Compréhension du determinisme de la qualité des huiles du tournesol face aux nouvelles attentes.

ARTICLE

Auteur(s) : Monique Berger¹, Alicia Ayerdi-Gotor², Ahmad Sarrafi³, Pierre Maury⁴, Jean Daydé¹, Anne Calmon⁵

¹UMR Inra/EIP 1054-université de Toulouse, École d'ingénieurs de Purpan, Laboratoire d'agrophysiologie, 75, voie du TOEC, BP 57611, 31076 Toulouse cedex 03 France
²Institut polytechnique LaSalle Beauvais, 19, rue Pierre-Waguet, BP 30313, 60026 Beauvais cedex, France
³INP-Ensat, IFR 40, Laboratoire de symbiose et pathologie des plantes (SP2), 18, chemin de Borde-Rouge, 31326 Castanet Tolosan, France
⁴Université de Toulouse, INPT, UMR AGIR, ENSAT, 31320 Castanet Tolosan, France
⁵UPSP/DGER 115-université de Toulouse, École d'ingénieurs de Purpan, Laboratoire d'agrophysiologie, 75, voie du TOEC, BP 57611, 31076 Toulouse cedex 03, France

Le tournesol est essentiellement cultivé pour son huile, bien qu'une petite partie des graines soit directement consommée en alimentation humaine ou animale. Les graines, ou akènes, du tournesol contiennent de l'ordre de 45 % d'huile, essentiellement utilisée en alimentation humaine mais aussi dans l'industrie, particulièrement pour la production de biocarburants. Après les pays de l'ex-URSS, la France et l'Espagne en sont les principaux consommateurs. L'huile de tournesol contient 98 % d'acides gras et une fraction dite « insaponifiable » composée majoritairement de tocophérols (vitamine E) et de phytostérols.

Seule ou combinée à d'autres, c'est une huile capable de répondre à de nombreuses exigences du secteur de l'agroalimentaire. Elle est le plus souvent utilisée comme huile de table pure ou en mélange et pour la fabrication d'assaisonnements, de sauces, de margarines où sa composition permet de limiter l'usage de l'hydrogénation, génératrice d'acides gras trans. Sa teneur élevée en tocophérols et en phytostérols apporte un argument santé supplémentaire.

Elle est composée en moyenne de 67 % d'acide linoléique (C18:2), 20 % d'acide oléique (C18:1), 7 % d'acide palmitique (C16:0) et 5 % d'acide stéarique (C18:0), le reste (acides gras mineurs) étant surtout constitué d'acides gras saturés à longue chaîne : acides arachidique (C20:0) ; béhénique (C22:0) et lignocérique (C24:0) (Salas et al., 2005 ; Zheljazkov et al., 2009). Cependant, de nombreux travaux ont montré qu'il était possible de modifier le profil des acides gras et des composés mineurs en utilisant des mutations dans un petit nombre de gènes (Skoric et al., 2008).

Acides gras

La synthèse des acides gras est initiée à partir de l'acétyl-CoA, précurseur des groupes acétyle constitutifs de la chaîne (figure 1). Celui-ci est transformé en malonyl-CoA par l'acétyl-CoA carboxylase (ACC), transféré sur un cofacteur protéique (ACP ou acyl carrier protein) et utilisé par les 3-kétoacyl ACP synthases (KASI, II et III) pour l'allongement de la chaîne. Les carbones sont ainsi ajoutés deux par deux, sous la forme de groupe acétyle, pour obtenir un complexe palmitoyl (C16:0)-ACP ou stéaroyl (C18:0)-ACP. À ce stade, ce composé peut être désaturé entre le neuvième et le dixième carbone par une acyldésaturase (AAD1) spécifique, la ∆⁹ stéaroyl-ACP désaturase, ce qui produira un oléoyl (C18:1)-ACP.

