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Diagnostic moléculaire des anomalies congénitales de la glycosylation


Annales de Biologie Clinique. Volume 63, Numéro 2, 135-43, Mars-Avril 2005, revue générale


Résumé   Summary  

Auteur(s) : S Vuillaumier-Barrot , Laboratoire de biochimie A, Hôpital Bichat (AP-HP), Paris.

Résumé : Les anomalies congénitales de la glycosylation (CDG) représentent un groupe de maladies héréditaires rares touchant la synthèse des N-glycoprotéines associant une atteinte du système nerveux central et de nombreux organes. Les anomalies concernant la synthèse de l’oligosaccharide lié au dolichol-P jusqu’à son transfert sur la chaîne peptidique sont nommées CDG-I et les anomalies de maturation de la chaîne N-glycanique portée par la glycoprotéine sont nommées CDG-II. Le diagnostic est posé sur la biologie avec la mise en évidence d’anomalies de la glycosylation. Le typage du CDG se fait par dosage des activités enzymatiques sur leucocytes ou fibroblastes (CDG-Ia,Ib) suivi de la recherche des mutations en cause dans le déficit enzymatique. Nous donnons ici les derniers résultats du diagnostic moléculaire des patients français atteints de CDG où activité de diagnostic et de recherche sont étroitement imbriquées. Nous rapportons des nouvelles mutations et la preuve de l’effet délétère de celles-ci ainsi que la recherche d’un effet fondateur de certaines mutations fréquentes en France.

