ARTICLE
Auteur(s) : Luis Javier Lopez-Giraldo1,
Mickaël Laguerre1, Jérôme Lecomte1,
Maria-Cruz Figueroa-Espinoza1,2, Michel
Pina1, Pierre
Villeneuve1
1UMR IATE Laboratoire de Lipotechnie, CIRAD, TA
B-62/16, 73 avenue Jean François Breton, 34398 Montpellier cedex 5,
France
2IRC Montpellier Sup Agro, 1101 Av. Agropolis-CS24501,
34093 Montpellier cedex 5, France
Article reçu le 12 Novembre 2006, accepté le 12 Decembre
2006
Introduction
L’oxydation constitue probablement l’un des paramètres majeurs à
l’origine de l’altération des produits alimentaires et cosmétiques.
Les dégradations oxydatives qui en résultent affectent les qualités
nutritionnelles et sensorielles des produits et peuvent avoir des
répercussions sur la santé du consommateur. Dans ce contexte,
différents moyens de prévention sont disponibles pour limiter ces
phénomènes. Parmi eux, la valorisation d’antioxydants d’origine
végétale à des fins alimentaires, cosmétiques ou pharmaceutiques
représente un enjeu majeur pour la recherche et l’industrie. En
effet, leur utilisation en tant que conservateurs naturels pourrait
constituer une alternative attractive aux antioxydants synthétiques
qui souffrent d’une moindre acceptation par le consommateur.
Parmi les antioxydants naturels, les composés phénoliques, et
plus particulièrement les acides phénoliques et les flavonoïdes,
suscitent un intérêt grandissant. Cependant, la mise en œuvre de
ces molécules polaires dans les matrices lipidiques ou les
formulations de type émulsions est délicate et peut s’accompagner
d’une diminution de leur efficacité à protéger les lipides contre
l’oxydation. Pour contourner ce problème, l’une des stratégies
consiste à diminuer considérablement la polarité de ces molécules
par le greffage de chaînes aliphatiques grasses, afin d’ajuster
leur positionnement dans les matrices alimentaires ou cosmétiques.
Le résultat attendu est une facilité d’incorporation accrue et une
amélioration significative de leur action antioxydante. Il est en
effet postulé que de telles modifications de la balance
hydrophile/lipophile permettraient d’obtenir de nouvelles molécules
bioactives dont les propriétés biologiques seraient améliorées par
rapport aux molécules initiales.
Ces réactions, dites de lipophilisation, sont en général
effectuées par des procédés biocatalysés mettant en œuvre plus
particulièrement des lipases (E.C. 3.1.1.3. triacylglycérol ester
hydrolases). Ces dernières sont utilisées dans différents domaines
comme l’industrie des détergents (nettoyage des taches de gras,
traitements des eaux usées), du papier (hydrolyse des résines
pouvant s’accumuler sur les équipements et entraîner une
détérioration du papier) et du cuir (dégraissage des peaux,
remplacement des solvants organiques). Les lipases sont aussi
largement employées dans les domaines des arômes et de la chimie
fine, dans l’industrie pharmaceutique pour la résolution de
mélanges racémiques et finalement, dans l’industrie des huiles et
graisses alimentaires où ces enzymes ont démontré qu’elles étaient
une alternative aux catalyseurs chimiques pour la production de
nouveaux produits aux propriétés physico-chimiques et aux qualités
nutritionnelles améliorées (biofaçonnement des huiles et corps
gras). Leur principal avantage, par rapport aux catalyseurs
chimiques classiques, réside dans leur plus grande spécificité
vis-à-vis du substrat et leur mise en œuvre dans des conditions
réactionnelles modérées (température, pression). De plus, le
maintien de leur activité dans les solvants organiques élargit
considérablement leur champ d’application [1]. Concernant le
biofaçonnement des corps gras, il s’agit d’opérations de
restructuration de ces matières premières, pour lesquelles la
régiosélectivité ou la typosélectivité (préférence pour un type
d’acides gras particulier) rend possible la production de
triacylglycérols spécifiques présentant une composition et une
distribution en acides gras prédéterminée. Ainsi, les lipases sont
utilisées dans la production d’équivalents de beurre de cacao [2],
de graisses à basses calories [3] ou de substituts lipidiques de
lait maternel [4]. Des procédés similaires ont également été
décrits pour la synthèse de glycérides partiels ou de concentrés
d’acides gras. Un grand nombre de revues a d’ailleurs été publié
[5-9]. Enfin, dans le secteur alimentaire, ces enzymes sont
employées pour la synthèse d’émulsifiants de type esters de
glucides, connus sous le vocable de sucro-esters. Dans cet article
seront décrits et discutés plus particulièrement certains des
résultats récents publiés sur l’utilisation spécifique des lipases
pour lipophiliser des molécules bioactives telles que les dérivés
phénoliques. Nous détaillerons également les nouvelles propriétés
antioxydantes de ces composés obtenus par modulation de leur
balance hydrophile/lipophile.
Stratégies de synthèse pour les réactions de lipophilisation
biocatalysée par des lipases
La lipophilisation enzymatique telle que décrite dans cet article
correspond au greffage d’une chaîne grasse (acide, amine ou alcool
gras) sur une molécule hydrophile de type sucre, acide aminé ou
dérivé phénolique. Dans ce type de réactions, cependant,
l’association de deux substrats de polarité très différentes
(lipophile/hydrophile) constitue la principale difficulté à
surmonter pour garantir une cinétique et un rendement satisfaisants
lors de la biocatalyse [10]. Plusieurs paramètres clés doivent
alors être considérés. En tout premier lieu, la nature du milieu
organique choisi est primordiale. Bien entendu, la stratégie la
plus intéressante consiste à réaliser la réaction en milieu fondu,
c’est-à-dire en absence de solvant. Cependant, lorsque cela n’est
pas possible, le choix d’un solvant adéquat s’avère crucial. Ce
dernier doit être inerte vis-à-vis de l’enzyme et ne pas altérer
son activité. Ceci est généralement le cas pour les solvants
possédant une valeur de log P supérieure à 3, comme l’hexane ou
l’heptane par exemple (tableau 1)
; la valeur de log P correspondant au coefficient de
partition d’un solvant entre l’eau et l’octanol. Ces solvants sont
couramment utilisés dans des réactions de type biofaçonnement des
huiles et des graisses, catalysées par des lipases. Or, de manière
générale, il n’existe pas de milieu approprié aux réactions qui
mettent en jeu des substrats dont les polarités diffèrent
radicalement. Le meilleur exemple pour illustrer cette difficulté
est probablement la synthèse enzymatique de sucro-esters
aliphatiques pour laquelle une molécule hydrophile (glucide) doit
être combinée à une molécule lipophile (acide gras). Dans ce cas,
les solvants possédant une valeur de log P supérieure à 3 ne
conviennent pas dans la mesure où la solubilité du glucide dans ce
milieu est très faible, voire nulle. Les solvants avec de faibles
valeurs de log P peuvent être employés et plusieurs exemples sont
trouvés dans la littérature avec l’acétonitrile [11, 12], le
tert-butanol [13, 14], le 2-méthyl-2-butanol [15-17] et
l’éthylméthyl cétone [18]. Un bon contact entre les deux substrats
doit être recherché et le solvant sélectionné doit pouvoir les
solubiliser, tout du moins partiellement. C’est pourquoi les
milieux présentant une polarité intermédiaire sont fréquemment
choisis. À cet égard, les alcools tertiaires sont de bons
candidats, notamment parce qu’ils ne sont pas compétitifs des
substrats mis en œuvre vis-à-vis des lipases. Qui plus est, leur
élimination en fin de réaction n’est généralement pas
problématique. L’autre paramètre important dans ce type de réaction
concerne l’enzyme elle-même, et plus particulièrement son
conditionnement. Durant ces vingt dernières années, les différentes
techniques de conditionnement des lipases ont grandement amélioré
le champ de l’ingénierie moléculaire et permis leur immobilisation
sur un support inerte. Dans ce cadre, l’objectif est d’améliorer
certaines de leurs propriétés, telles que l’activité catalytique,
la spécificité vis-à-vis du substrat, la stabilité (pH ou gamme de
température) ou l’aptitude à être recyclées.