Les complexes sont alors hydrolysés par des fatty acyl thioesterases (FATA ou FATB) qui libèrent les acides gras. Chez le tournesol, trois acides gras (palmitique, stéarique et oléique) sont produits au niveau des plastes. Ils sont ensuite exportés sous forme acyl-CoA vers le cytoplasme où a eu lieu la synthèse des G3P. La première étape de la formation des triacylglycérides est catalysée sur la membrane du réticulum endoplasmique par la glycérol phosphate acyl transférase (GPAT) : un acide gras est transféré en position sn-1 sur le G3P, donnant l'acide lysophosphatidique (LPA), puis un second acide gras est transféré en position sn-2. Chez les plantes, la lysophosphatidic acid acyl transferase (LPAAT) a une plus grande affinité pour les chaînes insaturées, c'est donc l'acide oléique qui prend cette position. Une phosphatase génère le diacylglycérol (DAG) et celui-ci peut i) produire le TAG si un troisième acide gras est placé en position sn-3 par la diacylglycerol acyltransferase (DGAT), ou ii) être transformé en phosphatidylcholine (PC) si une choline est placée en sn-3 par la choline phosphotransférase (CPT).

Au niveau de la membrane du réticulum, l'acide oléique placé en sn-2 sur une PC peut subir une nouvelle désaturation par une enzyme membranaire, la FAD2, qui génère un oméga-6 linoléoyl-PC (C18:2). Par la suite, la choline peut être enlevée pour générer un DAG, puis un TAG.

Les acyl-CoA libres dans le réticulum endoplasmique peuvent être allongés pour former des acides gras à très longue chaîne (plus de 18 carbones). Cette réaction est limitée chez le tournesol, contrairement aux brassicacées. Le complexe enzymatique mis en jeu est constitué d'enzymes membranaires appelées fatty acid elongases (FAE) (Salas et al., 2005).

Les triacylglycérols sont stockés dans les corps lipidiques, formés par extension de la paroi du réticulum endoplasmique. Ces derniers sont maintenant considérés comme des organites à part entière : les oléosomes (Murphy, 2005 ; Shimada et Hara-Nishimura, 2010 ; Frandsen et al., 2001 ; Baud et Lepiniec, 2010).

Les oléosomes sont observables dans les embryons très tôt, six à sept jours après la fécondation, la synthèse et l'accumulation de lipides peuvent se poursuivre jusqu'à la fin de la croissance de l'embryon (Mantese et al., 2006). Le pic de la lipogenèse a lieu environ trois semaines après la floraison (Lagravere et al., 2004). Chez les variétés à plus faible teneur en huile, l'accumulation de l'huile cesse précocement (Mantese et al., 2006).

Facteurs de variation de la teneur en huile

Variabilité des profils

La mutation oléique dominante, obtenue dans la population Pervenets par Soldatov en 1976, est une mutation supprimant l'activité FAD2 suite à une duplication du gène qui produit un phénomène de silencing (Lacombe et al., 2009), cependant une activité subsiste puisque les tournesols high oléiques (HO) synthétisent toujours au moins 5 % d'acide linoléique (Lagravere et al., 2004). En fait, l'activité FAD2 chez le tournesol est assurée par une famille d'au moins trois gènes dont un seul, spécifiquement exprimé dans la graine, est inhibé par la mutation Pervenets. Cette mutation dominante s'exprime uniquement dans la graine et semble fortement modulée par le fond génétique. Ainsi, en combinant sélection et pratique culturale, les variétés portant la mutation peuvent produire de 70 à plus de 90 % d'acide oléique (Izquierdo et Aguirrezabal, 2008).

Pour les besoins de l'industrie, la production de tournesol présentant d'autres profils est aussi étudiée (Perez-Vich et al., 2002a ; Perez-Vich et al., 2002b ; Salas et al., 2007). On peut ainsi trouver des mutants produisant jusqu'à 37 % d'acide stéarique (Fernandez-Moya et al., 2002) ou 30 à 35 % d'acide palmitique (Serrano-Vega et al., 2005). Les phénotypes high stéariques sont dus à la combinaison de deux modifications d'activité enzymatique : une réduction ou une inhibition de l'activité, la ∆⁹-stéaroyl-ACP désaturase accompagnée d'une augmentation de l'activité (FATB) qui libère les acides gras de leur transporteur protéique (Cantisan et al., 1999). Une réduction de l'activité KASII liée à une augmentation de l'activité FATB est impliquée dans les phénotypes high palmitique (Serrano-Vega et al., 2005). La combinaison des deux caractères « high » oléique et stéarique serait d'un grand intérêt pour l'industrie en produisant des lignées à forte teneur en acides gras saturés, autres que l'acide palmitique soupçonné d'avoir une action néfaste sur la santé. Actuellement, malgré une corrélation génétique négative (Perez-Vich et al., 2002a), les meilleures combinaisons de mutants sont arrivées à un profil 25 % stéarique/62 % oléique (Pleite et al., 2006). Enfin, plusieurs mutations auraient permis d'obtenir des lignées présentant jusqu'à 80 % d'acide linoléique (Skoric et al., 2008). La modification des teneurs en acides gras à longues chaînes semble plus difficile : chez le tournesol, les FAE sont fortement rétro-inhibées par leur substrat (Salas et al., 2005).