Mots-clés : anomalie congénitale de la glycosylation, CDG, diagnostic, mutation

Illustrations

ARTICLE

Auteur(s) :, S Vuillaumier-Barrot*

Laboratoire de biochimie A, Hôpital Bichat (AP-HP), Paris

Article reçu le 27 Septembre 2004, accepté le 29 Novembre 2004

Les anomalies congénitales de la glycosylation (CDG) représentent un groupe de maladies héréditaires rares touchant la synthèse des N-glycoprotéines (prévalence provisoire 1/25 000 [1]). Les anomalies concernant la synthèse de l’oligosaccharide lié au dolichol-P jusqu’à son transfert sur la chaîne peptidique sont nommées CDG-I alors que celles portant sur la maturation de la chaîne N-glycanique portée par la glycoprotéine sont nommées CDG-II. Un sous-typage est défini ensuite en fonction de la découverte du déficit en cause, par ordre alphabétique. On peut distinguer différents types d’erreur métabolique en cause (CDG-Ia à Il et CDG-IIa à IId, tableau 1( Tableau 1 ) et ( figure 1 )) :
  • production et mobilisation d’un sucre activé : CDG-Ia [2], le plus fréquent, CDG-Ib [3], CDG-Ie [4] et CDG-If [5] ;
  • déficit en transporteur d’un sucre activé : CDG-IIc ou LAD-II [6] ;
  • déficit en glycosyltransférase : CDG-Ic [7], CDG-Id [8], CDG-Ig [9], CDG-Ih [10], CDG-Ii [11], CDG-Ij [12], CDG-Ik [13], CDG-Il [14], CDG-IIa [15] et CDG-IId [16] ;
  • déficit en glycosidase : CDG-IIb [17].
Les CDG-Ix sont les CDG-I dont le déficit enzymatique n’est pas encore connu. La détermination des déficits enzymatiques des CDG-Ix pourrait donner accès aux familles d’enfants atteints, à un éventuel diagnostic anténatal, mais aussi permettre d’explorer les étapes de la N-glycosylation encore inconnues chez l’homme.Les CDG sont des maladies rares mais non exceptionnelles dans la mesure où 95 patients (77 familles) ont été détectés à ce jour en France depuis 1994 dont : 61 CDG-Ia (53 familles), 6 CDG-Ib, 10 CDG-Ic, 3 CDG-Ie, 1 CDG-Ig, 1 CDG-Ih, 2 CDG-Ij, 9 CDG-Ix, 2 CDG-IIa.Les signes d’appel cliniques (retard psychomoteur, atteintes neurologiques centrales et périphériques, avec ou sans atteintes multiviscérales graves : cœur, foie, intestin, coagulation) ne sont pas spécifiques des CDG. Le diagnostic est donc posé sur la biologie.Actuellement, seuls deux types de CDG, les CDG-Ib et CDG-IIc ont une possibilité de traitement, respectivement par le mannose et le fucose, grâce à l’existence de passerelles métaboliques.Le diagnostic débute par une recherche d’anomalie de glycosylation des N-glycoprotéines sériques par western blot. Le typage du CDG sur leucocytes ou fibroblastes se fait par dosage des activités enzymatiques phosphomannomutase (CDG-Ia) et phosphomannose isomérase (CDG-Ib), suivi de la recherche des mutations en cause dans le déficit enzymatique. Le dépistage par western blot des anomalies de la glycosylation des glycoprotéines sériques d’origine hépatique est parfois mis en défaut et le dosage de la PMM sur fibroblastes peut parfois donner une activité résiduelle faussant le diagnostic alors que l’activité sera nulle dans les leucocytes [18]. La mise au point des dosages enzymatiques de la PMM et PMI a ouvert la voie vers une étude approfondie de la PMM. Les valeurs fréquentes de l’activité PMM sur fibroblastes, leucocytes et cellules amniotiques ont été établies au laboratoire [19].La part moléculaire du diagnostic est essentielle, du fait de la variété des mutations observées sur le gène PMM2 (tableau 2( Tableau 2 )), impliqué dans le CDG-Ia, le plus courant, et du nombre de gènes impliqués dans les autres types de CDG. Elle nécessite des développements constants, applicables par la suite au diagnostic anténatal, que ce soit pour le CDG-Ia ou pour les autres types de CDG décrits.Le but de cet article est de donner les derniers résultats du diagnostic moléculaire des patients français atteints de CDG. Les mutations sont identifiées par séquençage du gène sur ADN génomique puis confirmées par restriction et si nécessaire par une analyse au niveau ARNm. L’hétérogénéité des mutations sur le gène PMM2 dans la population française de CDG Ia justifie l’utilisation du séquençage systématique plutôt que des méthodes telles que la SSCP ou la DHPLC pour le diagnostic, méthodes utilisées dans les études scandinaves [20] ou belges [21].

Le CDG-Ia

Plus de 75 mutations différentes ont été décrites dans le monde et sont disponibles sur le site http://www.euroglycanet.com[2]. La mutation R141H est la plus fréquente mais aucun patient homozygote n’a été retrouvé malgré une fréquence estimée à 1/80 en Europe [22]. Actuellement, sur les 53 familles CDG-Ia diagnostiquées en France, nous avons identifié 39 mutations différentes sur le gène PMM2 (tableau 2) dont 12 nouvelles mutations : huit mutations faux-sens c.53G>C (T18S), c.58C>T (P20S), c.111G>T (Q37H), c.130G>T (V44F), c.394A>T (I132F), c.421C>T (R141C), c.527G>T (G176V) et c.531G>C (Q177H) et 4 mutations d’épissage : c.66 +1G>T (IVS1 +1G>T), c.255 +1G>A (IVS3 +1G>A), c.340+23A>G/ 741+52C>T (IVS7 –23 A>G/3’UTR +52 C>T) et c.255G>A (Q85Q).

