ARTICLE
Auteur(s) : Jacques FANNI, Michel LINDER, Michel
PARMENTIER
ENSAIA, Laboratoire de Physicochimie et de Génie
Alimentaires, 2, avenue de la Forêt de Haye,
54500 Vandœuvre-lès-Nancy, France
On connaît depuis maintenant plusieurs années les propriétés
nutritionnelles des AGPI-LC, présents notamment dans les organismes
marins. La littérature sur le sujet est aujourd’hui abondante. Il
était naturel de s’intéresser de plus près aux lipides polaires,
lipides de structure par excellence, impliqués dans la constitution
des membranes cellulaires et dans le fonctionnement du système
nerveux. Les lipides polaires marins combinent donc a priori
les propriétés reconnues des AGPI-LC à l’importance structurale et
métabolique des phospholipides, pour ne parler que de ceux-ci. Dans
l’article qui suit, et sans prétention exhaustive, nous avons pris
le parti de détailler la composition des phospholipides des
microalgues d’intérêt et de la faune à sang froid. Nous avons
volontairement négligé les cétacés et les pinnipèdes dans la mesure
où l’exploitation industrielle de ces animaux est condamnée à
terme. Une énumération de la composition lipidique de leur chair en
vue d’une exploitation industrielle n’eût été qu’anecdotique.
Les lipides polaires
Contrairement aux lipides neutres qui participent directement au
stockage énergétique, les lipides polaires, représentant 10 à
20 % des lipides totaux, ont des fonctions essentiellement
structurales et métaboliques, notamment dans les membranes
cellulaires. On les classe habituellement de la manière
suivante :
Les phospholipides ou glycérophospholipides
Le plus simple d’entre eux est l’acide phosphatidique
correspondant à une molécule de sn-glycérol-3-phosphate
(anciennement acide L-α-glycéro-phosphorique) où les fonctions
alcools correspondant aux carbones 1 et 2 du glycérol sont
estérifiées par des acides gras saturés (préférentiellement en
sn-1) ou insaturés (préférentiellement en sn-2).
L’une des fonctions acides, demeurée libre dans le groupement
phosphate, peut être estérifiée soit par un amino-alcool (sérine,
éthanolamine ou choline) conduisant à la phosphatidylsérine (PS),
la phosphatidyléthanolamine (PE) ou la phosphatidylcholine (PC),
soit par un sucre (inositol, un inositol monophosphate ou
diphosphate). Dans ce cas, il y a formation de phosphatidylinositol
(PI), phosphatidylinositol monophosphate ou diphosphate.
Les plasmalogènes
Ils correspondent à des phosphatidyléthanolamines (ou cholines)
dans lesquelles l’une des deux chaînes acyles est remplacée par une
chaîne alkyle ou alkényle saturée ou insaturée.
Les cardiolipides ou diphosphatidylglycérols
Ils sont composés de deux molécules d’acide phosphatidique
reliées au niveau de leurs groupements phosphates par une molécule
de glycérol.
Les sphingolipides
Tous ces composés présentent dans leur structure une molécule de
céramide résultant de l’association par liaison amide d’une
molécule d’acide gras et d’une molécule de sphingosine. Selon le
sphingolipide, la sphingosine du céramide est liée par sa fonction
alcool primaire :
– soit à une molécule d’acide phosphorique, elle-même unie à une
molécule de choline (sphingomyéline de la myéline ou des membranes
des cellules animales) ;
– soit à une molécule d’hexose (glucose ou galactose), celle-ci
pouvant être liée à une molécule d’hexosamine (galactosamine) ou à
une ou plusieurs molécules d’hexoses (sphingoglycolipides). Selon
le nombre total de molécules d’hexoses et hexosamines, on distingue
parmi les sphingoglycolipides, des céramides monohexosides (ou
cérébrosides), des céramides di-, tri-, tétra-hexosides.
Les cérébrosides peuvent avoir l’hydroxyle en position sn-3
du galactose estérifié par l’acide sulfurique (cérébrosides
sulfates ou sulfatides).
Les gangliosides (tissu nerveux, membranes des érythrocytes, etc.)
sont des sphingoglycolipides dont la partie polyhexoside contient
une ou plusieurs molécules d’acide sialique (ou acide neuraminique)
en plus des hexoses et hexosamines.