Ceci étant, le paramètre le plus important à maîtriser en
synthèse enzymatique est sans conteste le micro-environnement
aqueux de l’enzyme qui se traduit par l’activité thermodynamique de
l’eau (aw). La conduite de réactions d’estérification et
de transfert d’acyles en phase aqueuse limitée, telles que
l’interestérification ou la transestérification biocatalysées par
les lipases, requiert l’étude préalable de l’influence de
l’aw de l’enzyme sur la cinétique et le rendement de la
réaction. En effet, ce paramètre détermine la quantité d’eau liée à
l’enzyme qui lui est nécessaire pour assurer sa structure active
optimale. A contrario, un excès d’eau dans la catalyse lipasique
donnerait lieu à des réactions d’hydrolyse compétitives. Il est
donc primordial de maîtriser l’aw et en conséquence la
teneur en eau pour définir les conditions réactionnelles optimales
favorisant les transferts d’acyles au détriment des réactions
compétitives d’hydrolyse. Les aw optimales pour la
majorité des préparations lipasiques sont généralement comprises
entre 0,25 et 0,45, ce qui correspond le plus souvent à des teneurs
en eau comprises entre 0,5 et 1 % [19, 20]. Lorsque l’on
étudie l’effet du niveau d’hydratation et de facto celui de la
teneur en eau d’une lipase sur sa capacité à catalyser un transfert
d’acyle, une courbe gaussienne similaire à celle présentée en figure 1 est
généralement obtenue. Dans cet exemple relatif à l’aptitude des
lipases du latex de Carica papaya à biocatalyser la réaction
d’alcoolyse entre la trilaurine et le butanol, plusieurs essais ont
été conduits avec diverses préparations enzymatiques,
pré-équilibrées à différentes valeurs d’aw comprises
entre 0 et 1 [21]. La courbe en cloche obtenue montre clairement
l’effet de l’aw sur l’activité catalytique des lipases
pour la synthèse d’esters. Dans ce cas particulier, la formation
optimale d’esters a été obtenue avec un biocatalyseur prééquilibré
à une valeur d’aw de 0,22, ce qui correspond à une
teneur en eau de 2 %. Pour les valeurs d’aw
supérieures à 0,22, une décroissance graduelle dans les rendements
est observée, approchant une valeur nulle pour une estérification
conduite avec une aw de 0,7. Il est également
primordial, lors d’une étude de l’influence de l’aw sur
la réaction, de tracer la courbe de sorption d’eau du biocatalyseur
(figure 1) afin
de définir ses différents niveaux d’hydratation. Dans l’exemple
cité, il convient de signaler que l’aw optimale de la
lipase est située sur la section linéaire de la courbe de sorption
(0,05 < aw < 0,35), pour laquelle les molécules
d’eau peuvent former des couches mono- ou multimoléculaires avec le
réseau protéique. Pour des valeurs d’aw supérieures à
l’optimum de 0,22, une quantité excessive d’eau est adsorbée par
l’intermédiaire de forces osmotiques et capillaires, ce qui
favorise la réaction d’hydrolyse au détriment de la synthèse. Il
est particulièrement intéressant de noter qu’une valeur
d’aw supérieure à 0,35 correspond à la limite entre
l’eau fortement liée au matériel sec et l’eau de solvatation
adsorbée par les forces osmotiques et capillaires.
Bien d’autres paramètres peuvent directement influencer les
cinétiques et les rendements d’estérification. Étant donné que les
réactions enzymatiques sont réversibles, il est avantageux d’opérer
sous des conditions réactionnelles permettant le déplacement de
l’équilibre vers la synthèse. À ce sujet, diverses stratégies
peuvent être adoptées. Dans un premier temps, le ratio molaire
entre les deux composés initiaux à combiner peut être ajusté dans
le but d’obtenir un excès de l’un des deux substrats (en général le
substrat lipidique), ce qui favorise l’estérification. La nature du
donneur d’acyle influence également l’efficacité de la réaction.
Par exemple, l’utilisation d’acides gras libres dans une procédure
d’estérification directe génère la formation d’eau qu’il est
préférable d’éliminer en continu de manière à déplacer l’équilibre
de la réaction vers la formation d’esters, tout en limitant
l’hydrolyse inverse. Ceci est généralement rendu possible, entre
autres, grâce à l’utilisation de tamis moléculaires ou en
travaillant sous pression réduite. De manière alternative, d’autres
donneurs d’acyles peuvent être employés, comme les esters
méthyliques, éthyliques ou vinyliques. Dans ce cas, une réaction de
transestérification a lieu. L’utilisation de tels esters est
généralement avantageuse par rapport aux acides gras libres,
puisque l’élimination des alcools formés est thermiquement plus
aisée que l’élimination de l’eau. Dans le cas des esters
vinyliques, la réaction est particulière, dans la mesure où ces
composés sont des donneurs d’acyles irréversibles. En raison des
effets tautomères, l’alcool vinylique obtenu par
transestérification est transformé en acétaldéhyde, lequel est
facilement retiré du milieu réactionnel du fait de son point
d’ébullition très faible. Par conséquent, l’équilibre est
rapidement déplacé vers la synthèse et les esters vinyliques sont
donc considérés comme de très bons donneurs d’acyles pour ce type
de réactions. Il a toutefois été montré que la formation de base de
Schiff, par addition de l’acétaldéhyde sur les groupes aminés
libres (lysine, arginine) de l’enzyme, pouvait conduire à sa
dénaturation et à une perte significative d’activité [22].
Il existe également certaines stratégies au travers desquelles
le composé hydrophile est chimiquement modifié lors d’une étape
préliminaire. Ces modifications visent principalement à abaisser la
polarité du produit, ce qui a pour conséquence d’augmenter sa
solubilité dans les solvants sélectionnés et donc d’améliorer le
contact entre l’enzyme et les deux substrats. La plus commune de
ces modifications consiste en une alkylation préalable du composé
hydrophile, entraînant la formation d’un pont éther. Les dérivés
méthyliques, éthyliques, propyliques ou butylalkyliques de glucides
sont également intéressants pour certaines réactions de
lipophilisation biocatalysée, malgré le fait que cette stratégie
nécessite une étape supplémentaire de déprotonation à la fin du
procédé [23-25]. Les groupes protecteurs de type isopropylidène,
benzylidène ou cyclohexylidène sont aussi fréquemment employés pour
l’hydrophobation, ce qui améliore la solubilité du substrat dans
les solvants sélectionnés. De nombreux exemples peuvent être
trouvés dans la littérature dans lesquels les substrats hydrophiles
modifiés sont acylés par un synthon lipophile et ensuite déprotégés
de manière classique par des réactions chimiques impliquant une
déprotection douce [26-29]. L’autre forme de modification
préliminaire de substrats hydrophiles consiste en une complexation
via des acides organiques boroniques tel que l’acide phényl (ou
butyl) boronique [30, 31]. Ces composés sont connus pour former des
complexes de boronates avec les diols et les glucides,
s’accompagnant d’une amélioration de la solubilité de ces derniers
dans les solvants organiques. Cependant, un effet inhibiteur de
l’acide boronique a quelquefois été observé sur l’activité
lipasique, notamment lorsque ce réactif est utilisé en excès [10].
