ARTICLE
Auteur(s) : Ala-Eddine Deghmane, Muhamed-Kheir
Taha
Institut Pasteur, unité postulante des infections
bactériennes invasives, 28, rue du Docteur Roux, 75724
Paris cedex 15
Neisseria meningitidis (le méningocoque) est une bactérie
capsulée à multiplication extracellulaire qui colonise
habituellement le rhinopharynx humain, à la fois son habitat
naturel et sa porte d'entrée. Très souvent, suite à cette
colonisation, le méningocoque va entretenir une relation commensale
avec le rhinopharynx qui se manifeste par un portage
asymptomatique, présent dans 10-15 % de la population générale [1].
Cette spécificité d'hôte suggère que l'acquisition et la
transmission interhumaine s'effectuent par voie aérogène. À partir
de sa porte d'entrée, le méningocoque peut occasionnellement
générer des infections invasives, parfois dévastatrices
(méningococcémies, méningites, arthrites et péricardites septiques)
[2, 3]. Ces infections, notamment les formes les plus
fulminantes de la méningococcémie (purpura fulminans), sont
extrêmement dangereuses en vertu de la progression rapide de la
maladie vers une urgence médicale, menaçant le pronostic vital en
quelques heures, et à cause de leur potentiel épidémique.
Seules les bactéries portées au rhinopharynx sont transmissibles.
L'infection invasive à méningocoque (IIM) constitue une impasse
dans le cycle de la transmission de la bactérie. La capsule du
méningocoque est de nature polysaccharidique.
L'immunospécificité de cette capsule permet de classer les
méningocoques en plusieurs sérogroupes. Ce sont
les sérogroupes A, B, C, Y et W135 qui sont le plus souvent
retrouvés dans les cas d'infection invasive à méningocoque.
Facteurs favorisant l'infection
Les éventuels facteurs de risque de survenue d'une IIM sont
multiples. Certains facteurs sont liés à la bactérie et d'autres
sont liés à l'hôte.
Facteurs liés à la bactérie (virulence
des souches)
Le méningocoque est le plus souvent une espèce commensale de la
voie respiratoire. Les facteurs bactériens qui favorisent le
développement d'une IIM concernent essentiellement l'introduction
d'un nouveau clone virulent au sein d'une population
immunologiquement naïve, d'où l'importance majeure de la
caractérisation génotypique des souches de méningocoque [4, 5].
La virulence d'une souche peut être définie par le nombre de
cas qui développent la maladie au sein d'une population après
l'acquisition de cette souche [1, 6, 7]. Les études
épidémiologiques ont clairement montré que les souches isolées de
malades diffèrent génotypiquement et phénotypiquement des souches
isolées du portage asymptomatique. En effet, la plupart des
cas épidémiques et sporadiques des IIM sont provoqués par un nombre
restreint de lignées génétiques appelées « les complexes clonaux
hyperinvasifs ». Ces complexes clonaux se distinguent
phénotypiquement et génotypiquement des souches isolées du portage
asymptomatique qui, en revanche, provoquent rarement la maladie [1,
6, 8-11]. Plusieurs facteurs de virulence de la bactérie jouent ici
un rôle qui doit être étroitement coordonné tels que la capsule,
les pili, les protéines de membrane externe, les structures
de la paroi bactérienne et l'endotoxine Une étude récente a
montré que la virulence d'un clone épidémique (le complexe
clonal ST-11) est associée avec sa capacité à provoquer la mort
cellulaire programmée (apoptose) in vitro, comparé aux isolats du
portage asymptomatique. Cet effet cytopathogène est lié à
la modulation différentielle de la réponse inflammatoire [12].