Ces lipides polaires contenant des oses sont fréquemment regroupés
sous la terminologie générique de glycolipides. Alors que les
phospholipides (PL) constituent la majeure partie des lipides
polaires des membranes cellulaires, les glycolipides naturellement
présents en faible quantité, occupent cependant une place très
importante dans le tissu nerveux [1].
Les lipides polaires marins
Comme les triacylglycérols, les lipides polaires marins se
caractérisent par leur richesse exceptionnelle en acides gras
polyinsaturés, ce qui en fait une ressource potentielle très
importante, car leur exploitation industrielle n’en est qu’à ses
balbutiements.
À l’origine de la chaîne alimentaire marine, les microalgues et la
microfaune du plancton participent largement à la composition en
acides gras que l’on rencontre chez les poissons. Naturellement,
les coquillages font également partie de cette chaîne. Cependant,
hors la coquille, ils ne génèrent pas de sous-produits, ce qui
limite leur intérêt.
Les microalgues
Les microalgues peuvent contenir des quantités importantes de
lipides dont la composition en acides gras ressemble à celle des
plantes supérieures. Dans les lipides polaires, la proportion en
acides gras polyinsaturés, notamment l’EPA (C20:5n-3) et le DHA
(C22:6n-3) varient selon les espèces. Chez Isochrysis
galbana, une microalgue largement cultivée aujourd’hui, le DHA
est un acide gras majoritaire des phospholipides [2]. Il en va de
même chez de nombreux Dinoflagellées [3]. Les glycolipides n’en
contiennent qu’une quantité réduite, mais c’est dans cette classe
de lipides polaires que l’on retrouve la majeure partie de l’EPA
chez Porphyridium purpureum [4] et Skeletonema
costatum [5].
Chez la spiruline (S. platensis, S. maxima), une algue des
eaux sodées de certains lacs tropicaux, célèbre pour sa capacité
encore non démontrée à résoudre le déficit alimentaire de certaines
populations, le contenu en lipides varie entre 5 et 11 % selon
les auteurs [6-9]. La fraction saponifiable (83 % des lipides
totaux) est principalement composée de monogalactosyl et
digalactosyldiglycérols (23 %), de sulfoquinovosyldiglycérols
(5 %). Le phosphatidylglycérol intervient pour 26 % de
cette fraction, ce qui est relativement élevé, alors que les
phospholipides classiques (phosphatidylcholine,
phosphatidyléthanolamine et phosphatidylinositol) ne se retrouvent
pas en quantités appréciables. Curieusement, les triglycérides ne
sont présents qu’à l’état de traces (0,3 %) et près de
5 % des phospholipides ne sont pas définis. Par ailleurs, chez
cette microalgue, les acides gras de la série ω6 se limitent aux
acides linoléique (9 à 12 % du total acides gras) et
γ-linolénique (13 à 40 % du total). Il n’y a ni acides gras
ω3, ni acides gras polyinsaturés à longue chaîne (AGPI-LC). On
retrouvera ceux-ci, notamment l’EPA en quantité majoritaire, chez
Porphyridium purpureum (anciennement cruentum) [10].
On peut ajouter que, plusieurs auteurs ont étudié la production
d’EPA et d’acide arachidonique chez les Rhodophytes et les
Phéophytes [11, 12].
Le krill
Le krill n’est pas à proprement parler une espèce, mais plutôt
une famille de crustacés voisins de la crevette. Il s’agit de l’un
des premiers éléments de la chaîne alimentaire marine à laquelle on
peut ajouter les copépodes. Présent en abondance dans tous les
océans, notamment les mers les plus froides, il peut contenir une
quantité très variable de lipides (7,7 à 27,1 % chez
Meganyctiphanes norvegica) dont 40 % à 60 % sont
des phospholipides [13]. Il s’agit donc d’une ressource potentielle
de lipides polaires extrêmement importante. La PC est généralement
le phospholipide majoritaire (environ 50 % des PL totaux).
Chez Euphausia superba, la PE est un phospholipide
particulièrement riche en AGPI-LC [14-16]. Il faut également
souligner que cette teneur en PL est particulièrement élevée en
période de reproduction, quand les femelles transportent leurs œufs
entre leurs pattes abdominales. Les PL peuvent alors représenter
jusqu’à 75 % des lipides totaux.
