ARTICLE
Auteur(s) : C Le
Goff, JP Chapelle, L Lutteri
Service de chimie médicale, Université de Liège, Belgique
Article reçu le 22 Juin 2007, accepté le 27 Août 2007
La maladie de Crohn (MC) est une affection inflammatoire chronique
de cause inconnue qui peut atteindre tous les segments du tube
digestif, mais le plus souvent l’iléon, le côlon et l’anus. Les
lésions sont habituellement segmentaires, asymétriques séparées par
des zones saines. Les localisations iléales, coliques ou
iléocoliques et anopérinéales représentent 95 % des cas.Avec
la rectocolite ulcéro-hémorragique (RCUH), la MC fait partie des
maladies inflammatoires de l’intestin les plus courantes. Dans la
MC, l’inflammation s’étend profondément dans le tissu atteint avec
une alternance de zones de tissu sain et malade alors que dans la
RCUH, l’inflammation et les ulcères n’affectent que les couches
superficielles tapissant le côlon. Dans la RCUH, l’inflammation est
symétrique et ininterrompue à partir de la proximité du rectum [1,
2].Les signes cliniques digestifs de la MC sont la diarrhée, les
douleurs abdominales, des manifestations anales et périanales
(fissures, abcès, fistules) ainsi que, parfois, la perception d’une
masse abdominale. Les signes généraux sont la fièvre, la perte de
poids et l’altération de l’état général. Les manifestations
extra-intestinales les plus fréquentes sont les atteintes
ostéo-articulaires (arthralgies, arthrites), cutanéo-muqueuses
(érythème noueux, ulcérations buccales) et oculaires (uvéites). Le
diagnostic peut être aidé par la recherche d’un syndrome
inflammatoire, d’une anémie et de signes biologiques de
malabsorption ou de carence vitaminique. Le diagnostic doit aussi
exclure une cause infectieuse par des examens microbiologiques et
sérologiques. Ces derniers permettent d’aider au diagnostic et ce,
de manière non invasive.Des tests immunologiques permettent de
montrer des taux d’ASCA élevés dans la MC [3], contrairement à la
RCUH [4, 5].Les ASCA sont des anticorps dirigés contre la
levure Saccharomyces cerevisiae. En 1988, Main et al.
décrivent une réponse immunitaire spécifique contre la levure chez
les patients atteints de la maladie de Crohn [6] et deux ans plus
tard, les ASCA sont proposés comme marqueurs diagnostiques de cette
maladie. Le constituant antigénique reconnu par les anticorps se
trouve dans l’extrait soluble de la paroi de la levure [3, 7, 8].
Il s’agit d’un composant macromoléculaire, le
phosphopeptidomannane, appelé couramment mannane. Ces
déterminants antigéniques sont représentés par les résidus de
mannose reliés par des liaisons α (1.2) et α (1.3), spécifiques
pour Saccharomyces cerevisiae.Les anticorps peuvent être de classe
IgA ou IgG. Leur présence permet de différencier la MC de la RCUH
et des autres colites inflammatoires [9, 10]. La fréquence des ASCA
dans la MC varie, selon les études, de 40 à 70 % [10]. Elle
est fonction de l’état clinique des malades et de la méthode
employée pour la recherche des anticorps [11]. En outre, on a
rapporté que la présence d’ASCA à la fois de classe IgG et IgA est
100 % spécifique de la MC [12]. Il est intéressant de noter
que répéter régulièrement la recherche des ASCA n’est absolument
pas justifié puisqu’il n’y a pas de corrélation entre l’activité de
la maladie et le titre des anticorps [13]. La seule présence ou
absence d’anticorps est suffisante pour aider le clinicien dans son
diagnostic [14]. De nombreux tests commerciaux sont à présent
disponibles pour détecter ces anticorps dans le sérum des patients.