Influence de l'environnement sur les profils d'acide gras

L'étude de lignées recombinantes issues d'un croisement entre deux lignées classiques et présentant une forte transgression pour les profils d'acides gras a permis de mettre en évidence des QTL spécifiques aux situations environnementales (stress hydrique vs irrigué) ou communs aux différentes conditions de culture (Ebrahimi et al., 2008).

Composés mineurs

Tocophérols

Biosynthèse

Cette catalyse est assurée par une homogentisate phytyltransférase (HPT), la fonction HGGT peut être assurée par la même enzyme, bien que la fonction spécifique ait été isolée chez certains végétaux (Falk et Munne-Bosch, 2010). On obtient alors le 2-méthyl-6-phytylbenzoquinone (MPBQ), précurseur commun des quatre formes α, β, γ et δ. Il peut subir une méthylation supplémentaire en R2 et donne alors 2,3-diméthyl-6-phytylplastoquinol (DMPBQ), et la synthèse des tocophérols est alors divisée en deux voies : ces composés seront à l'origine soit du δ- (précurseur MPBQ), soit du γ- (précurseur DMPBQ) tocophérol. Ces formes δ ou γ peuvent alors être à nouveau méthylées en position R1 (par la γ-méthyltransférase) pour donner respectivement les formes β ou α. Cette dernière est finalement la forme la plus hautement méthylée (DellaPenna et Pogson, 2006) (figure 3).

Très probablement, les γ- et les δ-tocophérols sont synthétisés via la même cyclase (VTE1). Parallèlement, la méthylation finale qui donne les formes α et β- tocophérols pourrait être catalysée par là même tocophérol méthyl transférase (VTE4) (Hofius et Sonnewald, 2003 ; DellaPenna et Pogson, 2006).

Intérêt pour la santé

Rôle dans la plante

La production des autres tocochromanols a surtout lieu lors de la différenciation des oléosomes (Fisk et al., 2006). Le γ-tocophérol semble particulièrement impliqué dans la tolérance au stress osmotique et à la dessiccation, ce qui explique sa grande importance dans la plupart des fruits et des graines. De même, les tocotriénols ne sont présents que dans les graines, ils pourraient avoir un rôle différent des tocophérols. Ces deux catégories de tocochromanols ne sont pas localisées au même endroit dans l'embryon et pourraient le protéger contre l'oxydation des lipides de réserve et maintenir sa viabilité lors de la dessication (Falk et Munne-Bosch, 2010).

Variation de la teneur dans l'huile

Quelles que soient les espèces, on trouve une part significative de variation due à des effets environnementaux. Ainsi, l'effet du lieu de culture s'est montré significatif sur le colza (Marwede et al., 2004), sur l'avoine et l'orge (Peterson et Qureshi, 1993), sur le soja (Dolde et al., 1999) et sur le tournesol (Velasco et al., 2002). Une augmentation de la température entraîne une diminution des tocophérols libres, chez le soja (Dolde et al., 1999) ou chez le tournesol (Izquierdo et al., 2007). Mais d'autres auteurs montrent plutôt une augmentation en cas de stress, qu'il soit thermique ou hydrique, cette variation ne touchant en fait que l'α-tocophérol et cet effet serait dépendant de la variété (Britz et Kremer, 2002). La teneur en tocophérols diminue avec un stockage prolongé des graines lié à une réduction de leur viabilité (Tammela et al., 2005 ; Zacheo et al., 2000 ; Lampart-Szczapa et al., 2003). La teneur en tocophérols diminue d'autant plus rapidement que la graine est décortiquée ou endommagée (Zacheo et al., 2000 ; Wagner et al., 2003).