Les coquillages
D’après King et al. [17], la teneur en lipides des
bivalves peut atteindre 3,6 %, cependant, des valeurs de 1 à
2 % sont plus courantes. Il semble que le régime alimentaire
ait une influence prépondérante sur la teneur en AGPI des lipides
neutres et des phospholipides, notamment dans les gonades tant
mâles que femelles. Ainsi, Soudant et al. [18] ont par
exemple montré que la quantité d’EPA dans les PL est 3,6 fois
plus élevée dans un groupe de Pecten maximus ayant reçu un
régime algal à base de Chaetoceros calcitrans comparé à un
autre groupe alimenté en Isochrysis galbana. Inversement, le
DHA est 1,5 fois plus élevé dans le deuxième groupe. Cette
influence doit toutefois être tempérée par le fait que le DHA et
l’acide arachidonique s’accumulent nettement dans les PL
indépendamment du régime. On a pu également noter que des
altérations importantes surviennent dans les lipides neutres et
surtout les PL de Patinopecten yessoensis au cours du
stockage à – 20 °C. Etant donné l’amplitude de
l’altération, notamment sur l’EPA et le DHA, les auteurs impliquent
une lipolyse enzymatique endogène associée à une auto-oxydation
[19].
Les poissons
Chez les poissons, la teneur et la composition lipidiques
varient avec l’âge, le cycle sexuel et les facteurs
environnementaux tels que la température et la salinité de l’eau
[20, 21]. Dans le groupe des poissons « gras », la teneur
en lipides des muscles, essentiellement des triacylglycérols, peut
varier de 1 à 25 g/100 g de chair selon la saison et
l’alimentation. Entre ces valeurs extrêmes, la masse moyenne de
graisse est plutôt de l’ordre de 5 % chez les poissons
sauvages et de 15 % chez les poissons d’élevage. Les di- et
monoacylglycérols, principalement issus de l’hydrolyse des
triacylglycérols au sein du muscle, ne représentent que des
quantités négligeables et les phospholipides sont quasi absents de
la masse musculaire. Chez les poissons « maigres », les
lipides sont surtout des triacylglycérols (35 % des lipides
totaux) associés à une forte proportion de phospholipides
(65 %) intimement liés aux protéines, car ils sont
constitutifs des membranes cellulaires [22]. Cette teneur
apparemment élevée est trompeuse, car les poissons
« maigres » contiennent généralement moins de 5 % de
graisse. En outre, les phospholipides sont plutôt concentrés dans
les tissus cérébraux où ils peuvent représenter jusqu’à 65 %
de la masse humide.
La phosphatidylcholine représente souvent plus de 50 % des
PL, suivie par la phosphatidyléthanolamine pour environ 30 %.
Ils sont en général très riches en acides gras polyinsaturés à
longue chaîne (AGPI-LC). Plusieurs auteurs ont montré que la teneur
en PL reste sensiblement constante, quelle que soit la
concentration en lipides neutres, ce qui paraît logique compte tenu
de leur rôle essentiellement structural [23-25]. La proportion des
différents acides gras varie en fonction de la fraction lipidique
considérée. Dans le cas de nombreuses espèces méditerranéennes et
des petits pélagiques (sardine, chinchard, maquereau), la
composition en acides gras dans les PL et les lipides neutres est
généralement identique. Cependant, la proportion d’acides gras
monoinsaturés est supérieure dans les triacylglycérols, alors que
celle des AGPI est plus élevée dans les PL. Les AGPI dans les PL
peuvent ainsi représenter plus de 58 % des acides gras de la
fraction lipidique totale [26], avec l’EPA et le DHA dépassant
fréquemment 50 % des acides gras totaux dans les PL de la
plupart des poissons. Le DHA est particulièrement abondant dans les
PL musculaires des salmonidés et des calmars [25, 27]. Des
résultats similaires sont observés chez différentes espèces de thon
et de calamar [28] (tableau 1).
Tableau 1. Pourcentage d’acides
gras n-3 et n-6 en position sn-2 dans la classe des phospholipides
de différentes espèces de thons [30]. Les valeurs entre parenthèses
représentent le % de DHA.