Malheureusement, il n’y a pas encore de méthode standardisée pour
la mise en évidence des ASCA [15] et les laboratoires manquent
souvent d’éléments d’information objectifs sur les performances
analytiques et cliniques des différentes techniques. C’est pourquoi
nous avons entrepris cette étude afin de comparer trois différents
kits Elisa avec les techniques d’immunofluorescence indirecte (IFI)
et d’immunodot.
Matériels et méthodes
Patients
Notre étude a porté sur une cohorte adulte de 109 patients ayant
consulté au service de gastroentérologie du CHU de Liège (Belgique)
pour suspicion de MC. Le diagnostic final, basé sur les résultats
de l’examen clinique, d’examens exploratoires notamment
endoscopique, ainsi que sur la sévérité des symptômes décrits par
le sujet, était : une MC chez 37 patients (25 femmes, 12
hommes, âge moyen : 34 ans (range : 20-53)), une
RCUH chez 37 patients (10 femmes, 27 hommes, âge moyen :
51 ans (range : 31-73)) et un syndrome inflammatoire
d’étiologie variée chez 35 patients (20 femmes, 15 hommes, âge
moyen : 54 ans (range : 23-76)). Trente sujets
contrôles avec une CRP inférieure à la valeur seuil de 6 mg/L
(kit CRPLX Tinaquant®, Roche Diagnostic, Manheim,
Allemagne) ont aussi été intégrés dans l’étude.
Des biopsies ont été réalisées lors de la colonoscopie chez les
patients suspects de MC ou de RCUH. L’examen anatomopathologique de
ces biopsies montre, dans le cas des RCUH, une muqueuse avec des
anomalies des villosités coliques et des amas de cellules
inflammatoires. Les lésions sont limitées aux régions
superficielles et épargnent la sous-muqueuse. Dans le cas de la MC,
par contre, l’examen anatomopathologique met en évidence des
lésions inflammatoires de toute l’épaisseur de la paroi
intestinale, de la muqueuse de la paroi intestinale et de la
muqueuse à la séreuse. Ces lésions forment des granulomes (non
caséeux) à cellules épithélioïdes, caractéristiques de l’affection.
La classification de Vienne a été utilisée pour décrire la
localisation et les caractéristiques de la maladie pour les
patients atteints de la MC. L’endoscopie permet d’observer des
lésions aphteuses ou ulcératives, voire des zones d’ulcération plus
ou moins étendues. Les patients atteints de RCUH ont été évalués
par rectosigmoïdoscopie qui permet d’observer une muqueuse
érythémateuse d’aspect granuleux, parfois hémorragique, œdémateuse
ou ulcéreuse. Les lésions observées impliquent des érosions
muqueuses ou des saignements spontanés ou au contact de
l’endoscope.
Le groupe de patients « contrôles
inflammatoires » est hétérogène. Il comprend des pathologies
inflammatoires touchant le tractus digestif, diverticulites ou
colites infectieuses. Le diagnostic des diverticulites a été
confirmé par un examen de l’abdomen (CT-scan). Les colites
infectieuses ont été identifiées par un tableau clinique indiquant
une inflammation sévère de l’intestin, associée à des coprocultures
positives pour des pathogènes spécifiques, comme des salmonelles ou
des entérocoques.
Méthodes
Les dosages par Elisa et IFI ont été réalisés pour l’ensemble de
ces sujets. Par contre, la technique immunodot a été réalisée sur
un sous-groupe de 24 patients sélectionnés au hasard parmi les 4
groupes. Il comprenait 18 patients atteints de MC et 6 patients
indemnes de cette maladie (2 contrôles, 2 patients atteints de RCUH
et 2 ayant un syndrome inflammatoire prononcé). Notre étude a été
approuvée par le comité d’éthique de notre hôpital.