La variabilité génétique des teneurs et des compositions en tocophérols a été démontrée chez de nombreuses espèces cultivées : colza, soja, avoine, blé, maïs, riz (Dolde et al., 1999 ; Kurilich et al., 1999 ; Goffman et Becker, 2002 ; Velasco et al., 2002 ; Bergman et Xu, 2003 ; Hampshire, 1993). Une étude multilocale (13 départements en France) et pluriannuelle (de 2002 à 2004) sur quatre génotypes (Aurasol^®, All-star RM, Melody et Prodisol) a montré un effet génotypique significatif : Prodisol, avec une teneur moyenne en tocophérols totaux de 804,8 mg/kg d'huile est significativement plus riche que Melody (664,8 mg/kg). Les fortes chaleurs de l'année 2003 ont par ailleurs entraîné une diminution significative de la teneur en tocophérols totaux chez les quatre variétés (Ayerdi-Gotor, 2008). Une étude par croisements de type top cross de sept lignées mâles croisées par sept lignées femelles a montré, après culture des 47 hybrides F1 sur deux années (2005 et 2006) sur six lieux en France, que la teneur en tocophérols était héritable. La décomposition de la variance indique la présence principalement de variance additive (forte aptitude générale à la combinaison) conduisant à une héritabilité au sens étroit plutôt élevée (h² = 0,62), ce qui permet la mise en place de programme de sélection précoce (Ayerdi-Gotor et al., 2008a). Chez le brocoli et le maïs doux, la part de variation de la teneur en tocophérol due aux effets génotypiques représente plus de 50 % de la variance phénotypique (Ibrahim et Juvik, 2009). Quelques QTL relativement forts (R² ≈ 10 %) ont été mis en évidence pour les α- et les γ-tocophérols chez le soja (Li et al., 2010).

Tableau 1 Teneur (mg/kg d'huile) et composition (%) en tocophérols dans les principales huiles végétales.

Variation de profil

L'augmentation de la teneur en tocophérols, et plus particulièrement de la forme α-tocophérol, reste possible avec la surexpression des activités VTE2 et VTE4 qui permettent de diminuer la teneur des autres formes tocophérols (DellaPenna et Pogson, 2006). La teneur totale dans les graines chez arabidopis peut être multipliée par plus de dix (Collakova et DellaPenna, 2003), des résultats du même type ont été obtenus chez le soja en utilisant cette double mutation, combinée à une surexpression de la synthèse de la tête chromanol et de la GGPD réductase (figure 3). Cependant, plus de 90 % des tocochomanols accumulés sont des tocotriénols (Karunanandaa et al., 2005).

Phytostérols

Les principaux phytostérols des plantes sont le β-sitostérol, le stigmastérol et le campestérol (figure 4). Les champignons produisent presqu'exclusivement un composé qui leur est spécifique : l'ergostérol. Ces composés sont les équivalents du cholestérol des vertébrés. Chez le tournesol, le β-sitostérol, largement majoritaire, représente environ 60 % des phytostérols totaux (Phillips et al., 2002). Les stérols se trouvent aussi sous forme conjuguée. Le radical hydroxyl présent en C3 peut être la cible de plusieurs transformations : une estérification, souvent par l'acide oléique ou palmitique, donnera un stéryl ester (SE) ; une glycoslysation produira un stéryl glucoside (SG). En général, le sucre est un glucose, et il peut aussi être acylé en C6’ pour donner un acyl SG (ASG).

Dans l'huile, la forme libre est la plus fréquemment rencontrée. Elle contient environ 60 % des stérols sous forme libre et le reste est sous forme estérifiée (Phillips et al., 2002). Les phytostérols sont appelés stanols lorsqu'ils sont hydrogénés, ils sont à l'état de traces dans les plantes, les oléagineux et les huiles végétales et en quantités plus importantes lors de la transformation d'un produit pour un usage commercial (Moreau et al., 2002).