La preuve de l’effet délétère de certaines mutations a été mise en évidence par expression des protéines mutées correspondantes in vitro chez E. coli ou S. cerivisiae. Ainsi, la mutation c.422G>A (R141H) la plus fréquente, qui n’est jamais retrouvée à l’état homozygote, conduit à une activité enzymatique nulle dans E. coli, ce qui peut expliquer l’état vraisemblablement létal de l’homozygotie R141H [23, 24]. Toutes les autres mutations étudiées dans E. coli ou S. cerivisiae [c.26G>A (C9Y), c.24delC, c.95TA>GC (L32R), c.310C>G (L104V), c.357C>A (F119L), c.368G>A (R123Q), c.442G>A (D148N), c.722G>C (C241S), c.677C>G (T226S)], à l’exception des mutations c.349G>C (G117R) et c.710C>G (T237R), conduisent à une activité résiduelle supérieure à 10 %, associée ou non à une thermolabilité et affectent donc l’activité PMM2 de façon moins sévère que la R141H [24-27]. La mise en évidence d’une nouvelle mutation R141C sur le même codon que la mutation sévère R141H, ainsi que la présence chez trois familles de deux nouvelles mutations sur un même allèle nous a amenés à exprimer les protéines mutées correspondantes in vitro chez E. coli. Huit nouvelles mutations faux-sens non précédemment décrites ont été identifiées : T18S, P20S, Q37H, V44F, I132F, R141C G176V et Q177H ont ainsi été exprimées chez E. coli. Nous avons également exprimé la mutation c.590A>C (E197A) situé dans l’exon 7 et déjà décrite retrouvée associée à I132F sur le même allèle. Le séquençage de l’exon 7 dans une population de 50 témoins a montré la présence de cette mutation chez 2 témoins, soit une fréquence allélique de 2 %. Aucune des autres mutations faux sens n’a été retrouvée dans une population de 50 témoins, ni dans les séquences EST disponibles dans les banques de données.

La mesure de l’activité des protéines mutées I132F, P20S, Q37H, Q177H, V44F, G176V et la R141C donnait une activité réduite (83 %, 22 %, 17 %, 12 %, 12 %, 2,1 % et 1,5 % de la normale, respectivement) comparée aux protéines portant la mutation modérée E139K (68 %) et la mutation sévère R141H (1,1 %) tandis que les mutations T18S et E197A conduisaient à une activité normale (( figure 2 )). Après chauffage, la moyenne d’activité résiduelle était de 71 % (protéine normale), 89 % (E197A), 84 % (G176V), 68 % (Q37H), 50 % (R141C), 49 % (E139K), 49 % (I132F), 35 % (P20S), 17 % (V44F), 15 % (Q177H), 10 % (T18S) et 6 % (R141H) (( figure 2 )). Tous les mutants étudiés, à l’exception de la mutation E197A, ont donc une activité réduite et/ou une thermolabilité très augmentée par rapport à la protéine normale (T18S) et peuvent être considérés comme des mutations causales. Les mutations R141C et G176V semblent être des mutations sévères, similaires à la R141H.

Sur une série de 205 familles (410 allèles) de patients CDG-Ia provenant de 23 pays, 404 allèles mutés avaient été identifiés [2]. Le diagnostic moléculaire est donc rarement mis en défaut ; ainsi le diagnostic reste incomplet pour seulement deux de nos patients pour lesquels nous n’avons trouvé qu’un seul allèle muté (tableau 2).

Lorsqu’un seul des allèles mutés a été identifié, le gène PMM2 est alors étudié à deux niveaux, ADN génomique et ARNm, à la recherche de mutation d’épissage intronique ou de problème d’amplification spécifique d’allèle. De plus, l’étude au niveau ARNm a permis de montrer que la mutation c.255G>A (Q85Q) située à la dernière base de l’exon 3 entraînait la perte de celui-ci. Cette base est en effet connue comme importante pour un site d’épissage 5’ actif et ce type de mutation a déjà été reportée comme responsable d’un épissage aberrant quand le G est muté en A dans l’exon 12 du gène de la porphobilinogène désaminase [28]. Utilisant un outil de prédiction de la présence de sites activateurs d’épissage exoniques (ESE finder V2.0), nous avons trouvé que la mutation I132F modifie l’ESE CTATTGG en CTTTTGG qui ne fixe alors plus la protéine SRp40 (fixation non altérée avec les mutations I132T et I132N) aboutissant à un transcrit sans exon 3. Cette mutation I132F est donc une mutation d’épissage comme la mutation E139K qui affecte un site activateur d’épissage de type (GAA)n---(GAA)n aboutissant à un transcrit sans exon 5 [29].