Les facteurs liés à l'hôte
Les facteurs de sensibilité liés à l'hôte sont essentiellement ceux
responsables de l'altération des défenses immunologiques et
l'homéostasie respiratoire. Les facteurs de sensibilité aux
IIM peuvent être :
- – d'origine endogène telle que l'immuno-immaturité du
nouveau-né, l'immuno-sénescence chez les patients âgés, des
déficits génétiques (déficience en composants tardifs du complexe
lytique du complément, la déficience en properdine, des altérations
des récepteurs pour le Fc des IgG ou encore le mannose-binding
lectin) [13, 14]. Le polymorphisme de certains gènes impliqués
dans la réponse inflammatoire et la cascade de la coagulation
(notamment les gènes codant pour l'IL-10 et le TNF-α), influence le
type et la gravité de ces infections [14]. Cependant, ces déficits
génétiques sont rares et des études plus poussées sont nécessaires
pour clarifier leurs rôles majeurs ;
- – de nombreux facteurs d'origine iatrogène (tels que les
modifications des défenses immunitaires suite aux traitements
immuno-suppressifs) ;
– d'origine exogène (tels que des facteurs « environnementaux »,
socio-économiques ou comportementaux, liés à l'agression par des
polluants atmosphériques) [15], sont suspectés mais non démontrés.
Le rôle délétère de cofacteurs infectieux altérant
l'immunité de l'hôte, notamment les facteurs viro-induites, a fait
l'objet de plusieurs investigations. Il est de plus en plus
pressenti que les infections virales favorisent la survenue des
infections bactériennes. En effet, les études épidémiologiques
ont montré la survenue séquentielle de syndromes « grippaux »
et bactériens, principalement à pneumocoque et à méningocoque [16,
17]. Les interactions entre virus et bactéries des voies
respiratoires sont complexes. La colonisation et l'adhérence
bactérienne du rhinopharynx sont favorisées par les infections
virales grâce à la destruction épithéliale, notamment de
l'épithélium cilié, ou encore l'effet que pourrait jouer la
neuraminidase virale qui peut agir sur la capsule bactérienne
composée d'acide polysialique (sérogroupes B, C, Y et W135) et
pourrait ainsi favoriser l'adhésion (et donc la colonisation) des
cellules épithéliales par le méningocoque [18]. Enfin, la
multiplication bactérienne est facilitée par la diminution du
chimiotactisme et de l'activité phagocytaire des macrophages, suite
à l'infection virale [16].
Physiopathologie des infections invasives
à méningocoque
La méningococcémie et la méningite représentent les formes les plus
sévères des IIM. La physiopathologie de cette infection
comporte différentes étapes successives :
- – colonisation et translocation de la muqueuse
rhino-pharyngées vers le sang ;
- – résistance aux défenses de l'organisme et
multiplication dans le sang ;
- – traversée de la barrière hémato-méningée et
multiplication dans le LCR.
Colonisation de la muqueuse rhino-pharyngée
L'adhésion des bactéries sur les cellules épithéliales de la
muqueuse rhinopharyngée puis et les cellules endothéliales
vasculaires est la première étape qui va aboutir au passage sanguin
pour provoquer une méningococcémie. Cette interaction induit des
cascades de signalisations complexes, qui seraient responsables de
l'invasion cellulaire puis du passage sanguin. L'adhésion du
méningocoque est initialement médiée par les pili, des appendices
filamenteuses qui s'étendent au-delà de la capsule
polysaccharidique et interagissent avec la protéine de surface
MCP/CD46 [19]. Cependant, le rôle du CD46 comme récepteur des pili
reste controverse [20-23]. Ce contact initial abouti à la
formation de microcolonies à la surface des cellules infectées et
déclenche une augmentation transitoire du Ca2+
cytosolique à partir du stock intracellulaire [24], ainsi que la
réorganisation spécifique du cytosquelette membranaire, responsable
de l'internalisation intracellulaire de la bactérie [25-28]. Après
8 à 16 heures d'infection, les bactéries s'étendent à la
surface cellulaire, perdent leurs pili, et leur niveau de capsule
baisse pour permettre un attachement plus intime avec la membrane
cytoplasmique cellulaire [29, 30]. Plusieurs structures de la
membrane externe bactérienne sont impliquées dans cette adhésion
intime. L'interaction des protéines bactériennes Opa et Opc avec
respectivement des membres de la famille des récepteurs cellulaires
CEACAM/CD66 et des intégrines sont les plus documentées [31-33].