Les échantillons de sérum ont été conservés à - 80 °C et
analysés immédiatement après décongélation. Parmi les kits Elisa
disponibles sur le marché, nous avons testé les techniques Quanta
Lite® ASCA IgA et IgG (Inova, San Diego, États-Unis),
ASCA IgA et IgG (Medipan, Dahlewitz, Allemagne) et Euroimmun ASCA
IgA et IgG Elisa (Euroimmun, Lübeck, Allemagne). Pour
l’immunofluorescence, le seul kit commercial proposé actuellement
(ASCA IgA et IgG, Euroimmun, Lübeck, Allemagne) a été utilisé.
Quant à l’immunodot, notre choix s’est porté sur ASCA Screen Dot
IgA et IgG (Alphadia, Wavre, Belgique). Les tests Elisa sont des
dosages quantitatifs contrairement à l’IFI et l’immunodot qui ne
permettent qu’une réponse qualitative. Pour les trois tests Elisa
et l’immunodot utilisés dans cette étude, les antigènes sont des
mannanes obtenus à partir de la paroi des levures. Il s’agit
d’antigènes de levures disloquées ou bouillies ou de
phosphopeptidomannanes purifiées à partir de la paroi de levures.
L’IFI utilise des frottis fixés de Saccharomyces cerevisiae.
Principe du test Elisa
L’antigène S. cerevisiae fractionné et partiellement purifié est
fixé sur les puits d’une plaque de microtitration en polystyrène
dans des conditions qui préservent son état natif. Les contrôles et
les échantillons de sérums des patients dilués sont déposés dans
les différents puits. Une étape d’incubation permet la liaison
entre les anticorps anti-ASCA IgA ou anti-ASCA IgG présents dans le
sérum et l’antigène immobilisé dans les puits. Les molécules non
liées sont éliminées par lavage. Un conjugué enzymatique anti-IgA
ou anti-IgG humaine est alors ajouté à chaque puits pour révéler
les autoanticorps du patient. Après une étape d’incubation, le
conjugué non fixé est éliminé par lavage. L’activité enzymatique
résiduelle est quantifiée grâce à l’addition d’un substrat
chromogène. L’enzyme transforme le substrat non coloré en un
produit coloré. Le test se termine par une étape de mesure
spectrophotométrique de l’intensité de la coloration ainsi
développée. À l’aide d’une courbe de calibration obtenue avec un
échantillon standard, la concentration d’anticorps correspondant à
la quantité de produit coloré formé dans la réaction peut être
calculée [16].
Principe du test IFI
Le principe de l’analyse est basé sur une incubation des
échantillons de sérum sur frottis fixés de levures de Saccharomyces
cerevisiae. Les anticorps non spécifiques sont éliminés par lavage.
Un conjugué (anti-IgA ou anti-IgG) marqué à la fluorescéine est
appliqué. Le conjugué non lié est éliminé par lavage. La lecture
des lames s’effectue à l’aide d’un microscope à fluorescence [16].
Principe de l’immunodot
Le principe du test est celui d’un Elisa. La bandelette (immunodot)
est composée d’une membrane recouverte de mannanes purifiés. Les
bandelettes sont incubées avec le sérum de patient dilué. Lors de
cette première étape, les anticorps présents se lient aux antigènes
sur la membrane. L’excès d’anticorps ou les anticorps non fixés
sont éliminés par lavage. On ajoute alors le conjugué enzymatique
dirigé contre les anticorps IgA + IgG. Après un second lavage pour
enlever l’excès de conjugué, le substrat est ajouté. L’activité
enzymatique provoque l’apparition de spots colorés sur la membrane.
Les détails techniques des différents kits anti-Saccharomyces
cerevisiae sont résumés dans le tableau
1.