Pour un de nos patients, nous avons aussi identifié une mutation intronique c.340 -23A>G qui semble être en relation avec un défaut d’épissage au niveau de l’exon 8. La mutation c.340 -23A>G était associée au polymorphisme c.741 +52 C>T sur le même allèle paternel, la mère ayant transmis un allèle R141H. La perte de l’exon 8 a été suspectée car une amplification sur ADNc avec une amorce en 3’ du gène donnait un seul allèle (perte d’hétérozygotie c.741 +52C>T et R141H observé en génomique) tandis que des amplifications avec des amorces situées jusqu’à l’exon 7 donnaient deux allèles. L’expression d’un seul allèle chez le père et le déséquilibre allélique chez l’enfant atteint a été confirmé par la technique de quantification relative d’allèle par extension d’amorce (( figure 3 )). La mutation c.340 –23A>G est située au niveau d’une adénosine hautement conservée de la séquence de branchement de l’intron 7 TTCAT et doit être la mutation causale. Le père avait une activité PMM subnormale, ce qui peut s’expliquer par le fait que la non expression de l’allèle muté est compensée par une surexpression de l’allèle normal. La mutation sévère R141H empêche ce phénomène de compensation pour l’enfant atteint qui a une activité PMM très basse.

Au total, ces résultats montrent l’utilité d’analyser le gène au niveau ADN génomique et ARNm, ainsi que d’étudier la fonctionnalité des mutations nouvellement identifiées, ce qui est rarement effectué.

La mutation E139K seulement décrite en France, a été retrouvée chez 7 familles, toutes originaires de l’Ouest de la France. Cette mutation arrive en seconde place (6,7 %) en ordre de fréquence après la R141H (33,6 %). Ceci nous a amenés à la recherche d’un effet fondateur, par une analyse d’haplotype à l’aide de marqueurs microsatellites. L’analyse a également été effectuée sur 21 familles porteuses de la mutation R141H, ainsi que des familles porteuses des mutations C9Y, L32R, P113L, F119L et T237M. Tous les membres de la famille ont été typés pour les marqueurs microsatellites extragéniques D16S513, D16S406, D16S768, D16S3020, D16S404, D16S407 et trois autres microsatellites proches. Des marqueurs polymorphes intragéniques (c.348 –58_61 delATG, c.447 +19C>T, c.447 +22T>A, c.741 +96G>C) ont aussi été recherchés par séquençage ou restriction. Cette étude a permis de mettre en évidence un haplotype commun chez tous les allèles E139K pour tous les marqueurs microsatellites étudiés et pour l’allèle rare c.447 +19C (tableau 3( Tableau 3 )). Ceci suggère que les patients partageraient le même chromosome ancestral démontrant un effet fondateur dans la population française pour la mutation E139K. De la même façon, nous avons aussi observé un haplotype commun pour les allèles C9Y et L32R suggérant que les deux familles porteuses de chacun de ces allèles sont probablement apparentées (tableau 3).

À l’opposé, aucun haplotype spécifique n’est associé avec la mutation fréquente R141H et les mutations P113L, F119L et T237M (tableau 3). Nous avons confirmé un déséquilibre de liaison entre la mutation R141H et l’allèle rare c.347 +22A [20] mais aucun déséquilibre de liaison entre la mutation R141H et le plus proche marqueur microsatellite D16S3020 n’a été retrouvé comme précédemment décrit [22]. Notre étude indique que la mutation R141H est apparue à plusieurs reprises dans la population française ou bien est beaucoup plus ancienne que la mutation E139K.
Tableau 1 Les différents types d’anomalies congénitales de la glycosylation.