Notons cependant que ces stratégies d’hydrophobations chimiques du
substrat hydrophile avant la catalyse enzymatique sont très peu
employées pour la lipophilisation de dérivés phénoliques. Enfin, il
faut bien avoir présent à l’esprit que l’efficacité réelle de la
réaction est multifactorielle. Ainsi, l’influence des conditions
expérimentales telles que la température, la pression, la quantité
d’enzyme ainsi que la nature du bioréacteur (batch, lit
catalytique…) est très importante.
Tableau 1 Valeurs de log P de différents solvants
utilisés dans les réactions par catalyse lipasique.
|
Solvant
|
log P
|
Solvant
|
log P
|
|
Heptane
|
4
|
Tétrahydrofurane
|
0,5
|
|
Hexane
|
3,5
|
Acétone
|
–0,3
|
|
Toluène
|
2,5
|
Acétonitrile
|
–0,4
|
|
Benzène
|
2
|
Éthylméthyl cétone
|
–0,8
|
|
2-Méthyl-2-butanol
|
1,3
|
Diméthylformamide
|
–1
|
|
tert-Butanol
|
0,8
|
Dioxane
|
–1,1
|
|
Pyridine
|
0,7
|
Dimétylsulfoxide
|
–1,3
|
Lipophilisation par catalyse lipasique de composés
phénoliques
De nombreux types de substrats peuvent être soumis à l’action des
lipases dans des réactions d’estérification par les alcools ou les
acides gras. Ainsi, la lipophilisation de molécules complexes comme
les polyphénols et leurs dérivés pour en ajuster les propriétés
physico-chimiques a été particulièrement étudiée et fait l’objet
d’une abondante littérature.
Lipophilisation d’acides phénoliques issus d’extraits de café
vert
En fonction de la variété de café, les acides phénoliques de Coffea
arabica ou de Coffea robusta représentent de 5,5 à 12 % de la
matière sèche du café vert. Ces acides phénoliques sont des dérivés
hydroxylés (acide caféique) ou méthoxylés (acide férulique) de
l’acide cinnamique. Ils se présentent soit sous forme libre, soit
sous forme d’esters ou de diesters de l’acide quinique et
constituent dans ce dernier cas un groupe de composés appelés
acides chlorogéniques [32] parmi lesquels l’acide 5-caféoylquinique
est le constituant majoritaire (figure 2). Ces composés,
partiellement solubles dans l’eau, montrent de puissantes activités
antioxydantes assorties de propriétés bactéricides [33, 34]. Dans
ce contexte, nous avons envisagé la possibilité de lipophiliser les
acides chlorogéniques en vue d’obtenir de nouvelles biomolécules
combinant des propriétés émulsifiantes, antioxydantes et
antimicrobiennes [35, 36]. Dans un premier temps, nous avons étudié
la capacité de la lipase de Candida antarctica B à catalyser
l’estérification des acides phénoliques issus du café vert, avec
des alcools gras de longueur de chaînes variables (C4 à C18) (figure 3).
Typiquement, les réactions sont réalisées à 60 °C, avec une
quantité d’enzyme représentant 2,5 % de la masse totale des
substrats, en absence de solvant. Dans un premier temps, la
faisabilité de cette première réaction a été évaluée avec du
butanol et les acides cinnamique, caféique, férulique et
diméthoxycinnamique. Les résultats ont montré que l’estérification
catalysée par des lipases avec cet alcool était possible pour les
séries issues de l’acide cinnamique, à condition que le cycle
aromatique ne soit pas para-hydroxylé. En effet, tandis que l’acide
cinnamique et l’acide 3,4-diméthoxycinnamique ont été estérifiés
avec des rendements satisfaisants, respectivement de 97 et
60 %, la formation d’esters n’a pas été observée dans le cas
des acides caféique (acide 3,4-dihydroxycinnamique) et férulique
(acide 4-hydroxy-3-méthoxycinnamique). De plus, il a été constaté
qu’en présence d’une chaîne carboxylique saturée sur l’acide
phénolique (acide dihydroxycaféique), la para-hydroxylation
n’exerçait aucun effet. Ainsi, il semblerait que la présence
simultanée d’une double liaison sur la chaîne carboxylique
conjuguée avec le cycle aromatique et l’hydroxyle en para, inhibe
totalement la lipase de Candida antarctica B. Ce phénomène semble
davantage lié à un effet électronique qu’à un simple encombrement
stérique, dans la mesure où l’acide 3,4-diméthoxycinnamique était
convenablement estérifié, alors que les acides caféique et
férulique ne l’étaient pas. L’effet de la longueur de chaîne de
l’alcool sur le taux d’estérification a ensuite été évalué avec
l’éthanol, le butanol, l’octanol, le dodécanol et l’alcool oléique.
Là encore, il a été montré que l’estérification de l’acide caféique
n’était pas possible, et ce, quel que soit l’alcool employé. Pour
tenter de comprendre ces divers phénomènes et pour expliciter les
différences significatives en termes de réactivité entre tous ces
acides phénoliques, la réaction par voie enzymatique a été
effectuée sur deux familles de composés, à savoir les isomères des
acides hydroxycinnamiques et benzoïques et les isomères de l’acide
dihydroxybenzoïque, en appliquant la même procédure utilisant
l’octanol comme alcool. Il a été constaté que l’estérification des
isomères de l’acide hydroxycinnamique était possible, mais lente.
Le meilleur rendement a été obtenu avec les isomères en méta,
tandis que ceux en ortho et para se comportaient de manière
similaire. Ce résultat a été partiellement confirmé par
l’estérification des isomères de l’acide hydroxybenzoïque, avec
toutefois de faibles rendements. Par contre, les réactions
impliquant les acides dihydroxybenzoïques n’ont conduit qu’à
l’obtention d’esters à l’état de traces, et cela même, après
plusieurs jours de réaction. À partir de ces résultats, on peut
également conclure que la présence de deux fonctions hydroxyles sur
le cycle aromatique inhibe l’estérification biocatalysée de la
fonction acide, si cette dernière est conjuguée avec le cycle, soit
par une liaison sigma directe sur le cycle (acide benzoïque), soit
par l’intermédiaire d’une double liaison sigma-pi (acide
cinnamique).
In fine, ce constat a été extrapolé à la synthèse enzymatique
d’esters gras de l’acide 5-caféoylquinique. La réaction
d’estérification a été étudiée avec différents alcools (C8, C12,
C16 et C18 : 1) en utilisant la lipase de Candida antarctica B
comme biocatalyseur (1,5 % p/p) (figure 4). Deux types de
milieu réactionnel ont été utilisés, à savoir avec le
2-méthyl-2-butanol ou sans solvant. Dans ce dernier cas,
l’estérification par des alcools gras a été possible et il s’est
avéré que la conversion était dépendante de la longueur de la
chaîne carbonée. Sa valeur était d’environ 60 % pour les
alcools en C8, et 40 % pour les alcools de C12 à C18 après
30 jours de réaction. Notons qu’à l’instar des acides
phénoliques de la série issue de l’acide cinnamique,
l’estérification est très lente. En présence de 2-méthyl-2-butanol,
les réactions ont été plus rapides et les conversions ont été
systématiquement plus élevées que celles obtenues en milieu fondu,
s’échelonnant de 55 à 75 % en fonction de la longueur de
chaîne de l’alcool. Dans tous les cas, les cinétiques
d’estérification se sont rapidement accélérées après 4 jours.