Tableau 1 Détails techniques des différents kits
anti-Saccharomyces cerevisiae utilisés.
|
Fabricant
|
Antigène
|
Technique
|
Temps d’incubation (sérum, conjugué, substrat, stop
(min))
|
Nombre de calibrateurs
|
Dilution
|
Conjugué
|
Substrat
|
Cut-off proposé
|
Intervalle de référence
|
|
Inova Quanta Lite IgA
|
Mannane (S. cerevisiae)
|
Elisa
|
30 ; 30 ; 30 min à TAa
|
1
|
1/101
|
Anticorps de chèvre anti-IgA humaine couplé à du HRPb
(IgA-HRP)
|
TMBc chromogène
|
20 U/mL
|
≥ 25 U/mL
|
|
Inova Quanta Lite IgG
|
Mannane (S. cerevisiae)
|
Elisa
|
30 ; 30 ; 30 min à TA
|
1
|
1/101
|
Anticorps de chèvre anti-IgG humaine couplé à du HRP (IgG-HRP)
|
TMB chromogène
|
20 U/mL
|
≥ 25 U/mL
|
|
Medipan ASCA IgA
|
Mannane (S. cerevisiae)
|
Elisa
|
60 min à 37 °C ; 30 min à 37 °C ;
10 min à TA
|
4
|
1/101
|
IgA-HRP
|
TMB/H2O2
|
20 U/mL
|
≥ 20 U/mL
|
|
Medipan ASCA IgG
|
Mannane (S. cerevisiae)
|
Elisa
|
60 min à 37 °C ; 30 min à 37 °C ;
10 min à TA
|
4
|
1/101
|
IgG-HRP
|
TMB/H2O2
|
20 U/mL
|
≥ 20 U/mL
|
|
Euroimmun Elisa IgA
|
Mannane (S. cerevisiae)
|
Elisa
|
30 min à TA ; 30 min à TA ; 15 min à
TA
|
3
|
1/101
|
Anticorps de lapin antiglobuline humaine IgA marqué à la
peroxidase
|
TMB/H2O2
|
20 RU/mL
|
≥ 20 U/mL
|
|
Euroimmun Elisa IgG
|
Mannane (S. cerevisiae)
|
Elisa
|
30 min à TA ; 30 min à TA ; 15 min à
TA
|
3
|
1/101
|
Anticorps de lapin antiglobuline humaine IgG marqué à la
peroxidase
|
TMB/H2O2
|
20 RU/mL
|
≥ 20 U/mL
|
|
Euroimmun (IgA)
|
S. cerevisiae
|
IFI
|
30 ; 30 min à TA
|
0
|
1/100
|
Anticorps antiglobuline humaine IgA marqué à la fluoréscéine
|
|
|
|
|
Euroimmun (IgG)
|
S. cerevisiae
|
IFI
|
30 ; 30 min à TA
|
0
|
1/1 000
|
Anticorps antiglobuline humaine IgG marqué à la fluoréscéine
|
|
|
|
|
Alphadia ASCA Screen Dot kit
|
Mannane (S. cerevisiae)
|
Dot
|
10’ ; 30’ ; 30’ ; 10’ min à TA
|
0
|
1/150
|
Anticorps de chèvre anti-IgG et IgA humaine couplé à de la
phosphatase alcaline
|
NBT/BCIPd
|
|
|
aTA : température ambiante ;
bHRP : horseradish peroxidase ;
cTMB : 3,3′,5,5′-tétraméthylbenzidine dans du
tampon citraté contenant du peroxyde d’hydrogène ;
dNBT/BCIP : nitroblue tetrazolium/
bromo-chloro-indolyl-phosphate
Analyse statistique
Le logiciel utilisé pour réaliser les statistiques est MedCal
QC®. La sensibilité est définie comme la probabilité
d’avoir un résultat positif chez les patients atteints de la
maladie, la spécificité comme la probabilité d’avoir un résultat
négatif dans la population contrôle. La valeur prédictive positive
est définie comme la probabilité qu’un patient avec un résultat
positif soit réellement atteint de la maladie et la valeur
prédictive négative comme la probabilité de ne pas être malade si
le résultat est négatif. Nous avons également utilisé le kappa de
Cohen pour étudier la concordance entre les différentes méthodes.