Deux processus majeurs modulent le passage de l'adhésion initiale
vers l'adhésion intime. Le premier est la dispersion
bactérienne à la surface cellulaire et la rétraction des pili grâce
au phénomène de twitching motility, médié par la protéine PilT [29,
30]. Le second correspond à une diminution de l'expression des
pili et de la capsule par un mécanisme de régulation
transcriptionnelle. Certains facteurs de virulence jouent un rôle
important pour favoriser l'établissement des bactéries à la surface
de la muqueuse et la survie intracellulaire, tels que l'IgA1
protéase, responsable du clivage spécifique de l'IgA1 humain et
l'interférence avec la maturation du phagosome, le compartiment
terminal de dégradation dans la voie endosomale [34, 35].
La phase septicémique
Les études expérimentales et la comparaison des prélèvements chez
les malades ont montré que toute forme d'IIM est précédée d'une
bactériémie [36, 37], ce qui suggère l'absence de passage direct du
méningocoque de la muqueuse rhinopharyngée vers les espaces
méningés. Toutefois, le mécanisme responsable du passage sanguin
reste insuffisamment connu. La survie et la multiplication des
méningocoques pendant la phase septicémique sont d'une part liées à
la disponibilité de certains nutriments qui jouent un rôle
primordial dans les fonctions métaboliques de la bactérie, et,
d'autre part, à sa capacité d'échapper aux systèmes de défenses
immunitaires, en particulier la phagocytose et l'action lytique du
complément.
La disponibilité en Fer (Fe+3) libre fait défaut in
vivo et représente donc un facteur limitant pour la croissance du
méningocoque [38]. Sa concentration dans les tissus biologiques est
de l'ordre de 10-18 M et ceci en raison de sa liaison à
la transferrine et la lactoferrine dans le compartiment
extracellulaire. Afin de se procurer ce nutriment indispensable à
sa croissance, le méningocoque a su développer des systèmes
protéiques permettant la fixation spécifique des protéines humaines
de type sidérophores comme la transferrine, la lactoferrine et
l'hémoglobine [39-41]. La survie du méningocoque pendant la
phase septicémique est essentiellement accomplie grâce à la capsule
polysaccharidique, représentant la couche la plus externe de la
bactérie. La capsule en masquant les structures sous-jacentes
permet à la bactérie d'échapper à la phagocytose par les
phagocytes. Par ailleurs, les isolats de méningocoques capsulés
sont plus résistants à l'activité bactéricide du sérum que les
isolats non capsulés [42-44]. Le mécanisme par lequel la
capsule polysaccharidique serait impliquée dans la résistance
contre le sérum n'est pas entièrement compris, mais il semble être
lie à l'acide sialique. En effet, la structure polysaccharidique de
la capsule riche en acide polysialique présente une forte affinité
pour le facteur H, un inhibiteur puissant de la C3 convertase au
cours de la cascade d'activation du complément. Cette capsule
serait donc impliquée dans l'inactivation de la voie alterne du
complément [42]. De plus, la capsule évite la bactériolyse en
empêchant l'insertion des composants lytiques du complément (le
complexe d'attaque membranaire) dans la membrane bactérienne [45].
Par ailleurs, le méningocoque exprime une protéine liant
spécifiquement le facteur H humain (factor H-binding protein
[FhbP]). La fixation spécifique du facteur H par le Fhbp
inhibe l'assemblage du complexe d'attaque membranaire à la surface
de la bactérie et bloque par conséquence la lyse bactérienne [46].
Le méningocoque peut fixer à sa surface d'autres régulateurs
négatifs du complément [45].
Certains isolats de méningocoque libèrent de façon brutale des
fragments de membrane externe (« blebbing »), riches en
lipopolysaccharides (LOS), l'endotoxine bactérienne majeure [37].
L'induction des voies de signalisation dépendantes du récepteur
TLR4 (toll-like receptor 4) par le LOS est à l'origine de
l'activation des cascades inflammatoires (complément, bradykinine,
cytokines pro-inflammatoires) et des facteurs de coagulation au
sein de l'environnement intravasculaire ou le système nerveux
central [47, 48]. Une activation dérégulée de ces systèmes
hémodynamiques peut rapidement évoluer vers des formes fulminantes
de méningococcémies (purpura fulminans) avec une défaillance
hémodynamique et polyviscérale qui menace le pronostic vital en
quelques heures. Il existe une corrélation entre la quantité
d'endotoxine libérée et la gravité du tableau clinique [48, 49].