Espèce de thon
(Terminologie anglo-saxonne) |
AGPI n-3 |
AGPI n-6 |
n-3/n-6 |
| Albacore |
58,3 (47,3) |
9,3 |
6,3 |
| Little tunny |
44,5 (37,7) |
10,2 |
4,4 |
| Skipjack |
52,8 (46,0) |
10,5 |
5,0 |
| Frigate |
61,0 (51,4) |
9,3 |
6,6 |
| Big eye tuna |
65,0 (58,1) |
10,1 |
6,5 |
| Yellowfin |
60,0 (53,1) |
7,5 |
8,1 |
| Bluefin |
61,8 (53,7) |
9,0 |
6,9 |
| Bonito |
60,4 (50,5) |
5,8 |
10,4 |
Pour la plupart des poissons de Méditerranée, notamment les
petits pélagiques, la teneur en C22:6n-3 dans les PL est plus
élevée que celle de C20:5n-3. On y trouve également très peu de
C22:1 et C20:4n-6 [27]. En revanche, les triacylglycérols sont
riches en C18:1, C20:1 et C22:1 et le rapport C22:6n-3/C20:5n-3 est
plus faible que dans les phospholipides.
De manière générale, les acides gras les plus insaturés ou à
courte chaîne occupent préférentiellement la position sn-2.
On a également déterminé que sur les PL, les acides gras
polyinsaturés à longue chaîne occupent principalement cette
position, notamment chez le saumon et le thon. Cette position
favorise notamment la fluidité membranaire, donc le transport de
substances au travers des membranes cellulaires. C’est notamment le
cas du phosphatidylinositol et de ses dérivés phosphorylés qui
agissent au niveau des signaux de transduction [29].
Cette richesse particulièrement élevée en AGPI dans les
phospholipides se fait au détriment des acides gras monoinsaturés
(AGMI) lorsqu’on les compare aux triacylglycérols, alors que la
proportion d’acides gras saturés (AGS) reste sensiblement
constante. Dans la classe des lipides polaires, les AGPI présentent
des chaînes carbonées plus longues et le rapport
C20 + C22/C18 est de 4,3 à 9,8 fois supérieur à
celui que l’on peut observer dans les lipides neutres. Chez le
saumon, le DHA à lui seul représente 19,38 % des acides gras
dans les phospholipides contre 9,58 % dans les
triacylglycérols [24]. Parmi les AGPI présents dans les
phospholipides totaux, c’est l’acide docosahexaénoïque (DHA) qui
reste majoritaire dans la plupart des cas. Cette observation est
appuyée indirectement par les travaux de Aubourg et al. [30]
qui ont étudié la régio-distribution des AGPI des phospholipides
chez le thon Albacore pendant la cuisson. Il est clair que les AGPI
à longue chaîne (22:6n-3, 20:5n-3 et 20:4n-3) sont
préférentiellement estérifiés sur la position sn-2 (tableau 2).
Tableau 2. Distribution
des acides gras sur les positions sn-1 et sn-2 des phospholipides
de thon Albacore avant et après cuisson (d’après [30]).
|
Albacore frais |
Albacore cuit |
| Acide gras |
sn-1 |
sn-2 |
sn-1 |
sn-2 |
| C16 :0 |
20,8 |
6,7 |
22,3 |
7,9 |
| C18 :0 |
43,1 |
2,1 |
34,2 |
2,2 |
| C18 :1n-9 |
7,7 |
13,7 |
7,8 |
20,2 |
| C20 :5n-3 |
1,2 |
9,3 |
2,0 |
8,2 |
| C22 :6n-3 |
9,3 |
47,3 |
14,7 |
39,3 |
Selon des travaux assez anciens [31, 32], cette distribution des
AGPI-LC en sn-2 leur assurerait une protection contre
l’oxydation durant les processus métaboliques. Cependant cette
position est thermolabile, on observe notamment une diminution du
DHA au profit de l’acide oléique. En même temps, l’acide stéarique
diminue en sn-1 au profit du DHA et de l’acide arachidonique
(C20:4n-6) [33].