Type d’erreur métabolique

Classification

Gène

Protéine

Référence

Production et mobilisation d’un sucre activé

CDG-Ia

PMM2

Phosphomannomutase 2 (PMM)

[2]

CDG-Ib

MPI

Phosphomanose isomérase (PMI)

[3]

CDG-Ie

DPM1, DPM2 et DPM3

Dolichyl-phosphate-mannose synthase

[4]

CDG-If

MPDU1

Lec35 (utilisation du dolichol mannose-P)

[5]

Déficit en transporteur d’un sucre activé

CDG-IIc ou LAD-II

ORF7

Transporteur du GDP-fucose

[6]

Déficit en glycosyltransférase

CDG-Ic

ALG6

Dol-PP-Glc NAc2Man9 α 1-3 glucosyltransférase

[7]

CDG-Id

ALG3

Man5GlcNAc2-PP−Dol α 1-3 mannosyltransférase

[8]

CDG-Ig

ALG12

Dol-PP-GlcNAc2Man7 α 1-6 mannosyltransférase

[9]

CDG-Ih

ALG8

Dol-PP-Glc1Man9GlcNAc2- α 3-glucosyltransférase

[10]

CDG-Ii

ALG2

Man1GlcNAC2-PP-dolichyl mannosyltransférase

[11]

CDG-Ij

DPAGT1 (ALG7)

Dolichol phosphate N-acétylglucosamine-1-phosphate transférase

[12]

CDG-Ik

HMT1 (ALG1)

GlcNAc2-PP-dolichol β 1-4 mannosyl-transférase

[13]

CDG-Il

ALG9 ou DIBD1

α 1-2 mannosyl-transférase

[14]

CDG-IIa

MGAT2

α 6-D-mannoside β 1-2 N-acétylglucosaminyltransférase II

[15]

CDG-IId

β4GalT1

N−acétylglucosamine β 1-4 glactosyltransférase I

[16]

Déficit en glycosidase

CDG-IIb

GLS1

α 1-2 glucosidase

[17]


Tableau 2 Prévalence des différentes mutations sur le gène PMM2 identifiées en France chez les 53 familles atteintes de CDG-Ia.

Famille

Allèle 1

Allèle 2

Nucléotide

Acide aminé

Nucléotide

Acide aminé

1

c.415 G>A

E139K

c.422 G>A

R141H

2

c.415 G>A

E139K

c.422 G>A

R141H

3

c.415 G>A

E139K

c.422 G>A

R141H

4

c.415 G>A

E139K

c.422 G>A

R141H

5

c.415 G>A

E139K

c.422 G>A

R141H

6

c.415 G>A

E139K

c.255 G>A

Q85Q

7

c.415 G>A

E139K

c.255 +2 T>C

épissage

8

c.26 G>A

C9Y

c.422 G>A

R141H

9

c.26 G>A

C9Y

c.422 G>A

R141H

10

c.140 C>A/c.111 G>T

V44F/Q37H

c.422 G>A

R141H

11

c.193 G>T

D65Y

c.422 G>A

R141H

12

c.205 C>T

P69S

c.422 G>A

R141H

13

c.308 T>G

C103F

c.422 G>A

R141H

14

c.323 C>T

A108V

c.422 G>A

R141H

15

c.323 C>T

A108V

c.422 G>A

R141H

16

c.323 C>T

A108V

c.422 G>A

R141H

17

c.338 C>T

P113L

c.422 G>A

R141H

18

c.338 C>T

P113L

c.422 G>A

R141H

19

c.338 C>T

P113L

c.422 G>A

R141H

20

c.338 C>T

P113L

c.422 G>A

R141H

21

c.357 C>A.

F119L

c.422 G>A

R141H

22

c.357 C>A

F119L

c.422 G>A

R141H

23

c.357 C>A

F119L

c.422 G>A

R141H

24

c.385 G>A

V129M

c.422 G>A

R141H

25

c.391 C>G

P131A

c.422 G>A

R141H

26

c.395 T>C

I132T

c.422 G>A

R141H

27

c.395 T>C

I132T

c.422 G>A

R141H

28

c.458 T>C

I153T

c.422 G>A

R141H

29

c.640 G>A

G214S

c.422 G>A

R141H

30

c.677 C>G

T226S

c.422 G>A

R141H

31

c.691 G>A

V231M

c.422 G>A

R141H

32

c.691 G>A

V231M

c.422 G>A

R141H

33

c.691 G>A

V231M

c.422 G>A

R141H

34

c.710 C>T

T237M

c.422 G>A

R141H

35

c.710 C>G

T237R

c.422 G>A

R141H

36

c.722 G>C

C241S

c.422 G>A

R141H

37

c.722 G>C

C241S

c.422 G>A

R141H

38

c.340 -23A>G/c.741 +52C>T

épissage

c.422 G>A

R141H

39

c.53 G>C

T18S

c.255 +2 C>T

épissage

40

c.95 TA>GC

L32R

?