Biosynthèse

Le mévalonate permet de produire le farnesyl diphosphate qui est ensuite condensé en une molécule de squalène. Puis, grâce à une époxidase (squalène epoxydase [SQE]), le squalène est transformé en 2,3 oxydosqualène (figure 5). La méthylation du cycloarténol sur le carbone 24, catalysée par la SMT1, est spécifique des végétaux et marque l'entrée dans la voie des phytostérols. Par l'intermédiaire de l'obtusifoliol, le 24-métylène lophénol est produit. S'il est méthylé une seconde fois en C24 par un stérol méthylase spécifique (SMT2), il donnera les éthyl stérols dont font partie le β-sitostérol et le stigmastérol, sinon, les mêmes enzymes produiront les méthyl stérols, dont le campestérol, point d'entrée dans le métabolisme des brassinostéroïdes (Piironen et al., 2000a ; Schaller, 2004 ; Schaller, 2003 ; Boutte et Grebe, 2009).

L'un des facteurs limitants de l'accumulation des phytostérols est la synthèse du mévalonate : celui-ci dépend de l'activité 3-hydroxy-3-méthylglutaryl coenzyme A réductase 1 (HMGR1), et lorsque cette enzyme est sur activée, l'accumulation des phytostérols peut être multipliée par deux ou trois (Harker et al., 2003 ; Schaller, 2003 ; Hey et al., 2006).

Intérêt pour la santé

Rôle dans la plante

Cependant, leur rôle serait plus actif qu'on ne le pensait initialement : leur implication dans les régulations hormonales est très étudiée, aussi bien en tant que précurseurs des brassinostéroïdes (Schaller, 2003), que directement au niveau de l'organisation de la membrane cellulaire, en tant que médiateurs de l'interaction entre les protéines et les lipides membranaires (Schaller, 2003).

Les stérols des champignons et des animaux sont impliqués, au côté des sphingolipides et des protéines spécifiques, dans l'organisation de microdomaines membranaires appelés rafts (Eggeling et al., 2009). Ces microdomaines sont moins bien caractérisés chez les plantes, mais leur existence ou des systèmes équivalents sont actuellement étudiés (Zappel et Panstruga, 2008). Par ce biais, on pourrait mieux comprendre la forte implication des phytostérols dans le transport de l'auxine, la polarisation des cellules, l'endocytose et la communication intercellulaire (Boutte et Grebe, 2009). Les phytostérols jouent également un rôle déterminant dans la division et la différenciation cellulaire et plus particulièrement dans la régulation du développement embryonnaire ainsi que dans la fertilité en facilitant la germination du tube pollinique (Clouse, 2000). Les variations de teneurs en phytostérols pourraient être corrélées avec l'adaptation des plantes aux variations de température (Palta et al., 1993).

Les stérols se trouvent en faibles quantités dans le réticulum endoplasmique, le tonoplaste, les membranes mitochondriales et dans les chloroplastes. Ils ne sont pas présents dans les membranes des thylacoïdes (Hartmann, 1998). Les SE, présents en grande quantité dans les organes de réserve, sont impliqués dans le stockage des stérols et la régulation de leur teneur dans les membranes. La phospholipid stérol acyl tranférase responsable de cette estérification (PSAT) est fortement stimulée par la présence de stérols libres (Banas et al., 2005). Le rôle des SG est probablement plus complexe. La fonction de ces glycoconjugués est encore mal connue. Ils pourraient avoir un rôle spécifique au niveau membranaire (Grille et al., 2010). Par exemple, le sitostérol SG serait l'initiateur de la synthèse de la cellulose chez le coton (Peng et al., 2002). On sait peu de choses sur leur rôle dans les graines. Récemment, on a montré que la fraction de stérols estérifiés diminuait durant la maturation de la graine pour s'établir à moins de 20 % à 90 jours après floraison (Zlatanov et al., 2009).

