpesvirus 6 infections after bone marrow transplantation : clinical and virologic manifestations. J Infect Dis 1999 ; 179 : 311-8.

47. Imbert-Marcille BM, Tang XW, Lepelletier D, et al. Human herpesvirus 6 infection after autologus or allogeneic stem cell transplantation : A single-center prospective longitudinal study of 92 patients. Clin Infect Dis 2000 ; 31 : 881-6.

48. Ljungman P, Wang FZ, Clark DA, et al. High levels of human herpesvirus 6 DNA in peripheral blood leucocytes are correlated to platelet engraftment and disease in allogeneic stem cell transplant patients. Br J Haematol 2000 ; 111 : 774-81.

49. Moschettini D, Galieni P, Valensin PE, et al. Human herpesvirus 6 infection in autologous bone marrow transplant recipient : a prospective study. J Med Virol 2000 ; 60 : 39-42.

50. Galieni P, Moschettini D, Donati D, Tozzi M, Valensin PE, Lauria F. Long-term follow-up of human herpesvirus 6 infection in autologous bone marrow transplant recipients. Haematologica 2001 ; 86 : 782-3.

51. Miyoshi H, Tanaka-Taya K, Hara J, et al. Inverse relationship between human herpesvirus 6 and 7 detection after allogeneic and autologous stem cell transplantation. Bone Marrow Transplant 2001 ; 27 : 1065-70.

52. Cone RW, Hackman RC, Huang MLW, et al. Human herpesvirus 6 in lung tissue from patients with pneumonitis after bone marrow transplantation. N Engl J Med 1993 ; 329 : 156-61.

53. Knox KK, Carrigan DR. HHV6 and CMV pneumonitis in immunocompromised patients. Lancet 1994 ; 343 : 1647.

54. Ragona G, Angeloni A, Farina A, et al. Subclinical infection of respiratory tract of immunocompromised patients by human herpesvirus-6. Blood 1995 ; 85 : 295-6.

55. Drobyski WR, Knox KK, Majewski D, Carrigan DR. Brief report : fatal encephalitis due to variant B human herpesvirus 6 infection in a bone marrow-transplant recipient. N Engl J Med 1994 ; 330 : 1356-60.

56. Singh N, Paterson DL. Encephalitis caused by human herpesvirus 6 in transplant recipients : relevance of a novel neurotropic virus. Transplantation 2000 ; 69 : 2474-9.

57. Wang FZ, Linde A, Dahl H, Ljungman P. Human herpesvirus 6 infection inhibits specific lymphocyte proliferation responses and is related to lymphocytopenia after allogeneic stem cell transplantation. Bone Marrow Transplant 1999 ; 24 : 1201-6.

58. Asano Y, Yoshikawa T, Suga S, et al. Reactivation of herpesvirus type 6 in children receiving bone marrow transplants for leukemia. N Engl J Med 1991 ; 324 : 634-5.

59. Michel D, Muller S, Worz S, et al. Human herpesvirus 6 DNA in exanthematous skin in BMT patient. Lancet 1994 ; 344 : 686.

60. Yoshikawa T, Ihira M, Ohashi M, et al. Correlation between HHV 6 infection and skin rash after allogeneic bone marrow transplantation. Bone Marrow Transplant 2001 ; 28 : 77-81.

61. Wang FZ, Dahl H, Linde A, Brytting M, Ehrnst A, Ljungman P. Lymphotropic herpesviruses in allogeneic bone marrow transplantation. Blood 1996 ; 88 : 3615-20.

62. Imbert-Marcille BM, Tang XW, Lepelletier D, et al. Human herpesvirus 6 infection after autologous or allogeneic stem cell transplantation : a single-center prospective longitudinal study of 92 patients. Clin Infect Dis 2000 ; 31 : 881-6.

63. Knox KK, Carrigan DR. In vitro suppression of bone marrow progenitor cell differenciation by human herpesvirus 6 infection. J Infect Dis 1992 ; 165 : 925-9.

64. Carrigan DR, Knox KK. Bone marrow suppression by human herpesvirus 6 : comparison of the A and B variants of the virus. Blood 1995 ; 86 : 835-6.

65. Burd EM, Knox KK, Carrigan DR. Human herpesvirus 6-associated suppression of growth factor-induced macrophage maturation in human bone marrow cultures. Blood 1993 ; 81 : 1645-50.

66. Yamada M. Human herpesvirus 6 and 7 : effects on haematopoiesis and mode of transmission. Jpn J Infect Dis 2001 ; 54 : 47-54.

67. Boutolleau D, Gautheret-Dejean A. Infections à herpèsvirus humains 6 et 7 en transplantation rénale. Virologie 2001 ; 5 : 339-46.

68. Takemoto Y, Takatsuka H, Wada H, et al. Evaluation of CMV/human herpesvirus 6 positivity in bronchoalveolar lavage fluids as early detection of acute GVHD following BMT : evidence of a significant relationship. Bone Marrow Transplant 2000 ; 26 : 77-81.

69. De Clercq E, Naesens L, De Bolle L, Schols D, Zhang Y, Neyts J. Antiviral agents active against human herpesviruses HHV6, HHV7 and HHV-8. Rev Med Virol 2001 ; 11 : 381-95.

70. Zerr DM, Gupta D, Huang ML, Carter R, Corey L. Effect of antivirals on human herpesvirus 6 replication in hematopoietic stem cell transplant recipients. Clin Infect Dis 2002 ; 34 : 309-17.