?

41

c.95 TA>GC

L32R

?

?

42

c.338 C>T

P113L

c.24 delC

décalage cadre lecture

43

c.338 C>T

P113L

c.590 A>C/c.394 A>T

E197A/I132F

44

c.357 C>A

F119L

c.368 G>A

R123Q

45

c368 G>A/c.324 G>A

R123Q/A108A

c.458 T>C

I153T

46

c.395 T>C

I132T

c.58 C>T/c.66 +1 G>T

P20S/épissage

47

c.395 T>C

I132T

c.368 G>A

R123Q

48

c.470 T>C

F157S

c.691 G>A

V231M

49

c.484 C>T

R162W

c.255 +1 G>A

épissage

50

c.531 G>C

Q177H

c.421 C>T

R141C

51

c.710 C>T

T237M

c.527 G>T

G176V

52

c.710 C>G

T237R

c.484 C>T

R162W

53

c.722 G>C

C241S

c.470 T>C

F157S


Tableau 3 Haplotype génétique observé sur 41 chromosomes CDG Ia (30 familles). Les allèles en gras représentent les allèles en déséquilibre de liaison avec une mutation. nd : non déterminé ; ni : non informatif ; Abs : Absence.

Famille

Mutation sur PMM2

D16S 513

D16S 768

D16S 406

(CA)n 12 538 882

(CA)n 12 466 423

(CA)n 12 457 635

D16S 3020

c.348-58_61 del ATG

c.447+19 T>C

c.447 +22 T>A

c.348 +96 G>C

D16S 404

D16S 407

6

E139K

193

127

189

112

155

130

76

Abs

C

T

G

124

161

1

E139K

193

127

189

112

155

130

76

Abs

C

T

G

124

165

2

E139K

193

127 ou 131

189

112

155

130

76

Abs

nd

nd

nd

124

nd

3

E139K

193

127

189

110 ou 112

155

130

76

Abs

C

T

G

126

157

4

E139K

193

127

189

112

155

130

76

Abs

C

T

G

124

159

5

E139K

185

127

189

112

155

130

76

Abs

ni

T

G

126

153

8

C9Y

185

127

195

108

153

134

nd

Abs

T

nd

C

nd

155

9

C9Y

nd

127

nd

108

153 ou 159

134

76

Abs

nd

nd

ni

nd

155

40

L32R

179

127

nd

108

155

136

80

Abs

T

T

nd

nd

nd

41

L32R

179

127

nd

108

155

ni

80

Abs

nd

T

nd

nd

nd

1

R141H

175

127

183

120

159

146

86

Abs

T

A

G

124

165

2

R141H

195

131 ou 127

187 ou 189

118

155

130

76

Abs

nd

nd

nd

124

nd

3

R141H

185

127

193

110 ou 112

157

128

84

Abs

T

A

G

128

165

4

R141H

171

127

183

112

155

130

86

Abs

T

A

G

128

161

5

R141H

183

131

185

118

159

130

76

Abs

ni

A

G

128

151

8

R141H

185

127

195

112

159

130

86

Abs

T

A

G

nd

153

28

R141H

185

nd

187 ou 189

118 ou 120

161

146 ou 148

86

Abs

T

A

G

124

151

9

R141H

nd

127

nd

118

153 ou 159

132

76

Abs

nd

nd

ni

nd

155

17

R141H

183

127

187

106

143

142

76

Abs

T

A

G

nd

151

10

R141H

181 ou 185

127

189

153 ou 159

136

78

Abs

T

A

G

nd

165

24

R141H

171 ou 193

nd

185

114

153 ou 159

130

86

Abs

nd

nd

G

120 ou 124

151 ou 163

11

R141H

193

nd

187 ou 193

114

159

130

76

Abs

nd

nd

nd

116 ou 120

151

36

R141H

185