Variations de la teneur dans l'huile

L'effet environnemental affecte significativement l'accumulation des stérols dans la graine, cependant l'effet du lieu de culture est beaucoup moins important que sur les tocophérols (Vlahakis et Hazebroek, 2000 ; Hamama et al., 2003 ; Zangenberg et al., 2004), voire inexistant sur une culture multilocale d'avoine (Maatta et al., 1999). D'après Vlahakis et Hazebroek (2000), la teneur totale en phytostérols augmente avec la température durant la maturation de la graine sur du soja. La teneur en phytostérols totaux apparaît significativement augmentée par les fortes températures chez certains hybrides de tournesol (Ayerdi-Gotor et al., 2008b). Au contraire, sur du seigle, elle diminue si les températures sont élevées (Zangenberg et al., 2004). Pendant la maturation des akènes, la cinétique d'accumulation varie selon les différentes formes de phytostérols. Pour le ∆⁷-avénastérol, l'accumulation se réalise pendant toute la phase de maturation, tandis que pour le campestérol et le stigmastérol, le maximum est atteint avant le 26^e jour après floraison et reste stable ou diminue légèrement, pendant la maturation de l'akène (Ayerdi-Gotor et al., 2008b). Une étude biannuelle portant sur la comparaison de trois hybrides de tournesol (Santiago, Proléic 204 et Ichraqles) montre que la date de semis influe sur le remplissage de l'akène, mais également qu'un apport en eau entraîne une diminution de la teneur en phytostérols (Roche et al., 2006).

L'étude de la cinétique d'accumulation des phytostérols en condition normale de culture sur quatre variétés hybrides, en 2002 et 2003, montre que relativement à la matière sèche de la graine, la teneur finale de l'huile en phytostérols totaux est atteinte dès la troisième semaine après floraison, ce qui correspond au maximum d'accumulation des acides gras. Une étude récente a montré que 25 % des phytostérols semblent provenir de la coque (Roche et al., 2010). Chez le colza, l'étude d'une population d'haploïdes doublés a mis en évidence trois QTL expliquant 60 % de la variance de la teneur totale en phytostérols. Le profil étant peu affecté par ces QTL, ils pourraient plutôt concerner les activités HMGR et SMT1 (figure 5). La corrélation inverse entre les teneurs en acide érucique et en phytostérols pourrait indiquer une compétition entre les FAE et la voie du mévalonate pour l'acétyl-CoA dont la teneur serait limitante dans le réticulum endoplasmique (Amar et al., 2008). Il existe des différences entre les hybrides pour la teneur en phytostérols chez le tournesol, mais l'étude d'un top cross entre sept lignées mâles et sept lignées femelles n'a pas montré de forts effets additifs (Ayerdi-Gotor, 2008).

Tableau 2 Teneur et composition en phytostérols (g/100 g d'huile) dans les principales huiles végétales.

Variation des profils

Extraction et quantification de l'huile et analyse

Après extraction de l'huile, les teneurs et les compositions des tocophérols peuvent être déterminées par chromatographie liquide haute performance (HPLC) selon la norme ISO 9936 (EC, 1997), tandis que les teneurs et compositions des acides gras et des phytostérols, après dérivatisation, sont déterminées par chromatographie en phase gazeuse (CPG) NF EN ISO 5508 (EC, 1995) et ISO 12228 (EC, 1999). Ces méthodes de référence sont plutôt longues et coûteuses, elles utilisent des produits chimiques dangereux (hexane) et requièrent du personnel qualifié. Elles sont donc difficiles à concilier avec les besoins des programmes de sélection qui nécessitent un outil analytique rapide, fiable et facile à mettre en œuvre pour sélectionner des lignées et des hybrides en grande quantité.

La spectrométrie proche infrarouge (SPIR) peut répondre en partie à cette demande. Elle est utilisée pour déterminer différents paramètres sur une grande variété de matrices de graines ou d'huiles végétales à partir de la discrimination de certaines bandes d'absorption (Hourant et al., 2000). Il est ainsi possible d'estimer les taux d'humidité, la teneur en huile, les taux de protéines et de composition en acides gras par SPIR sur des graines de sésame (Sato et al., 2004 ; Sato et al., 2003) ; le profil d'acides gras sur graines entières de colza (Sato et al., 1998) ou sur des olives entières (Leon et al., 2003). Malgré la lourdeur de la phase d'étalonnage, l'analyse SPIR permet des analyses simultanées sur plusieurs composés, avec une grande rapidité, une faible quantité de produit et un coût analytique faible. Cette technique peut être utilisée en laboratoire ou comme système embarqué. L'importance du développement d'hybrides de tournesol à haute teneur en acide oléique a impulsé, ces dernières années, de nombreuses études pour évaluer la capacité de la SPIR à prédire la composition en acides gras.