Résultats
Pour les différents kits Elisa, les taux d’ASCA IgA et IgG sont
statistiquement plus élevés dans le groupe de patients souffrant de
la MC en comparaison avec les patients non atteints
(p < 0,0001). Le tableau 2 reprend la
moyenne des résultats obtenus avec les trois kits Elisa par
catégorie de patients.
Les ASCA IgA sont détectés chez 49 % (Euroimmun), 54 %
(Medipan), 59 % (Inova) et 81 % (IFI Euroimmun) et les
ASCA IgG chez 54 % (IFI Euroimmun), 59 % (Euroimmun),
62 % (Medipan) et 76 % (Inova) des patients atteints de
la MC. Nous observons des différences statistiquement
significatives entre l’IFI IgA et Euroimmun Elisa IgA et Medipan
IgA (p < 0,05) mais aussi entre Inova Elisa IgG et Euroimmun
Elisa IgA (p < 0,05). La différence entre IgA et IgG en IFI est
aussi statistiquement significative (p < 0,05).
Toutes techniques confondues, les ASCA IgA sont présents chez
0-14 % des patients indemnes de MC : 0-3 % chez
les RCHU, 0-14 % chez les contrôles inflammatoires et
3-7 % chez les sujets sains. Les ASCA IgG sont mis en évidence
chez ces mêmes patients : 0-8 % chez les RCHU,
0-14 % chez les contrôles inflammatoires et 0-7 % dans
les sujets sains (tableau 3).
Le tableau 4 rassemble la
sensibilité, spécificité, VPP et VPN pour chaque test. En Elisa,
pour IgA ou IgG, la sensibilité varie de 65 % à 76 %, la
spécificité de 88 à 98 %, la VPP de 84 % à 94 % et
la VPN de 88 % à 93 %. En IFI, pour IgA ou IgG, la
sensibilité est de 81 %, la spécificité de 100 %, la VPP
de 100 % et la VPN de 93 %. L’immunofluorescence IgG
Euroimmun présente la meilleure spécificité (100 %). Cette
technique présente également la meilleure valeur prédictive
positive (100 %) (p < 0,05). Pour la valeur prédictive
négative, c’est l’Elisa (IgA et IgG) Euroimmun qui donne les
meilleurs résultats avec 98 % et 97 % respectivement.
Nous observons en général que la spécificité, la sensibilité, la
VPN et la VPP sont meilleures en Elisa pour les IgG. Pour l’IFI, la
spécificité, la VPP et la VPN sont meilleures en IgG tandis que la
sensibilité est meilleure en IgA. La recherche des ASCA IgA ou IgG
permet d’augmenter la sensibilité tout en diminuant un peu la
spécificité comme on peut l’observer dans le tableau 4 et dans la figure 1. Par contre,
l’association d’un résultat positif ASCA IgG et IgA diminue la
sensibilité tout en augmentant la spécificité.
En complément à cette étude, 24 patients sélectionnés au hasard,
18 patients atteints de MC et 6 atteints d’autres pathologies, ont
été testés par la technique de l’immunodot. La spécificité, la
sensibilité, la VPP et la VPN sont données dans le tableau 4. La spécificité et la VPP de l’immunodot
sont excellentes (100 %) ; elles sont meilleures que
celles obtenues avec l’Elisa ou l’IFI dans le même échantillon de
patients. Par contre, la sensibilité et la VPN sont médiocres
(33 %). Ces résultats préliminaires doivent cependant faire
l’objet d’une confirmation sur un groupe de sujets plus
important.
Sur la population de 139 patients et contrôles, nous avons
comparé les Elisa à l’IFI par le kappa de Cohen pour étudier leur
concordance. Le kappa varie de 0,641 à 0,807, ce qui signifie que
ces techniques sont comparables entre elles (tableau 5). Dans le tableau
5, les Elisa, l’IFI et l’immunodot sont comparés entre eux
sur la population des 24 patients. Le kappa dans ce cas est
mauvais, il varie de – 0,263 à 0,368.
