ARTICLE
Auteur(s) : Mourad Haddadi1,
Saliha
Yakoub-Bougdal2
1Faculté des sciences biologiques et des sciences
agronomiques Université Mouloud Mammeri RP 15000 Algérie
2Laboratoire de morphogenèse et cytologie
végétales Unité de recherche de biologie BP 359 RP
15000 Tizi-Ouzou Algérie
En Algérie, l'olivier représente l'une des espèces arboricoles
les plus répandues occupant une superficie de
177 220 hectares, mais le rendement demeure faible à
cause du vieillissement du verger oléicole. Sur 17 millions
d'arbres, 15 millions sont en production. Occupant 40 % du
verger, la variété locale de Kabylie (Olea europea L. Var Chemlal),
est la plus répandue. Elle est reconnue comme étant productrice
d'une huile naturelle et saine de haute qualité, dont le rendement
est de l'ordre de 14 à 18 litres/100 kg (d'olives
fraiches avec noyau). Cette variété vigoureuse colonise les sols
accidentés des reliefs montagneux de la région (Sahli et Mekersi,
2005). Multipliée par bouturage herbacé, elle montre un faible taux
d'enracinement (19 %). Traditionnellement, elle se trouve donc le
plus souvent multipliée par greffage sur oléastres, ou par semis de
noyaux suivi de greffage (Yakoub-Bougdal et al., 2007). D'où
le problème du manque de porte-greffes. Un protocole de production
rapide et permettant une production intensive de porte-greffes
sélectionnés de la variété Chemlal s'impose. Nous avons utilisé la
culture in vitro comme méthode pour produire des jeunes plants
sains et vigoureux.
Matériel et méthode
Prélèvements et préparation du matériel végétal
Les fruits d'olivier (Olea europea L. var. Chemlal) ont été
prélevés sur des arbres sains âgés de 10 ans, en période de
récolte (de novembre à janvier) dans une oliveraie traditionnelle
de la région de Tizi-Rached de la wilaya de Tizi-Ouzou.
Les fruits sont débarrassés de leur chair (pulpe), puis lavés
afin d'éliminer toute trace de matière grasse. Les noyaux
obtenus sont relavés avec un détergent commercial, puis essuyés et
séchés à l'air libre. Ils sont conservés dans des bocaux à
température ambiante. Les graines sont extraites des noyaux.
Celles indemnes de maladies apparentes sont choisies, désinfectées
par une solution d'hypochlorite de sodium à la concentration de 2,5
% durant 5 minutes, puis imbibées en conditions axéniques
pendant 3 jours, dans des boîtes de Pétri tapissées de coton
hydrophile.
Culture
Les embryons zygotiques matures sont extraits à l'aide d'une double
incision des téguments au niveau de la partie radiculaire de la
graine (Cañas et al., 1987). Quarante-huit embryons ont été
ensemencés dans des tubes à essai contenant 25 ml d'un milieu
MS modifié (milieu Murashige et Skoog, avec 40,5 mg/L de
Na2 – EDTA, et 200 mg/L de glutamine), solidifié
avec de la gélose Bacto agar (Sigma, 8 mg/L), contenant de
l'AIA (acide indole-3-acétique) à 0,1 mg/L, ou de la BAP
(6-benzylaminopurine) à 0,1 mg/L additionnée d'auxine (ANA,
acide naphtalène acétique) à 1 mg/L, ou de la BAP à
10 mg/L additionnée d'auxine AIA à 0,1 mg/L. Le pH
des milieux est à 5,6. L'incubation s'est effectuée à 25 °C de
température et 16 heures de photopériode.
Résultats
Développement des embryons
L'addition d'AIA à la concentration de 0,1 mg/L a permis
d'obtenir le développement de 54 % des 48 embryons ensemencés
(figure 1A).
Les 46 % restants se nécrosent dès la germination ou subissent
un arrêt de développement au cours de la croissance. Cette hormone
a induit, après 10 semaines de culture chez 19 % des embryons
développés, une modification de la phyllotaxie avec la formation
anormale de 4 feuilles à l'extrémité apicale (figure 1B).