Cette accélération typique pourrait s’expliquer par les propriétés
émulsifiantes des esters néoformés dont la présence, même en
faibles quantités, est suffisante pour améliorer la solubilité des
réactifs.
Lipophilisation d’autres dérivés phénoliques
L’estérification enzymatique d’acides phénoliques a été étudiée par
différents auteurs. Tout d’abord, Buisman et al. [37] ont évalué
deux stratégies d’estérification par des alcools gras. L’une
s’inscrivait dans le prolongement du travail décrit par Guyot et
al. [35] concernant l’estérification d’acides cinnamiques, tandis
que l’autre étude traitait des composés aromatiques comprenant des
fonctions alcools primaires qui peuvent être estérifiées par des
acides aliphatiques. En ce qui concerne les dérivés d’acides
cinnamiques et benzoïques, l’estérification a été testée avec le
butanol, en présence de différentes lipases (Candida antarctica B,
Humicola lanuginosa, Candida rugosa, Pseudomonas sp et Geotrichum
candidum). Pour toutes les enzymes testées, excepté celle issue de
Candida antarctica B, des rendements particulièrement faibles et
n’excédant pas 3 % ont été observés. Par conséquent, la lipase
de Candida antarctica B a été choisie pour les expériences
suivantes et l’effet de la nature du solvant organique utilisé dans
la réaction a été évalué. Dans les solvants apolaires tels que
l’heptane ou le cyclohexane, des conversions supérieures à
85 % ont été observées en moins de 5 jours. En revanche,
les cinétiques réactionnelles ont été extrêmement lentes avec des
solvants plus polaires, comme l’éther diéthylique, le
tert-butylméthyl éther et le butanol. Les résultats fournis par
Guyot et al. [35] pour l’estérification de l’acide benzoïque et de
ses dérivés ont ainsi été confirmés dans cette étude. Les auteurs
ne constatent pratiquement aucune conversion pour les différents
substituants hydroxy et méthoxy de l’acide benzoïque. D’ailleurs,
l’effet inhibiteur de la conjugaison des substituants donneurs
d’électrons au groupe carboxylique a de nouveau été mis en
évidence. Il est avancé que de tels effets de donneurs d’électrons
peuvent induire une désactivation intrinsèque du centre carbone
électrophile du groupe carboxylique pour l’attaque nucléophile de
l’alcool.
La seconde stratégie examinée par ces auteurs consiste à
lipophiliser des phénols comportant des fonctions hydroxyles
primaires sur le cycle aromatique. La lipase de Candida antarctica
B a été employée pour l’estérification de l’hydroxytyrosol et de
l’alcool 3,5-di-tert-butyl-4-hydroxybenzylique (figure 5).
L’estérification du premier composé a été opérée avec de l’acide
octanoïque dans différents solvants. Dans l’éther diéthylique, une
conversion d’environ 85 % a été obtenue après 15 jours de
réaction à 35 °C. Dans les solvants plus polaires tels que le
chloroforme, le dichlorométhane ou le tétrahydrofurane, des
conversions proches de 20 % sont constatées. Finalement, avec
l’heptane et l’hexane, la formation d’esters est de l’ordre de 70 à
80 %. L’estérification complète de l’alcool
3,5-di-tert-butyl-4-hydroxybenzylique, a été obtenue en moins de
2,5 heures à 81 °C dans du cyclohexane.
Priaya et al. [38] ont évalué les potentialités de la lipase de
Pseudomonas cepacia à catalyser la réaction de transestérification
de dérivés cinnamates avec différents alcools (butanol, alcool
benzylique, octanol et phényléthanol). Seul le butanol a permis de
former le produit transestérifié. Pour optimiser la réaction,
l’effet de la nature du solvant, dépendant de sa valeur de log P, a
été étudié. Il a été constaté que les solvants présentant une
valeur élevée de log P, comme le cyclohexane, l’heptane ou
l’hexane, fournissent les meilleurs résultats. Dans tous ces cas de
figure, une conversion supérieure à 90 % a été obtenue en
48 heures, l’éther diisopropylique et le toluène étant les
solvants les plus appropriés pour ce type de réaction.
Finalement, Stamatis et al. [39] ont évalué l’aptitude des
lipases de Candida antarctica B et de Rhizomucor miehei à catalyser
la synthèse de dérivés lipophiles d’antioxydants naturels issus de
l’acide cinnamique. En premier lieu, l’estérification de l’acide
cinnamique avec l’octanol a été choisie comme réaction modèle, avec
les deux lipases immobilisées, dans différents solvants non
toxiques tels que l’acétone, le 2-méthyl-2-propanol et le
2-méthyl-2-butanol. Il a été montré que le rendement de réaction
était dépendant du solvant et de la lipase utilisée. Avec la lipase
de Candida antarctica B, l’octyl cinnamate a été formé avec des
rendements supérieurs à 80 %. Il est apparu également que des
rendements plus élevés étaient obtenus en utilisant l’octanol en
large excès. De telles conditions réactionnelles rendent possible
la solubilisation partielle de l’acide cinnamique dans l’alcool.
L’estérification de l’acide cinnamique en absence de solvant a
ensuite été testée en employant des alcools primaires de longueurs
de chaîne différentes (C4 à C10). Il a été observé que l’activité
catalytique de la lipase est influencée par la longueur de chaîne
de l’alcool. Les effets de la structure des acides phénoliques ont
également été étudiés. Différents dérivés hydroxylés ou méthoxylés
de l’acide cinnamique, mais également des acides hydroxybenzoïques
et phénylacétiques, ont été estérifiés avec de l’octanol. Les
auteurs montrent que les dérivés des acides cinnamiques et
benzoïques dont l’hydroxyle est substitué, et plus spécialement les
isomères ortho et para, inhibent l’action catalytique des deux
lipases. Lorsque la chaîne carboxylique est saturée (acide
para-hydroxyphénylacétique), l’hydroxylation en para n’exerce aucun
effet sur la lipase. Ainsi, ce travail confirme de nouveau, ce qui
avait été précédemment observé par Guyot et al. puis par Buisman et
al. D’autres équipes ont également travaillé sur la synthèse
biocatalysés d’esters féruliques. Par exemple, Compton et al. [40]
ont utilisé la lipase de Candida antarctica B pour la synthèse
d’octyl ferulate soit par estérification directe en milieu
2-méthyl-2- propanol soit par alcoolyse de l’éthyl ferulate en
milieu fondu dans l’octanol. Ces auteurs ont étendu le procédé au
greffage d’acide ferulique sur des triacylglycérols avec un
rendement de 77 % concernant l’obtention de féruloyl mono ou
dioléine. De manière identique, tout récemment, une équipe
canadienne a également travaillé sur le greffage direct d’acides
phénoliques sur un motif triglycéridique. Ainsi l’acide
dihydrocaféique a été transestérifié tout d’abord sur la
trilinoléine ou trilinolénine [41] puis, sur de l’huile de lin [42]
avec différents ratios de mono- et diacylglycérols phénoliques
obtenus suivant les paramètres réactionnels choisis (rapport des
substrats, milieu réactionnel : hexane/butanone).