Tableau 2 Moyenne des résultats obtenus en Elisa pour
les 2 catégories de patients.
|
Crohn
|
Non Crohn
|
|
IgA
|
IgG
|
IgA
|
IgG
|
|
Elisa
|
n = 37 (U/mL)
|
n = 102 (U/mL)
|
|
Euroimmun
|
37
|
35
|
5
|
7
|
|
Medipan
|
49
|
62
|
20
|
23
|
|
Inova
|
51
|
71
|
11
|
12
|
Tableau 3 Pourcentage de patients présentant des ASCA
IgA et/ou IgG positifs.
|
Malade (n = 37)
|
RCUH (n = 37)
|
Contrôle Inflammatoire (n = 35)
|
Sains (n = 30)
|
|
En pourcentage
|
IgA
|
IgG
|
IgA et IgG
|
IgA ou IgG
|
IgA
|
IgG
|
IgA et IgG
|
IgA ou IgG
|
IgA
|
IgG
|
IgA et IgG
|
IgA ou IgG
|
IgA
|
IgG
|
IgA et IgG
|
IgA ou IgG
|
|
Elisa Medipan
|
54
|
62
|
41
|
76
|
3
|
3
|
3
|
3
|
14
|
14
|
6
|
23
|
3
|
3
|
3
|
3
|
|
Elisa Inova
|
59
|
68
|
57
|
76
|
3
|
8
|
3
|
8
|
11
|
14
|
6
|
20
|
7
|
7
|
3
|
10
|
|
Elisa Euroimmun
|
49
|
59
|
38
|
65
|
0
|
5
|
0
|
5
|
0
|
6
|
0
|
6
|
3
|
3
|
3
|
3
|
|
IFI Euroimmun
|
81
|
54
|
54
|
81
|
0
|
0
|
0
|
0
|
14
|
0
|
0
|
14
|
3
|
0
|
0
|
3
|
Tableau 4 Sensibilité, spécificité, valeur prédictive
positive et négative pour les populations étudiées (n = 139 et
n = 24).Pourcentage pour ASCA IgA, IgG ou combinés mesurés avec les
différentes techniques.
|
n = 139
|
Sensibilité (%)
|
Spécificité (%)
|
VPP (%)
|
VPN (%)
|
|
Elisa
|
|
|
|
|
|
Inova
|
|
|
|
|
|
IgA
|
59
|
93
|
77
|
85
|
|
IgG
|
68
|
93
|
82
|
87
|
|
IgA ou IgG
|
76
|
88
|
84
|
88
|
|
IgA et IgG
|
57
|
96
|
68
|
86
|
|
Medipan
|
|
|
IgA
|
54
|
94
|
76
|
86
|
|
IgG
|
62
|
95
|
80
|
90
|
|
IgA ou IgG
|
76
|
95
|
94
|
92
|
|
IgA et IgG
|
41
|
96
|
79
|
82
|
|
Euroimmun
|
|
|
IgA
|
49
|
98
|
49
|
98
|
|
IgG
|
59
|
97
|
59
|
97
|
|
IgA ou IgG
|
65
|
98
|
94
|
93
|
|
IgA et IgG
|
38
|
97
|
82
|
81
|
|
IFI
|
|
|
|
|
|
Euroimmun
|
|
|
|
|
|
IgA
|
81
|
93
|
81
|
93
|
|
IgG
|
54
|
100
|
100
|
86
|
|
IgA ou IgG
|
81
|
100
|
100
|
93
|
|
IgA et IgG
|
54
|
92
|
79
|
82
|
|
n = 24
|
Sensibilité
|
Spécificité
|
VPP
|
VPN
|
|
Elisa
|
|
|
|
|
|
Inova
|
|
|
|
|
|
IgA
|
50
|
50
|
69
|
21
|
|
IgG
|
67
|
50
|
80
|
20
|
|
IgA ou IgG
|
72
|
67
|
68
|
18
|
|
IgA et IgG
|
40
|
17
|
30
|
10
|
|
Medipan
|
|
|
|
|
|
IgA
|
56
|
33
|
71
|
20
|
|
IgG
|
72
|
50
|
81
|
38
|
|
IgA ou IgG
|
94
|
67
|
89
|
60
|
|
IgA et IgG
|
33
|
50
|
67
|
20
|
|
Euroimmun
|
|
|
IgA
|
44
|
83
|
89
|
33
|
|
IgG
|
61
|
83
|
92
|
42
|
|
IgA ou IgG
|
44
|
67
|
80
|
29
|
|
IgA et IgG
|
33
|
67
|
75
|
25
|
|
|
|
|
|
|
IFI
|
|
|
|
|
|
Euroimmun
|
|
|
|
|
|
IgA
|
72
|
67
|
93
|
44
|
|
IgG
|
56
|
100
|
100
|
75
|
|
IgA ou IgG
|
72
|
67
|
82
|
38
|
|
IgA et IgG
|
72
|
50
|
81
|
31
|
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Alphadia
|
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|
|
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Immunodot
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IgA
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/