Les mesures sur tournesol posent cependant un problème particulier en raison de l'interférence de la coque noire de l'akène avec les infrarouges. De nombreux travaux se sont penchés sur cette question : akène entier non décortiqué, akène entier décortiqué, akènes broyés ou huile (Sato et al., 1995 ; Perez-Vich et al., 1998 ; Velasco et al., 1999 ; Velasco et al., 2004b ; Moschner et Biskupek-Korell, 2006 ; Ayerdi-Gotor et al., 2008c). Les résultats montrent que l'outil SPIR permet de prédire avec un coefficient de détermination supérieur à 98 % les teneurs en acide oléique et en acide linoléique pour toutes les matrices excepté sur la graine intacte. La prédiction des autres acides gras tels que l'acide palmitique et l'acide stéarique est obtenue avec une précision moindre (R² = 80 %), car la gamme de variabilité des teneurs est plus étroite pour ces deux composés. Un meilleur coefficient de détermination sur une graine entière (R² = 88 %) a été obtenu par la création d'hybrides mutants enrichis en acide stéarique (Velasco et al., 2004a). La précision des équations de calibration dépend de la matrice de l'échantillon et des méthodes de référence. Les travaux de Perez-Vich et al. (1998), sur l'évaluation du profil d'acides gras, ont montré une diminution des valeurs de prédiction en fonction de la matrice utilisée (huile, graines entières ou broyées de tournesol) ; la meilleure prédiction étant celle réalisée sur des graines broyées. Ces travaux confirment l'importance de la nature de la matrice. Cependant, dans le cas du tournesol, la détermination sur une matrice d'akènes broyés ne répond pas complètement aux besoins des programmes de sélection du tournesol (un akène broyé ne peut plus être utilisé dans un programme de croisement). C'est pourquoi des équations de prédiction des teneurs en acides gras sur akène isolé entier décortiqué ont été développées (Ayerdi-Gotor et al., 2008). Les validations croisées ont montré une bonne capacité de prédiction, avec un avantage logique pour les acides gras les plus abondants (acide linoléique : R² = 0,970, acide oléique : R² = 0,969 ; acide palmitique : R² = 0,782 et acide stéarique : R² = 0,329).

L'analyse des composés mineurs par SPIR est un sujet moins exploré dans la littérature. Pour l'analyse des tocophérols, des travaux sur la luzerne (Gonzalez-Martin et al., 2006) et sur des huiles végétales (Szlyk et al., 2005) montrent des coefficients de détermination très élevés (R² = 0,99). L'analyse de la partie stérolique dans l'huile d'olive a été déterminée par spectrométrie de Raman à transformée de Fourier et montre que certaines bandes des composants (β-carotène, lutéine) peuvent être facilement identifiées (Baeten et al., 2001). Les travaux de Calmon et al. (2009) montrent que l'on est très probablement à la limite actuelle de la capacité de la spectrométrie proche infrarouge pour doser sans extraction les constituants mineurs de l'akène de tournesol. Les validations croisées ont montré que les tocophérols totaux exprimés en mg/kg d'huile (R² = 0,60) et les phystostérols totaux exprimés en mg/100 g de matière sèche (R² = 0,61) n'étaient pas encore « mesurables » avec une grande précision. Les tocophérols et les phytostérols ont une teneur inférieure à 3 % de la matière sèche, et il est difficile qu'ils soient prédits en toute sécurité. Cependant, la spectroscopie proche infrarouge donne la possibilité d'obtenir un classement par groupe des teneurs en tocophérols et en phytostérols utilisables en sélection (Ayerdi-Gotor, 2008). L'amélioration des équations de prédiction peut être envisagée en améliorant les résultats analytiques concernant les phytostérols en employant la spectrométrie de masse pour caractériser les phytostérols libres des stérols conjugués.

Conclusion

Références

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