Lipophilisation par voie enzymatique de flavonoïdes
glycosylés
Les flavonoïdes, molécules attractives en raison de leurs fortes
propriétés antioxydantes, sont présents dans différents fruits,
légumes, épices ou herbes [43] (figure 6). Il semble
toutefois que la nature hydrophile de ces antioxydants réduise leur
efficacité à protéger les huiles et les graisses contre les
processus oxydatifs. Certains exemples traitant de l’utilisation
des lipases pour la lipophilisation de ces molécules ont été
publiés récemment. Ainsi, citons Kontogianni et al. [44, 45] qui
ont réalisé l’acylation enzymatique de la naringine
(naringénine-2-O-rhamnosylglucose) (figure 7) et de la rutine
(quercétine-3-O-rhamnosylglucose). Pour estérifier la naringine
avec des acides gras à chaînes moyennes (C8, C10, C12), la lipase
de Candida antarctica B a été utilisée et différents paramètres
réactionnels ont été évalués de manière à travailler avec les
milieux les moins toxiques (acétone, tétrahydrofurane et
tert-butanol). Lorsque l’acide octanoïque est utilisé en tant que
donneur d’acyles, les taux de conversion les plus élevés ont été
observés dans l’acétone, tandis que pour les acides décanoïque et
dodécanoïque, le tert-butanol s’est avéré être le meilleur solvant.
En revanche, le tétrahydrofurane n’a été satisfaisant pour aucun
des substrats. Qui plus est, la caractérisation des produits par
différentes techniques analytiques démontre clairement que
l’acylation s’est effectuée de manière hautement régiosélective,
générant un seul produit correspondant à l’estérification de la
seule fonction hydroxyle primaire de la naringine. L’effet de
l’aw du milieu réactionnel a également été évalué en
utilisant du tert-butanol comme solvant. Les conversions les plus
élevées ont été obtenues pour de très faibles valeurs
d’aw, proches de 0,11 ou moins. De même, une autre étude
traite de l’estérification de ces flavonoïdes glycosylés via des
acides gras à plus longues chaînes tel que l’acide palmitique [46].
Dans ce cas, les réactions ont été conduites dans du
2-méthyl-2-butanol et les rendements de formation de la naringine
6-O-palmitate sont de 43 % environ après 55 heures de
réaction.
Propriétés antioxydantes des composés phénoliques
lipophilisés
Interface et paradoxe polaire
Le paramètre essentiel de l’activité antioxydante en milieu
apolaire concerne la localisation de l’antioxydant au sein du
système. En effet, plus l’antioxydant est proche de l’endroit où a
lieu l’oxydation, plus il est efficace. Ceci est bien illustré par
le paradoxe polaire de Porter, selon lequel les antioxydants
polaires sont plus souvent actifs dans les solutions lipidiques
homogènes que les antioxydants apolaires, tandis que ces derniers
sont plus efficaces dans les milieux émulsionnés que leurs
homologues polaires [47-52]. Ce paradoxe est fondé sur les
propriétés interfaciales des antioxydants, sur leur partition dans
les milieux multiphasiques et sur le fait crucial que l’oxydation
des lipides est initiée aux interfaces du système. Ceci peut se
comprendre en simplifiant l’oxydation de la manière suivante :
les agents initiant l’oxydation lipidique sont polaires, alors que
les cibles de l’oxydation (les lipides insaturés) sont par nature
lipophiles et donc préférentiellement orientés vers la phase
apolaire. L’interface qu’elle soit de type huile/air ou eau/huile
constitue donc le lieu privilégié où se rencontrent ces deux
« acteurs » de l’oxydation. Ainsi, dans une solution
lipidique homogène, l’oxydation a lieu à l’interface air/huile où
les antioxydants hydrophiles sont concentrés, tandis qu’en milieu
émulsionné, elle à lieu à l’interface huile/eau, où sont localisés
les antioxydants lipophiles. Ce comportement paradoxal a été
confirmé, entre autres, par le fait que l’acide ascorbique, les
acides carnosiques et rosmariniques issues du romarin ainsi que le
Trolox (un équivalent hydrophile de l’α-tocophérol) sont de
meilleurs antioxydants en milieu lipidique homogène que leurs
homologues lipophiles (α-tocophérol, ascorbyl palmitate et
carnosol). Il faut également avoir présent à l’esprit que la
capacité d’une molécule antioxydante à protéger un substrat
lipidique peut varier de manière significative selon que ce
substrat oxydable soit dans un environnement triglycéridique, sous
forme d’ester méthylique, d’acide gras libre ou encore incorporés
au sein de différentes particules biologiques, telles que les
lipoprotéines de basse densité ou les structures membranaires de
type liposomes ou microsomes de foie. En outre, au sein de la phase
aqueuse, l’efficacité des antioxydants hydrophiles peut être
contrebalancée par leur activité pro-oxydante qui résulte de la
réduction de certains métaux oxydant en leur forme plus active.
Enfin, en préalable à toute procédure de lipophilisation, il faut
bien prendre en considération le fait que la capacité antioxydante
d’un composé phénolique s’exerce par l’intermédiaire des fonctions
alcools directement liées au cycle aromatique. Ainsi, en théorie,
la réaction d’hydrophobation ne doit pas affecter les groupements
hydroxyles impliqués dans ce pouvoir antioxydant.
Capacité antioxydante des molécules lipophilisées
Les composés phénoliques présentent un fort potentiel
antiradicalaire, d’une part en raison de leur capacité à céder un
atome d’hydrogène (proton et électron) à un radical libre et
d’autre part, grâce à la bonne stabilité du radical aryloxyl ainsi
formé. Il existe un nombre considérable d’études traitant des
effets antioxydants de composés phénoliques purifiés ou de
différents extraits végétaux riches en ces substances. En revanche,
malgré de considérables efforts [53], la connaissance du pouvoir
antioxydant des composés phénoliques lipophilisés demeure
parcellaire et leur valorisation limitée.
Concernant les acides phénoliques simples, Sabally et al. [41,
42] ont utilisé la méthode DPPH (diphénylpicrylhydrazyl) pour
évaluer le pouvoir antiradicalaire d’acide dihydrocaféique
estérifié par des triacylglycérols de type trilinoléine,
trilinolénine ou triacylglycerols de lin. S’il apparaît que ces
molécules expriment globalement une bonne activité antiradicalaire,
il est toutefois à noter que le greffage de l’acide dihydrocaféique
sur une matrice triglycéridique ne permet pas d’améliorer
l’activité antiradicalaire en rapport à la molécule de départ. Les
auteurs attribuent cette perte d’activité à un changement
conformationnel de l’acide. Par ailleurs, cette même équipe a
constaté que l’estérification directe d’alcools gras linoléique ou
linolénique sur l’acide dihydrocaféique induit également une perte
de l’activité antiradicalaire vis-à-vis du radical libre
DPPH•[54, 55]. Cependant, le fait que les molécules
lipophilisées par des alcools gras présentent une meilleure
activité antiradicalaire que celles obtenues par greffage de
triacylglycérols, permet aux auteurs de conclure que la nature de
la chaîne aliphatique greffés est de prime importance quant à
l’activité antiradicalaire. En effet, il semblerait qu’un
groupement lipophile de fort encombrement stérique limite la
rotation de la chaîne latérale de l’acide phénolique lipophilisé,
ce qui s’accompagnerait d’une baisse de l’activité antiradicalaire.
Cependant, on peut également suspecter que la méthode DPPH telle
que mise en œuvre dans ces travaux ne soit pas adaptée à la mesure
d’activité antiradicalaire pour les dérivés triglycéridiques, et
ce, en raison de la nature du milieu organique choisi (éthanol).