Plusieurs études ont montré que le méningocoque dépourvu de LOS
induit également l'activation des cytokines par voie de
signalisation dépendante de TLR2 [50]. Cependant, le potentiel
inflammatoire de ces mutants semble être moins important que les
souches exprimant LOS [50].
Atteinte des espaces méningés
La bactériémie à méningocoque peut conduire à l'ensemencement des
espaces méningés dans plus de 30 % des cas atteints de ces
infections invasives. La barrière hémato-méningée est composée de
deux structures distinctes. La première structure constituée
par l'endothélium des capillaires méningés est caractérisée par
l'existence de jonctions serrées entre les cellules endothéliales,
pauvres en vésicules de pinocytose qui témoignent de la faible
activité en transcytose de ces cellules. La deuxième structure
est représentée par les plexus choroïdes, lieu de synthèse du LCR,
située au niveau des ventricules. Elle est formée de cellules
épithéliales à jonctions serrées reposant sur une membrane basale
et accompagnée de cellules endothéliales [28]. Le passage
préférentiel pour le méningocoque par l'une ou l'autre de ces deux
structures n'a pas encore été établi. L'activation vasculaire est à
l'origine du recrutement des polymorphonucléaires neutrophiles
(PMN), dont le passage à travers l'endothélium est facilité par
l'induction de cytokines pro-inflammatoires (TNFα, IL-1, IL-6 et
IL-8) et d'autres médiateurs (par exemple NO) [51, 52]. L'action
synergique de l'IL-1 et du TNF-α conduit à l'augmentation de la
perméabilité de la barrière hémato-méningée, facilitant
le passage des bactéries et la production d'un œdème méningé,
le largage des métalloprotéases et l'induction de la mort
cellulaire par apoptose [52, 53]. Une fois dans le LCR, les moyens
de défense sont limités et le méningocoque va pouvoir se développer
sans rencontrer d'obstacles majeurs. L'altération de cette barrière
entraîne un œdème cérébral, une hypertension intracrânienne et
une vascularite avec thrombose persistante même après
stérilisation du LCR [54, 55].
Variation héritables et variations non héritables
des facteurs de virulence
Le potentiel de variabilité structurelle du méningocoque est très
remarquable. Le méningocoque peut en effet moduler
qualitativement ou quantitativement l'expression de ces facteurs de
virulence qui influencent l'évolution de la
virulence/transmissibilité des souches. Ces variations sont de
deux types :
- – des variations héritables : dues à des réarrangements
génétiques et génomiques, notamment des transferts horizontaux
d'ADN par transformation et recombinaison, des variations de phase
et des variations antigéniques et à l'insertion/excision d'un
élément génétique mobile dont plusieurs copies sont réparties dans
le génome de la bactérie [56]. Ces variations ont pour
conséquence la génération de nouveaux variants antigéniques ou
l'émergence et l'expansion d'un nouveau clone épidémique, capables
d'échapper temporairement à l'immunité de l'hôte ;
- – des variations non héritables : ce sont des variations
globales qui surgissent sur toute la population bactérienne afin de
réguler l'expression des facteurs de virulence en réponse à un
signal spécifique, tel que le contact cellulaire. En effet,
l'adhésion du méningocoque aux cellules déclenche la transmission
et l'échange de signaux moléculaires responsables de la régulation
coordonnée de l'expression de certains gènes [30, 57].
Conclusion
Des progrès récents sur l'interaction du méningocoque avec son hôte
ont été réalisés. De nouvelles adhésines et leurs récepteurs
putatifs ont été caractérisés. D'autres facteurs impliqués dans
l'interaction de cette bactérie avec le système immunitaire ont été
également déterminés, et dont certains font actuellement l'objet de
nouvelles cibles vaccinales en cours du développement. Cependant,
la grande diversité qui caractérise le méningocoque impose une
grande vigilance quand à la distribution et l'expression de ces
cibles vaccinales à travers une population en évolution permanente
qui génère de nouveaux variants à potentiel épidémique plus ou
moins important, ou capable d'échapper au système immunitaire.