127

189

114

157

130 ou 134

76 ou 86

nd

nd

nd

ni

nd

nd

13

R141H

183

131

195

112

157

130

86

Abs

T

A

G

120

nd

14

R141H

171 ou 185

127 ou 135

185 ou 189

114

159

130

86

Abs

ni

A

G

nd

nd

31

R141H

171 ou 193

127

185

114

163

136

76 ou 78

Abs

nd

nd

nd

nd

nd

35

R141H

181

135

189

114

157

130

86

Abs

T

A

G

nd

nd

21

R141H

183

135

189

114

159

130

86

Abs

T

ni

G

nd

nd

12

R141H

nd

nd

nd

104

155

136

nd

Abs

T

ni

G

nd

nd

22

R141H

171

127

189

112

153

130

86

Abs

T

ni

G

nd

nd

18

R141H

185

127

nd

108

153

136

86 ou 88

Abs

T

nd

nd

nd

nd

20

R141H

185 ou 193

131

nd

114

161

134

86

Abs

T

nd

nd

nd

nd

34

R141H

181

127

nd

114

157

130

86

Abs

T

nd

nd

nd

nd

42

P113L

171

127

nd

104

155

134

76

Abs

C

T

nd

nd

nd

17

P113L

187

129

183

112

155

138

90

Abs

T

T

G

nd

153

20

P113L

185 ou 193

131

nd

112

157

138

86 ou 88

Abs

T

nd

nd

nd

nd

43

P113L

185

131

nd

112 ou 116

155

138

88

Abs

nd

nd

nd

nd

21

F119L

193

127

187

108

153

136

76

Abs

T

ni

nd

nd

nd

22

F119L

187

135

189

108

153

132

80

Abs

T

ni

nd

nd

nd

34

T237M

171

135

nd

120

153 ou 155

128

84

Abs

T

nd

nd

nd

nd

50

T237M

171

131

nd

108

nd

136

76

Abs

T

T

nd

nd

nd

Le CDG-Ib

Le CDG-Ib, causé par un déficit en activité phosphomannose isomérase et des mutations sur le gène MPI, diffère cliniquement des autres CDG avec une présentation essentiellement hépatique et intestinale sans manifestations neurologiques et est probablement sous-diagnostiqué. Un syndrome associant diarrhées, entéropathie exsudative, hypoglycémie et fibrose hépatique avait été décrit chez 4 enfants dans la région du Lac Saint-Jean au Québec (Canada) et ressemblait au CDG-Ib [30]. Avec l’aide des cliniciens, nous avons pu obtenir des prélèvements sanguins de trois parents de deux de ces enfants et montrer la présence d’une activité PMI de type hétérozygote ainsi que la présence d’une même mutation c.884G>A (R295H) à l’état hétérozygote chez les trois parents. Cette mutation a également été retrouvée chez un patient français à l’état homozygote (tableau 4( Tableau 4 )). De plus, les trois parents partageaient un même haplotype au locus MPI retrouvé également chez le patient français indiquant un effet fondateur [31]. Ainsi, ce fameux syndrome clinique du Lac Saint-Jean est en fait le CDG-Ib, ce qui ouvre une voie thérapeutique par le mannose aux futurs patients canadiens.
Tableau 4 Récapitulatif des différentes mutations retrouvées chez les familles atteintes de CDG-I non Ia.