Amselmi et al. [56] ont quant à eux, mené une étude plus complète
de l’activité antioxydante de molécules lipophilisées de type alkyl
ferulates, en solutions aqueuse (ORAC, oxygen radical absorbance
capacity) et alcoolique (DPPH) ainsi qu’en suspensions de
microsomes où l’activité antioxydante a été mesurée par la méthode
TBARS (substances réactives à l’acide thiobarbiturique) (tableau 2, figure 8). Concernant la
synthèse, des chaînes grasses de structure linéaire ou ramifiée et
de longueurs s’échelonnant de six à dix huit atomes de carbones ont
été testés. Les auteurs constatent que la lipophilisation ne
modifie pas significativement le pouvoir antioxydant en milieu
polaire (DPPH et ORAC) et concluent, par conséquent, que la nature
de la chaîne latérale n’exerce aucune influence vis-à-vis des
interactions structurales liées à l’activité antiradicalaire. A
contrario, une forte amélioration du pouvoir antioxydant des
molécules lipophilisées en rapport aux molécules initiales a été
observée en suspension microsomiale. De manière surprenante, les
auteurs n’attribuent pas ce phénomène à la différence de polarité
des molécules – mesurées expérimentalement par le log P – mais
plutôt à une interaction de type molécule lipophilisée/membrane
phospholipidique qui dépend de la nature de la chaîne aliphatique
greffée. Par conséquent, les auteurs ont fait appel à la RMN et aux
outils de modélisation pour caractériser ces interactions. Les
résultats montrent d’une part, que la liaison avec la membrane
phospholipidique est plus stable quand la chaîne latérale de la
molécule présente une flexibilité conformationelle élevée et
d’autre part, lorsque la stabilité du champ conformationnel est
maximale (énergie de liaison minimale), ce qui a bien été démontré
pour la chaîne en C12 (A6, figure 8).
L’activité antioxydante de l’acide 3,4-dihydroxymandélique
lipophilisé par des amines aliphatiques (6 à 8 carbones, de type
linéaire ou ramifiée) a récemment été évaluée [57] par différentes
stratégies de mesure, parmi lesquelles nous aborderons plus
particulièrement (i) le test DPPH, (ii) le test d’activité de
piégeur d’anion superoxyde et (iii) la méthode de co-oxydation de
l’acide linoléique et du β-carotène (tableau
3, figure
9). En premier lieu, il a été observé que l’acide
3,4-dihydromandélique, qu’il soit lipophilisé ou non, exerçait une
plus grande activité antioxydante que l’acide ascorbique,
l’α-tocophérol, le BHA et le BHT, qui sont des antioxydants de
référence. Les résultats concernant l’influence de la
lipophilisation sur l’activité antioxydante sont en revanche plus
mitigés. Pour le test DPPH, toutes les molécules lipophilisées ont
vu leur activité antiradicalaire diminuée. À l’opposé, une
amélioration de la capacité de ces molécules à piéger l’anion
superoxyde a été observé seulement lorsqu’une chaîne ramifiée a été
greffée. En système émulsionné (acide linoléique/β-carotène), il a
finalement été constaté que plus la chaîne grasse était longue,
plus le pouvoir antioxydant de la molécule hydrophobée augmentait
par rapport à l’acide phénolique initial. Ce résultat montre
clairement que les antioxydants lipophilisés protègent mieux le
substrat lipidique que l’acide 3,4-dihydroxymandélique, puisqu’ils
sont directement localisés sur le « site d’oxydation »
(interface et phase lipidique). Enfin, citons une étude très
récente visant à déterminer les effets de la lipophilisation de
l’hydroxytyrosol par des chaînes aliphatiques de type acétate,
palmitate, oléate et linoléate [58] (tableau
4, figure
10). Les résultats montrent que la lipophilisation induit
une augmentation de l’activité antioxydante vis-à-vis des lipides
en système biologique (tissus de cerveaux de rats).
Concernant les flavonoïdes, un certain nombre de travaux
récents, permettent de mieux comprendre l’influence de la
lipophilisation sur le comportement antioxydatif. À titre d’exemple
nous citerons simplement, Mellou et al. [59] qui ont acylé deux
flavonoïdes glycosylés par des chaînes lauriques en mesurant
l’effet de la lipophilisation sur l’oxydation du LDL. Il est apparu
que les molécules hydrophobées protégeaient mieux les lipoprotéines
que leurs homologues non modifiés. Les auteurs attribuent
principalement cet effet à une diminution de la polarité de la
molécule induite par l’acylation, ce qui aurait pour effet de mieux
localiser l’antioxydant au sein de la suspension. Néanmoins, il
n’est pas exclu que l’amélioration des propriétés antioxydantes
soit relayée de manière complémentaire par d’autres mécanismes.
Tableau 2 Capacités antioxydantes de dérivés lipophiles
d’acide férulique.
|
Composé
|
DPPHa
|
ORACb
|
TBARSc
|
|
A
|
21,98 ± 2,13
|
31,10 ± 2,15
|
250,11
|
|
A1
|
22,66 ± 1,57
|
28,60 ± 1,62
|
27,54
|
|
A2
|
22,94 ± 1,38
|
29,99 ± 2,19
|
12,40
|
|
A3
|
25,53 ± 1,68
|
28,85 ± 1,80
|
33,16
|
|
A4
|
24,64 ± 1,89
|
28,46 ± 2,22
|
19,74
|
|
A5
|
21,33 ± 2,82
|
28,31 ± 1,88
|
31,61
|
|
A6
|
26,62 ± 2,57
|
26,99 ± 1,95
|
11,03
|
|
A7
|
25,60 ± 1,25
|
28,57 ± 3,13
|
18,64
|
|
A8
|
24,93 ± 1,63
|
28,80 ± 2,73
|
30,45
|
|
A9
|
25,47 ± 1,35
|
28,46 ± 0,68
|
40,79
|
|
A10
|
24,97 ± 1,95
|
30,67 ± 1,14
|
49,78
|
aExprimé en IC50 (μM) ; solution
méthanolique de DPPH (50 μM) ; antioxydants (5-50 μM).
bExprimé en équivalents Trolox (μM) ; solution
aqueuse (tampon phosphate) de R-phycoérythrine (16,7 nM) ;
initiateur 2,2’-azobis(2-amidinopropane) dihydrochloride (3
mg/ml) ; antioxydants (5-50 μM).
cExprimé en IC50 (μM) ; suspension
aqueuse (tampon phosphate) de microsomes de foie de rat
(concentration inconnue); initiateur Fe+3/acide
ascorbique (1,5 μM) ; antioxydant (5-50 μM).
Tableau 3 Capacités antioxydantes de dérivés lipophiles
d’acide 3,4-dihydroxymandélique.
|
Composé
|
DPPHa
|
Anion superoxydeb
|
β-carotènec
|
|
B
|
0,062 ± 0,005
|
130
|
0,77 ± 0,04
|
|
B1
|
0,120 ± 0,004
|
220 ± 70
|
0,38 ± 0,12
|
|
B2
|
0,112 ± 0,004
|
64 ± 34
|
n.d.
|
|
B3
|
0,090 ± 0,009
|
n.d.
|
0,19 ± 0,08
|
|
B4
|
0,116 ± 0,001
|
580 ± 130
|
0,27 ± 0,03
|
aExprimé en EC50 (mol/mol).
bExprimé en IC50 (nM).
cExprimé en IC50 (mM).
Tableau 4 Capacités antioxydantes de dérivés lipophiles
d’hydroxytyrosol.
|
Composé
|
TBARSa
|
|
Témoin
|
100
|
|
C
|
52
|
|
C1
|
60
|
|
C2
|
46
|
|
C3
|
48
|
|
C4
|
30
|
aGénération de malondialdéhyde (en %) en présence (B,
B1-B4) ou en absence (Témoin) de 5 mM d’antioxydant.