|
/
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/
|
/
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|
IgG
|
/
|
/
|
/
|
/
|
|
IgA ou IgG
|
33
|
100
|
100
|
33
|
|
IgA et IgG
|
/
|
/
|
/
|
/
|
Tableau 5 Kappa de Cohen. Comparaison des techniques
utilisées.
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n = 139
|
ASCA Elisa Euroimmun
|
ASCA Elisa Inova
|
ASCA Elisa Medipan
|
|
|
ASCA Elisa Inova
|
0,711
|
/
|
/
|
|
|
ASCA Elisa Medipan
|
0,71
|
0,641
|
/
|
|
|
ASCA IFI Euroimmun
|
0,761
|
0,807
|
0,729
|
|
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n = 24
|
ASCA immunodot Alphadia
|
ASCA Elisa Inova
|
ASCA Elisa Medipan
|
ASCA Elisa Euroimmun
|
|
ASCA Elisa Inova
|
0,161
|
/
|
/
|
/
|
|
ASCA Elisa Medipan
|
0,013
|
- 0,263
|
/
|
/
|
|
ASCA Elisa Euroimmun
|
0,273
|
0,316
|
0,013
|
/
|
|
ASCA IFI Euroimmun
|
0
|
0,276
|
0,276
|
0,368
|
Discussion
La recherche combinée des ASCA et des anticorps anti-neutrophiles
de type périnucléaire (pANCA) permet de faire la discrimination
entre deux pathologies intestinales dont le diagnostic différentiel
peut s’avérer difficile, la MC et la RCUH. Des ASCA positifs
combinés à des pANCA négatifs ont une haute spécificité pour la MC
alors que des ASCA négatifs avec des pANCA positifs ont une haute
spécificité pour la RCUH [15]. Différentes méthodes de détection
des ASCA disponibles dans le commerce ont été testées précédemment
par d’autres auteurs. L’étude de Klebl et al. montre une
sensibilité, une spécificité, une VPP et une VPN de,
respectivement, 53, 97, 95 et 68 % avec Inova. Pour
l’Elisa Euroimmun, les chiffres étaient de 46, 97, 94 et 66 %,
pour Medipan de 30, 98, 94 et 59 % et pour l’IFI, de 51,
97, 94 et 66 % [14]. Avec le kit Medipan, Moore et al. ont
obtenu une spécificité meilleure (93 %) mais une sensibilité
plus faible (50 %) par rapport au kit Inova
(sensibilité = 79 % et spécificité = 74 %) [16]. Vermeire
et al. ont trouvé une sensibilité plus grande mais une spécificité
plus faible pour Inova [17]. Dans notre étude, nous obtenons avec
Inova IgA ou IgG , des valeurs pour la sensibilité,
spécificité, VPP et VPN de 68, 88, 68 et 88 % ; avec
Euroimmun, de 65, 98, 94 et 93 % ; avec Medipan, de 76,
95, 94 et 92 % ; avec l’IFI, de 81, 92, 79 et 93 %
respectivement. Euroimmun en Elisa présente donc la spécificité la
plus élevée mais une sensibilité plus faible. L’IFI offre un bon
compromis entre spécificité et sensibilité. En termes de
spécificité, il n’y a pas de différence statistiquement
significative entre les IgA ou les IgG. Par contre, en terme de
sensibilité, pour les Elisa, la sensibilité pour les IgA est
nettement inférieure à celle des IgG. En IFI, la sensibilité est
supérieure pour les IgA et la différence avec les IgG est
statistiquement significative (p = 0,0001).