Il est intéressant d’observer que la teneur et la composition de
la graisse de saumon varient selon que le poisson est sauvage ou
élevé en fermes aquacoles. Le saumon d’élevage accumule ainsi plus
d’acides gras saturés que son confrère sauvage (il est d’ailleurs
beaucoup plus gras que ce dernier). La teneur en AGPI dans les PL
est notablement différente entre les deux groupes. Ainsi, le DHA
est significativement plus élevé chez le saumon sauvage, alors que
les PL du saumon d’élevage contiennent moins d’EPA. Ces résultats
tendent à montrer que le DHA chez le saumon serait sous contrôle
génétique et que la conversion des AGPI d’un rôle fonctionnel à un
rôle nutritionnel serait plus élevée chez le saumon d’élevage
[34].
Sachant que la majeure partie des PL est localisée dans le tissu
cérébral, il peut paraître surprenant que les travaux sur la
composition en PL du cerveau de poisson soient relativement rares.
Les principales études et compilations bibliographiques ont été
réalisées par des chercheurs russes de l’époque de l’URSS. Ainsi,
l’un des articles les plus anciens se rapporte à la composition en
acides gras des PL du cerveau, du foie et des muscles d’un saumon
anadrome (Oncorhynchus nerka) au cours de différentes
périodes et lieux de résidence du poisson [35]. Les auteurs
distinguent ainsi une composition type « mer » et
« rivière » dans le foie et les muscles, alors que les PL
cérébraux demeurent sensiblement constants, probablement en raison
de leur rôle structural dans les membranes cellulaires. Un groupe
de 10 chercheurs (dont les précédents) s’est intéressé à la
composition en PL et glycolipides chez les poissons de mer [36].
Ils observent que le cerveau de ces poissons contient entre 1 et
2 mg de phosphore/g de poids humide, avec une composition en
PL individuels identique chez les téléostéens, alors que la teneur
en PC et PE est moindre chez les élasmobranches. La composition de
chacun de ces PL ressemble à celle des vertébrés à sang chaud, mais
tous sont plus riches en AGPI que ceux de ces mêmes vertébrés. Les
cérébrosides vont de 1,1 à 4,9 mg/g de masse humide chez les
téléostéens, alors que cette valeur est considérablement plus haute
chez les requins. Chez le poisson Mylossoma aureum (un
piranha herbivore), la teneur en DHA dans la
phosphatidyléthanolamine est significativement plus élevée dans le
cerveau que dans le foie [37]. Une autre revue bibliographique
regroupant 43 références recoupe l’ensemble de ces
observations sur toutes les familles de poissons [38].
Conclusion
Après cette revue non exhaustive de la composition en lipides
polaires des organismes marins, il est clair que des sources
potentielles d’exploitation industrielle existent. Les algues ont
un rôle important à jouer, malgré leur faible teneur globale en
lipides. Ceux-ci et notamment les lipides polaires, ont souvent des
structures moléculaires originales dont les propriétés demandent
encore à être vérifiées. Le krill est un excellent candidat, car sa
teneur en phospholipides est très élevée, mais il importe de gérer
la ressource avec attention. Les poissons constituent un énorme
potentiel, cependant la qualité des lipides polaires obtenus est
obérée jusqu’à aujourd’hui par un défaut rédhibitoire :
l’odeur. En effet, l’une des particularités des phospholipides de
poisson, est leur capacité à retenir les odeurs, ce qui d’un point
de vue industriel est catastrophique. Cela est particulièrement
vrai si les phospholipides sont destinés à des applications
cosmétiques où la demande est forte, mais encore peu satisfaite. Le
défi technologique majeur doit donc consister à extraire ces
composés de la manière la plus efficace et la moins agressive
possible pour l’environnement. Il est donc probable que les
technologies douces associant des enzymes à des solvants ou
additifs non toxiques ont un bel avenir. Toutefois, bien que des
avancées importantes aient vu le jour au cours de ces dernières
années, ce défi reste encore à relever. n
RÉFÉRENCES
1. LOVE RM.The Chemical Biology of Fishes
1980 ; 2 : 1968-77.
2. LEBLOND JD, CHAPMAN PJ. Lipid class distribution
of highly unsaturated long chain fatty acids in marine
dinoflagellates. J Phycol 2000 ; 36 : 1103-8.
3. SUKENIK A, WAHNON R. Biochemical quality of
marine unicellular algae with special emphasis on lipid
composition. I. Isochrysis galbana. Aquaculture
1991 ; 97 : 61-72.