Conclusions et perspectives
Les lipases sont des enzymes qui peuvent être employées pour
différentes sortes de réactions biocatalysées. Elles peuvent bien
souvent être considérées comme plus avantageuses que les
catalyseurs chimiques classiques, dans la mesure où leur
utilisation permet d’opérer de manière régiosélective dans des
conditions réactionnelles douces. Il semble en particulier qu’elles
soient très adaptées pour la synthèse de molécules impliquant le
greffage d’un synthon lipophile à une molécule hydrophile. Dans de
telles réactions, différents paramètres et stratégies peuvent être
adoptés, dans le but d’améliorer les cinétiques et les rendements
réactionnels. Récemment, de nouvelles applications des lipases ont
été décrites pour modifier des composés naturels tels que les
acides phénoliques et les flavonoïdes. Ces réactions biocatalysées
ont pour objectif principal de moduler la balance
hydrophile/lipophile de molécules initialement hydrophiles pour
conférer aux nouveaux produits des propriétés multifonctionnelles
combinant par exemple des activités antioxydantes et émulsifiantes.
Se pose alors la question de l’efficacité antioxydante réelle des
composés lipophilisés et des outils nécessaires à leur évaluation.
Or, dans ce domaine, la diversité des molécules à analyser a
conduit à l’utilisation de nombreux tests d’activité antioxydante,
aucun d’entre eux ne présentant malheureusement un caractère
universel. Cependant, malgré la disparité des résultats obtenus, il
apparaît que les molécules lipophilisées sont plus actives en
émulsions et en suspension lipidique que les molécules initiales.
Bien évidemment, de nombreux travaux devront encore être entrepris
pour espérer une application de ces réactions biocatalysées à
l’échelle industrielle ainsi qu’une valorisation des molécules à
des fins nutritionnelles et thérapeutiques. À long terme, les
rendements réactionnels et la performance des enzymes devront
notamment être améliorés. Néanmoins, il apparaît probable qu’à
l’avenir la lipophilisation biocatalysée de composés phénoliques
est indubitablement amenée à progresser d’autant qu’elle permet
l’obtention de biomolécules hautement spécifiques, à forte valeur
ajoutée et très souvent multifonctionnelles.
Remerciements
Luis Javier López-Giraldo bénéficie du soutien du programme Alβan,
Programme de Bourses de Haut Niveau de l’Union Européenne pour
l’Amérique Latine, bourse N°E05D055786CO.
Références
1 Kaslauskas AL, Bornscheuer UT. Biotransformations with
Lipases. In : Rehm HJ, Reed G, eds. Biotechnology.
Second edition vol 8A. Weinheim : Wiley-VCH, 1998 :
37-191.
2 Macrae AR. Lipase-catalyzed interesterification of oils
and fats. J Am Oil Chem Soc 1983 ; 60 : 291-4.
3 Foglia TA, Villeneuve P. Carica papaya
latex-catalyzed synthesis of structured triacylglycerols. J Am Oil
Chem Soc 1997 ; 74 : 1447-50.
4 Quinlan P, Moore S. Modification of triglycerides by
lipases : process technology and its applications to the
production of nutritionally improved fats. Inform 1993 ;
4 : 580-5.
5 XU X. Modification of Oils and Fats by Lipase-catalyzed
Interesterification. Aspects of process engineering. In :
Bornscheuer UT, ed. Enzymes in Lipid Modification.
Weinheim : Wiley-VCH, 2000 : 190-215.
6 Gandhi NN. Applications of Lipases. J Am Oil Chem Soc
1997 ; 74 : 621-34.
7 Yahya Arm, Anderson WA, Moo-Young M. Ester synthesis
in lipase-catalyzed reactions. Enz Microb Technol 1998 ;
23 : 438-50.
8 Bornscheuer UT. Lipase-catalyzed synthesis of
monoacylglycerols. Enz Microb Technol 1995 ; 17 :
578-86.
9 Balcao VM, Malcata FX. Bioreactors with immobilized
lipases : state of the art. Enz Microb Technol 1996 ;
18 : 392-416.
10 Lang S, Syldatk C, Rau U. Enzymatic synthesis
and modification of glycolipids. In : Bornscheuer UT, ed.
Enzymes in Lipid Modification. Weinheim : Wiley-VCH,
2000 : 361-93.
11 Bagi S, Simon K. Comparison of esterification and
transesterification of fructose by porcine pancreatic lipase
immobilized on different supports. Biotechnol Tech 1999 ;
13 : 309-12.
12 Ljunger G, Adlercreutz P, Mattiasson B. Lipase
catalyzed acylation of glucose. Biotechnol Lett 1994 ;
16 : 1167-72.
13 Ku MA, Hang YD. Enzymatic synthesis of esters in
organic medium with lipase from Byssochlamys fulva. Biotechnol Lett
1995 ; 17 : 1081-4.
14 Degn P, Pedersen LH, Duus J,
Zimmermann W. Lipase-catalyzed synthesis of glucose fatty
esters in tert-butanol. Biotechnol Lett 1999 ; 21 :
275-80.
15 Khaled N, Montet D, Pina M, Graille J.
Fructose oleate synthesis in a fixed catalyst bed reactor.
Biotechnol Lett 1991 ; 13 : 167-72.
16 Ducret A, Giroux A, Trani M, Lortie R.
Characterization of enzymatically prepared biosurfactants. J Am Oil
Chem Soc 1996 ; 73 : 109-13.
17 Coulon D, Girardin M, Ghoul M. Enzymatic
synthesis of fructose monoleate in a reduced pressure pilot scale
reactor using various acyl donors. Process Biochem 1999 ;
34 : 913-8.
18 Yan Y, Bornscheuer UT, Cao L, Schmid RD.
Lipase-catalyzed solid phase synthesis of sugar fatty acid esters,
removal of byproducts by azeotropic distillation. Enz Microb Tech
1999 ; 25 : 725-8.
19 Villeneuve P, Muderhwa JM, Haas MJ,
Graille J. Customizing lipases for biocatalysis : a
survey of chemical, physical and molecular biological approaches. J
Molec Cat. B Enz 2000 ; 9 : 113-48.
20 Muderhwa JM, Pina M, Graille J. Aptitude à la
transestérification de quelques lipases régiosélectives 1-3.
Oléagineux 1988 ; 43 : 427-32.
21 Caro Y, Pina M, Turon F, et al. Plant
lipases : biocatalyst aqueous environment in relation to
optimal catalytic activity in lipase-catalyzed synthesis reactions.
Biotechnol Bioeng 2002 ; 77 : 693-703.
22 Weber HK, Stecher H, Faber K. Sensitivity of
microbial lipases to acetaldehyde formed by acyl-transfer reactions
from vinyl esters. Biotechnol Lett 1995 ; 17 : 803-8.
23 Björkling F, Godtfredsen SE, Kirk O. A highly
selective enzyme-catalyzed esterification of simple glucosides. J
Chem Soc Chem Commun 1989 : 934-5.
24 Bisht KS, Gross RA, Kaplan DL. Enzyme mediated
regioselective acylations of sophorolipids. J Org Chem 1998 ;
64 : 780-9.
25 Bousquet MP, Willemot RM, Monsan P,
Boures E. Enzymatic synthesis of unsaturated fatty acid
glucoside esters for dermo-cosmetic applications. Biotechnol Bioeng
1999 ; 63 : 730-6.
26 Sarney DB, Kapeller H, Fregapane G,
Vulfson EN. Chemo-enzymatic synthesis of disaccharide fatty
acid esters. J Am Oil Chem Soc 1994 ; 71 : 711-4.