Pour ce qui est du choix de l’Elisa, nous avons préféré Inova
pour une question pratique (temps et température d’incubation)
ainsi que le bon compromis sensibilité-spécificité. Le choix entre
l’Elisa, l’IFI ou l’immunodot devra être orienté à la fois par les
critères classiques de qualité d’un test biologique (sensibilité,
spécificité) mais aussi par des critères propres à chaque
laboratoire (nombre de demandes, choix de l’investissement dans un
microscope à fluorescence, automatisation des techniques Elisa,
coût du kit, type de nomenclature des actes de biologie médicale…).
Notre laboratoire utilise en routine l’IFI, moins onéreuse et qui
fournit de très bons résultats en termes de spécificité,
sensibilité et valeur prédictive. En ce qui concerne l’immunodot,
des études comparatives sont encore nécessaires vu le faible nombre
de patients étudiés. Les tests Elisa permettent un dosage
quantitatif contrairement à l’IFI et à l’immunodot qui sont des
techniques permettant de rendre une réponse qualitative. Le titrage
de ces anticorps ne paraît cependant pas intéressant à l’heure
actuelle, car il n’y aurait pas de rapport entre l’activité de la
maladie et le titre des anticorps [13]. L’IFI et l’immunodot, ne
présentent donc pas d’inconvénient par rapport à l’Elisa. Nous
avons vu que le diagnostic différentiel entre la MC et la RCUH
n’est pas toujours simple. La haute spécificité des ASCA apporte
une aide précieuse à ce diagnostic.
Conclusion
Dans la MC, les ASCA montrent une haute spécificité aussi bien en
Elisa, en immunodot qu’en IFI, mais une sensibilité plus faible
variant statistiquement entre les différents Elisa et IFI. Pour
l’immunodot, la sensibilité n’est pas bonne. La standardisation des
tests pour la mise en évidence des ASCA est nécessaire.
L’immunofluorescence pourrait constituer une technique adéquate à
employer au laboratoire vu les résultats obtenus et arguments en sa
faveur. En effet, la valeur quantitative n’est actuellement pas
utilisée ni pour le diagnostic, ni pour le suivi de l’évolution de
la MC. Les ASCA sont des bons marqueurs sérologiques répondant à
une bonne sensibilité, spécificité et haute valeur prédictive. Ils
apportent une aide précieuse au diagnostic différentiel des
pathologies inflammatoires intestinales et ce, de manière non
invasive.
Remerciements
Les auteurs remercient M-A Meuwis pour les échantillons fournis
dans le cadre de cette étude, ainsi que les sociétés de diagnostic
médical pour les kits qui leur ont été cédés gracieusement.
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15 Burmester GR, Pezzutto A. In : Atlas de poche
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16 Moore MM, Frabricatorian D, Selby WS.
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17 Vermeire S, Joossens S, Peeters M, et al.
Comparative study of ASCA assays in inflammatory bowel disease.
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