4. LOPEZ ALONSO D, BELARBI EH, RODRIGUEZ-RUIZ J,
SEGURA CI. Acyl lipids of three microalgae. Phytochemistry
1998 ; 47 : 1473-81.
5. BERGÉ JP, GOUYGOU JP, DUBACQ JP, DURAND P.
Reassessment of lipid composition of the diatom, Skeletonema
costatum. Phytochemistry 1995 ; 39 :
1017-21.
6. UJARD EU, BRACO U, MAURON J, MOTTU F, NABHOLZ A,
WUHRMANN JJ, CLÉMENT G. Composition and Nutritive Value of Blue
Green Algae (Spirulina) and their Possible Use in Food
Formulations. 3rd. International Congress of Food
Science and Technology, Washington 1970.
7. HALLEM JJ, PASSWATER RA, MINDELLEM.
Spirulina. Keats Publishing, Inc. New Canaan, Connecticut
1981.
8. ANTILLAN C. Cultivation of
Spirulina for human consumption and for animal feed.
International Congress of Food Science and Technology.
Madrid (Spain) September 1974.
9. UDSON BJF, KARIS IG. The Lipids of the Alga
Spirulina. J Sci Fd Agric 1974 ; 25 :
759-63.
10. SUKENIK A, LIVNE A, ZMORA O, MOKADY S.
Production of ω3 polyunsaturated fatty acids by unicellular algae
from laboratory to commercial application. In Progress in
Biotechnology of photoautotrophic microorganisms, 6 :
6th Intern Conf Appl Algol1993 ; September
6th Czech Republic.
11. CHOU HN, CHIANG YM. Filamentous culture of
seaweeds for the production of polyunsturated fatty acids.
In : Progress in Biotechnology of photoautotrophic
microorganisms 1993 ; 6 : 6th Intern.
Conf. Appl. Algol. September 6th Czech Republic.
12. RADMER WS. Products from algae grown in closed
reactors. In : Progress in Biotechnology of
photoautotrophic microorganisms 1993 ; 6 :
6th Intern Conf Appl Algol September
6th Czech Republic.
13. ALBESSARD E, MAYZAUDAND P, CUZIN-ROUDY J.
Variation of lipid classes among organs of the Northern krill
Meganyctiphanes norvegica, with respect to reproduction.
Comparative Biochem and Physiol 2001 ; Part A
129 : 373-90.
14. CHAPELLE S. Lipid composition of tissues of
marine Crustaceans. Biochem System Ecol 1977 ; 5 :
241-8.
15. CLARKE A. Lipid content and composition of the
pink shrimp, Pandalus montagui (Leach) (Crustacea :
Decapoda). J Exp Mar Biol Ecol 1979 ; 38 :
1-17.
16. CHAPELLE S, DANDRIFOSSE G, ZWINGELSTEIN G.
Incorporation of (H3-) oleic acid into phospholipids of the crab
Maja squinado. Wash J Biol 1982 ; 40 :
90-7.
17. KING I, CHILDS MT, DORSETT C, OSTRANDER JG,
MONSEN ER. Shellfish : Proximate composition, minerals fatty
acids, and sterols. J Amer Diet Assoc 1990 ; 90 :
677-85.
18. SOUDANT P, MARTY Y, MOAL A, ROBERT R, QUERE C,
LE COZ JR, SAMAIN JF. Effect of food fatty acid and sterol quality
on Pecten maximus gonad composition and reproduction
process. Aquaculture 1996 ; 143 : 3161-378.
19. BO YOUNG J, OHSHIMA T, KOIZUMI C. Changes in
molecular species compositions of glycerophospholipids in the
adductor muscle of the giant scallop Patinopecten yessoensis
during frozen storage. J Food Lipids 1999 ; 6 :
131-47.
20. CORRAZE G, KAUSHIK S. Les lipides des poissons
marins et d’eau douce. OCL 1999 ; 6, 1 :
111-5.
21. CORDIER M, BRICHON G, WEBER JM, ZWINGELSTEIN G.
Changes in the fatty acid composition of phospholipids in tissues
of farmed sea bass (Dicentrarchus labrax) during an annual
cycle. Roles of environmental temperature and salinity.
Comparative Biochemistry and Physiology Part B :
Biochemistry and Molecular Biology 2002 ; 133, 3 :
281-8.