L'addition d'AIA à 0,1 mg/L et de BAP à 10 mg/L produit
33 % de vitroplants avec de longues racines pivotantes ; les tiges
sont courtes avec un feuillage verdâtre (figure 2A). Cette
formule a permis d'induire quelquefois la néoformation de racines
adventives sur les feuilles cotylédonaires après 21 semaines
de culture (6 % des embryons ensemencés) (figure 2B).
La combinaison hormonale ANA (1 mg/L) + BAP
(0,1 mg/L) a permis d'obtenir un développement précoce dès le
quatrième jour. Soixante pour cent de plantules pourvues de deux
paires de feuilles avec une tige longue et rigide, et une racine
principale épaisse et pivotante, ont été obtenues après
5 semaines de culture, l'expérimentation ayant été répétée
2 fois (figures 3A et 3B).
Discussion et conclusion
Le milieu MS modifié nous a permis d'obtenir un développement
satisfaisant après 7 jours de culture. Jay-Allemand et Cornu
(1986) ont utilisé la même quantité de glutamine (200 mg/L),
associée aux microéléments de Murashige et Skoog (1962) dans leurs
milieux de culture pour les embryons isolés du noyer commun
(Juglans regia L.). Ils ont signalé que les apports en
vitamines semblent indispensables pour obtenir un développement
complet des embryons immatures ou matures cultivés in vitro.
Lorsque ce même milieu est additionné des hormones que nous avons
utilisées, le développement devient plus rapide (croissance de la
radicule et verdissement des cotylédons en 5 jours), ce qui
montre l'effet stimulateur de ces hormones végétales. L'addition
d'AIA à 0,1 mg/L montre une capacité appréciable de
développement (54 %). Cependant, elle induit souvent une
phyllotaxie anormale. La formation de plusieurs feuilles
simultanément est due à l'influence morphogénétique de l'AIA.
Le milieu MS modifié additionné d'AIA (0,1 mg/L) et de
BAP (10 mg/L) présente un réel intérêt : il nous a permis
d'obtenir des vitroplants pourvus de deux paires de feuilles bien
développées et verdoyantes avec une longue racine. Cependant, des
racines adventives sont apparues sur des feuilles cotylédonaires.
Le milieu le plus favorable au développement précoce est celui
qui est additionné d'hormones en combinaison auxines-cytokinines
(ANA à 1 mg/L + BAP à 0,1 mg/L). L'association de l'ANA
avec la BAP serait responsable de l'accélération du processus de
développement. Roussos et Pontikis (2002) ainsi que Yacoub-Bougdal
et al. (2007), entre autres, ont montré l'importance des auxines
sur la régénération de l'olivier par culture in vitro, notamment
dans l'enracinement.
Références
[Cañas et al., 1987] Cañas LA, Carramolino L,
Vicente M. Vegetative propagation of the olive tree from in
vitro cultured embryos. Plant Sci 1987 ; 50 : 85-90.
[Jay-Allemand et Cornu, 1986] Jay-Allemand C, Cornu D.
Culture in vitro d'embryons isolés de Noyer commun (Juglans regia
L.). Ann Sci For 1986 ; 43 : 189-98.
[Murashige et Skoog, 1962] Murashige T, Skoog F. A
revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue
culture. Physiol Plant 1962 ; 15 : 473-97.
[Roussos et Pontikis, 2002] Roussos PA, Pontikis CA.
In vitro propagation of olive (Olea europaea L.) cv. Koroneiki.
Plant Growth Regul 2002 ; 37 : 295-304.
[Sahli et Mekersi, 2005] Sahli Z, Mekersi S. Algérie. In :
Ilbert H, ed. Produits du terroir méditerranéen. Conditions
d'émergence, d'efficacité et modes de gouvernance (PTM : CEE et
MG). Recherche N° 22-35. Montpellier (France) : Ciheam-Iamm,
2005.
[Yakoub Bougdal et al., 2007] Yakoub-Bougdal S, Chérifi D,
Bonaly J. Production de vitroplants d’Olea europea var. Chemlal.
Cah Agric 2007 ; 16 : 125-7. Doi : 10.1684/agr.2007.0079
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