CDG-Ib (PMI)

Famille

Nombre de patients

Allèle 1

Allèle 2

1

1

c.304C>T (S102L)

c.413T>C (M138T)

2

1

c.764A>G (Y255C)

c.1193C>T (I399T)

3

1

c.884G>A (R295H)

c.884G>A (R295H)

4

1

c.884G>A (R295H)

c.884G>A (R295H)

5

1

c.884G>A (R295H)

c.884G>A (R295H)

6

1

c.466G>A (E156K)

c.delG281

CDG-Ic (ALG6)

Famille

Nombre de patients

Allèle 1

Allèle 2

1

1

c.1330_1332delCTT (ΔL444)

c.509G>T (S170I)

2

5

c.998C>T (A333V)

c.998C>T (A333V)

3

2

c.680G>A (G227E)

c.347-13 G>C

4

3

c. 171T>A (Y57X)

c.998C>T (A333V)

CDG-Ie (DPM1)

Famille

Nombre de patients

Allèle 1

Allèle 2

1

1

c.506A>G (N169S)

c.506A>G (N169S)

2

2

IVS4-5T>A (épissage)

c.373 -5T>A (épissage)

CDG-Ig (ALG12)

Famille

Nombre de patients

Allèle 1

Allèle 2

1

1

c.424T>G (F142V)

c.424T>G (F142V)

CDG-Ih (ALG8)

Famille

Nombre de patients

Allèle 1

Allèle 2

1

1

c.430delC

c.413insA

CDG-Ij (ALG7, DPAGT1)

Famille

Nombre de patients

Allèle 1

Allèle 2

1

2

c.890A>T (I297F)

c.162 -8G>A (épissage)

Les CDG-I non typés Ia ou Ib

Les patients atteints de CDG non-Ia-non-Ib peuvent être atteints d’autres CDG déjà décrits (CDG-Ic à Il) pour lesquels un typage biochimique n’est pas simplement accessible (substrat non disponible, utilisation des éléments radioactifs). Les CDG-I non-Ia non-Ib ne peuvent donc pas être typés par le dosage enzymatique simplement et doivent donc être envoyés dans des laboratoires référents situés dans différents pays. Pour avancer dans le typage, nous avons opté pour l’étude moléculaire au préalable, suivie d’un envoi pour dosage spécifique en cas de mutations potentiellement causales détectées : nous avons donc entrepris le séquençage systématique des gènes impliqués chez les patients CDG-I en attente de typage. Ceci nous a amenés à identifier 17 CDG-I non-Ia et non-Ib (10 CDG-Ic, 3 CDG-Ie, 1 CDG-Ig [9], 1 CDG-Ih [10] et 2 CDG-Ij, tableau 4). Nous avons également mis en évidence de nombreux polymorphismes qui sont alors recherchés par restriction dans une population témoin (n = 50) s’ils ne sont pas connus dans les banques de données : F304S (27 %) sur le gène ALG6 (CDGIc) qui avait été précédemment décrit comme une mutation causale [32], A229T (16 %) sur le gène MPDU1 (CDG If), I393V (8,2 %) sur le gène ALG12 (CDG Ig), S11P (10 %) et V367A (7,5 %) sur le gène ALG2 (CDG-Ii). D’autres substitutions identifiées à l’état hétérozygote n’ont pas été retrouvées chez les 50 témoins : N83S sur le gène ALG3 (CDG-Id) et T260I sur DPM1 (CDG-Ie). Leur causalité, si ces mutations étaient associées à une autre non détectée, reste posée et doit nous faire envisager une étude plus approfondie (niveau ARNm) et un dosage de l’activité enzymatique correspondante.

Étant donné que chacune des étapes de la synthèse des oligosaccharides liés au dolichol, précurseurs des chaînes glycanes, peut être impliquée dans un type de CDG, nous anticipons et nous nous proposons de repérer les gènes potentiellement en cause dans les futurs types de CDG-I, en particulier le gène ALG11 (α 1-2 mannosyl-transférase). Nous avons obtenu le gène humain ALG11 par alignement de séquences disponibles dans les banques sur un motif protéique conservé inter-espèces, il comporte 4 exons et est situé sur le chromosome 13 en 13q14.3.

Conclusion

Au total, sur les 104 patients CDG étudiés dans notre laboratoire, 9 restent non typés (soit 10 %), de nombreux gènes impliqués dans la glycosylation restant à identifier. Dans le CDG-Ia, les prochains enjeux seront de comprendre les relations phénotype/génotype et d’identifier d’éventuels gènes modificateurs.

Références

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