22. BODY DR, VLIEG P. Distribution of the lipid
classes and eicosapentaenoic (20 :5) docosahexaenoic
(22 :6) acids in different sites in blue mackerel (Scomber
australasicus) fillets. J Food Sci 1989 ; 54 :
569-72.
23. Ackman RG. Seafood lipids. In :
Seafood Chemistry, Processing technology and quality.
Shahidi, F. and Botta, J.R, Blackie Acad.and Professional,
1994 ; NY. 34-48.
24. SHEWFELT RL. Fish muscle lipolysis – A
review. J of Food Biochem 1981 ; 5 : 79-100.
25. BANDARRA NM, BATISTA I, NUNES, ML, EMPIS, JM,
CHRISTIE WW. Seasonal changes in lipid composition of sardine
(Sardina pichardus). J Food Sci 1997 ; 62 :
40-2.
26. HENDERSON RJ, TOCHER DR. The lipid composition
and biochemistry of freshwater fish. Progr Lipid Res
1987 ; 26 : 281-347.
27. PASSI S, CATAUDELLA S, DI MARCO P, DE SIMONE F,
RASTRELLI L. Fatty acid composition and antioxidant levels in
muscle tissue of different mediterranean species of fish and
shellfish. J of Agric And Food Chem 2002 ; 50 :
7314-22.
28. IGARASHI D, HAYASHI K, KISHIMURA H. Positional
distribution of DHA and EPA in phosphatidylcholine and
phosphatidylethanolamine from different tissues of squids. J
Oleo Sci 2001 ; 50 : 729-34.
29. THOMAS LM, HOLUB BJ. Nutritional aspects of fats
and oils. In Technological advances in improved and alternative
sources of lipids. Pp 16-49. Eds BS Camel,Y Kakuda. Blackie
Academic, Professional 1994.
30. AUBOURG SP, MEDINA I, PEREZ-MARTIN R.
Polyunsaturated fatty acids in tuna phospholipids :
distribution in the sn-2 location and changes during cooking. J
Agric Food Chem 1996 ; 44 : 585-9.
31. BROCKERHOFF H, YUKOWSKI M, HOYLE R, ACKMAN RG.
Fatty acid distribution in lipids of marine plankton. J Fish Res
Board Can 1964 ; 21 : 1379-84.
32. BROCKERHOFF H, HOYLE R, HWANG P, LICHTFIELD C.
Positional distribution of fatty acids in depot triglycerides of
aquatic animals. Lipids 1967 ; 3 : 24-9.
33. AUBOURG SP, SOTELO CG, PEREZ-MARTIN R.
Assessment of quality in frozen Sardine (Sardina pilchardus) by
fluorescence detection. J Am Oil Chem Soc 1998 ;
75 : 575-80.
34. PENG J, LARONDELLE Y, PHAM D, ACKMAN RG, ROLLIN
X. Polyunsaturated fatty acid profiles of whole body phospholipids
and triacylglycerols in anadromous and landlocked Atlantic salmon
(Salmo salar L.) fry. Comparative Biochemistry and
Physiology Part B 2003 ; 134 : 335-48.
35. KREPS EM, CHEBOTAREVA MA, AKULIN VN. Fatty acid
composition of brain and body phospholipids of the anadromous
salmon, Oncorhynchus nerka, from fresh-water and marine
habitat. Comparative Biochem and Physiol 1969 ; 31,
3 : 419-30.
36. KREPS EM, AVROVA NF, CHEBOTAREVA MA,
CHIRKOVSKAYA EV, KRASILNIKOVA VI, KRUGLOVA EE, LEVITINA MV,
OBUKHOVA EL, POMAZANSKAYA LF, PRAVDINA NI, ZABELINSKII SA.
Phospholipids and glycolipids in the brain of marine fish.
Comparative Biochem and Physiol Part B : Biochem and
Molecular Biology 1975 ; 52, 2 : 283 -92.
37. HENDERSON RJ, TILLMANNS MM, SARGENT JR. The
lipid composition of two species of Serrasalmid fish in relation to
dietary polyunsaturated fatty acids. J Fish Biol 1996 ;
48, 3 : 522-
38. EL-SHATTORY Y. Review on fish phospholipids.
Die Nahrung 1979 ; 23, 2 : 179-86.
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