27 Gao C, Whitcombe MJ, Vulfson EN. Enzymatic
synthesis of dimeric and trimeric sugar fatty acid esters. Enz
Microb Tech 1999 ; 25 : 264-70.
28 Gridley JJ, Hacking AJ, Osborn HMI,
Spackman DG. Regioselective lipase-catalyzed acylation of
4,6-O benzylidene- alpha and beta –D- pyranoside derivatives
displaying a range of anomeric substituents. Tetrahedron
1998 ; 54 : 14925-46.
29 Redmann I, Pina M, Guyot B, Blaise P,
Farines M, Graille J. Chemoenzymatic synthesis of glucose
fatty esters. Carb Res 1997 ; 300 : 103-8.
30 Schlotterbeck A, Lang A, Wray V,
Wagner F. Lipase-catalyzed monoacylation of fructose.
Biotechnol Lett 1993 ; 15 : 61-4.
31 Gbekeloluwa B, Oguntimein B, Erdmann H,
Schmidt RD. Lipase catalysed synthesis of sugar ester in
organic solvents. Biotechnol Lett 1993 ; 15 : 175-80.
32 Clifford MN. Chlorogenic Acids. In : Clark RJ,
Macrae R, eds. Coffe Vol1 Chemistry. London : Elsevier
Applied Science, 1985 : 153-202.
33 Maruta Y, Kawabata J, Niki R. Antioxidative
caffeoylquinic acid derivatives in the roots of burdock. J Agric
Food Chem 1995 ; 43 : 2592-6.
34 Scholtz E, Heinrich M, Huunkler D.
Caffeoylquinic acids and some biological activities of Pluchea
symphytiflia. Planta Med 1994 ; 60 : 360-4.
35 Guyot B, Bosquette B, Pina M, Graille J.
Esterification of phenolic acids from green coffee with an
immobilized lipase from Candida antarctica in solvent-free medium.
Biotechnol Lett 1997 ; 19 : 529-32.
36 Guyot B, Gueule D, Pina M, Graille J,
Farines V, Farines M. Enzymatic synthesis of fatty esters
in 5-caffeoyl quinic acid. Eur J Sci Technol 2000 ; 102 :
93-6.
37 Buisman GJH, Van Helteren CTW, Kramer GFH,
Veldsink JW, Derksen JTP, Cuperus FP. Enzymatic
esterifications of functionalized phenols for the synthesis of
lipophilic antioxidants. Biotechnol Lett 1998 ; 20 :
131-6.
38 Priya K, Chadha A. Synthesis of hydrocinnamic
esters by Pseudomonas cepacia lipase. Enz Microb Technol
2003 ; 32 : 485-90.
39 Stamatis H, Sereti V, Kolisis FN. Studies on
the enzymatic synthesis of lipophilic derivatives of natural
antioxidants. J Am Oil Chem Soc 1999 ; 76 : 1505-10.
40 Compton DL, Laszlo JA, Berhow MA.
Lipase-catalyzed synthesis of ferulate esters. J Am Oil Chem Soc
2000 ; 77 : 513-9.
41 Sabally K, Karboune S, Saint Louis R,
Kermasha S. Lipase-catalyzed transesterification of
trilinolein or trilinolenin with selected phenolic acids. J Am Oil
Chem Soc 2006 ; 83 : 101-7.
42 Sabally K, Karboune S, Saint Louis R,
Kermasha S. Lipase-catalyzed transesterification of
dihydrocaffeic acid with flaxseed oil for the synthesis of phenolic
lipids. J Biotechnol 2006 ; 127 : 167-76.
43 Kandaswami C, Middleton Jr. E. Flavonoids as
antioxidants. In : Shahidi F, ed. Natural
antioxidants : Chemistry, Health effects and applications.
Illinois, USA : AOCS press, Campaign, 1997 : 174-203.
44 Kontogianni A, Skouridou V, Sereti V,
Stamatis H, Kolisis FN. Regioselective acylation of
flavonoids catalyzed by lipase in low toxicity media. Eur J Lipid
Sci Technol 2001 ; 103 : 665-70.
45 Kontogianni A, Skoudirou V, Sereti V,
Stamatis H, Kolisis FN. Lipase-catalyzed esterification
of rutin and naringin with fatty acids of medium carbon chain. J
Molec Cat B Enz 2003 ; 21 : 59-62.
46 Gayot S, Santarelli X, Coulon D. Modification
of flavonoid using lipase in non-conventional media : effect
of the water content. J Biotechnol 2003 ; 101 :
29-36.
47 Frankel EN, Huang S-W, Aeschbach R,
Prior E. Antioxidant activity of a rosmary extract and its
constituents, carnosic acid, carnosol and rosmarinic acid, in bulk
oil and oil-in-water emulsion. J Agric Food Chem 1996 ;
44 : 131-5.
48 Huang S-W, Frankel EN, Schwarz K,
Aeschbach R, German JB. Antioxidant activity of carnosic
acid and methyl carnosate in bulk oils and oil-in-water emulsions.
J Agric Food Chem 1996 ; 44 : 2951-6.
49 Pryor WA, Strickland T, Church DF. Comparison
of the efficiencies of several natural and synthetic antioxidants
in aqueous sodium dodecyl sulphate micelle solutions. J Am Chem Soc
1988 ; 110 : 2224-9.
50 Huang S-W, Hopia A, Schwarz K,
Frankel EN, German JB. Antioxidant activity of
α-tocopherol and Trolox in different lipid substrates : bulk
oils vs. oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 1996 ;
44 : 444-52.
51 Frankel EN, Huang S-W, Kanner J,
German JB. Interfacial phenomena in the evaluation of
antioxidants : bulk oil vs. emulsions. J Agric Food Chem
1994 ; 42 : 1054-9.
52 Porter WL. Paradoxical behavior of antioxidants in food
and biological systems. Toxicol Ind Health 1993 ; 9 :
93-122.
53 Figueroa-Espinoza MC, Villeneuve P. Phenolic acids
enzymatic lipophilization. J Agric Food Chem 2005 ; 53 :
2779-87.
54 Sabally K, Karboune S, Yebaoh FK,
Kermasha S. Enzymatic esterification of dihydrocaffeic acid
with linoleyl alcohol in organic solvent media. Biocat Biotrans
2005 ; 23 : 37-44.
55 Sabally K, Karboune S, Saint Louis R,
Kermasha S. Lipase-catalyzed esterification of linolenyl
alcohol with selected phenolic acids in organic solvent media. Appl
Biochem Biotechnol 2005 ; 127 : 17-28.
56 Anselmi C, Centini M, Granata P, et al.
Antioxidant activity of ferulic acid alkyl esters in a heterophasic
system : a mechanistic insight. J Agric Food Chem 2004 ;
52 : 6425-32.
57 Ley JP, Bertram HJ. 3,4-Dihydroxymandelic acid
amides of alkylamines as antioxidants for lipids. Eur J Lipid Sci
Technol 2003 ; 105 : 529-35.
58 Trujillo M, Mateos R, Teran LC, et al.
Lipophilic hydroxytyrosyl esters. Antioxidant activity in lipid
matrices and biological systems. J Agric Food Chem 2006 ;
54 : 3779-85.
59 Mellou F, Lazari D, Skaltsa H,
Tselepis AD, Kolisis FN, Stamatis H. Biocatalytic
preparation of acylated derivatives of flavonoid glycosides
enhances their antioxidant and antimicrobial activity. J Biotechnol
2005 ; 116 : 295-304.
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