Ainsi, l'analyse du comportement différentiel des isolats invasifs
et des isolats issus du portage asymptomatique est nécessaire pour
mieux cerner les bases moléculaires qui gèrent l'infection par une
bactérie habituellement commensale de l'homme, mais
occasionnellement responsable d'infections parfois foudroyantes.
Par conséquent, le développement d'un modèle animal fiable, capable
de mimer les étapes séquentielles de cette infection strictement
humaine, est un atout majeur qui aidera à mieux comprendre la
physiopathologie de cette infection et développer de nouvelles
stratégies antiméningococciques.
Remerciements et autres mentions
Financement : aucun. Conflit d’intérêts : aucun.
Références
1 Yazdankhah SP, Kriz P, Tzanakaki G, et al.
Distribution of serogroups and genotypes among disease-associated
and carried isolates of Neisseria meningitidis from the Czech
Republic, Greece, and Norway. J Clin Microbiol 2004 ;
42 : 5146-53.
2 Rosenstein NE, Perkins BA, Stephens DS,
Popovic T, Hughes JM. Meningococcal disease. N Engl J Med
2001 ; 344 : 1378-88.
3 Vienne P, Ducos-Galand M, Guiyoule A,
et al. The role of particular strains of Neisseria
meningitidis in meningococcal arthritis, pericarditis, and
pneumonia. Clin Infect Dis 2003 ; 37 : 1639-42.
4 Taha MK. Molecular detection and characterization of
Neisseria meningitidis. Expert Rev Mol Diagn 2002 ; 2 :
143-50.
5 Caugant DA. Population genetics and molecular
epidemiology of Neisseria meningitidis. Apmis 1998 ;
106 : 505-25.
6 Raymond NJ, Reeves M, Ajello G, et al.
Molecular epidemiology of sporadic (endemic) serogroup C
meningococcal disease. J Infect Dis 1997 ; 176 :
1277-84.
7 Stephens DS. Uncloaking the meningococcus: dynamics of
carriage and disease. Lancet 1999 ; 353 : 941-2.
8 Maiden MC, Bygraves JA, Feil E, et al.
Multilocus sequence typing: a portable approach to the
identification of clones within populations of pathogenic
microorganisms. Proc Natl Acad Sci USA 1998 ; 95 :
3140-5.
9 Swartley JS, Marfin AA, Edupuganti S,
et al. Capsule switching of Neisseria meningitidis. Proc Natl
Acad Sci USA 1997 ; 94 : 271-6.
10 Vogel U, Claus H, Frosch M, Caugant DA.
Molecular basis for distinction of the ET-15 clone within the ET-37
complex of Neisseria meningitidis. J Clin Microbiol 2000 ;
38 : 941-2.
11 Jones GR, Christodoulides M, Brooks JL,
et al. Dynamics of carriage of Neisseria meningitidis in a
group of military recruits : subtype stability and specificity of
the immune response following colonization. J Infect Dis
1998 ; 178 : 451-9.
12 Deghmane AE, Veckerle C, Giorgini D,
Hong E, Ruckly C, Taha MK. Differential modulation
of TNF-alpha-induced apoptosis by Neisseria meningitidis. PLoS
Pathog 2009 ; 5 : e1000405.
13 Hibberd ML, Sumiya M, Summerfield JA,
Booy R, Levin M. Association of variants of the gene for
mannose-binding lectin with susceptibility to meningococcal
disease. Meningococcal Research Group. Lancet 1999 ;
353 : 1049-53.
14 Nadel S, Newport MJ, Booy R, Levin M.
Variation in the tumor necrosis factor-alpha gene promoter region
may be associated with death from meningococcal disease. J Infect
Dis 1996 ; 174 : 878-80.
15 Hubert B, Watier L, Garnerin P,
Richardson S. Meningococcal disease and influenza-like
syndrome: a new approach to an old question. J Infect Dis
1992 ; 166 : 542-5.
16 Peltola VT, McCullers JA. Respiratory viruses
predisposing to bacterial infections : role of neuraminidase.
Pediatr Infect Dis J 2004 ; 23 : S87-S97.
17 Alonso JM, Taha MR. Respiratory virosis and
invasive bacterial superinfections. The case for influenza and
meningococcal diseases. Arch Pediatr 2003 ; 10 :
1013-5.
18 Rameix-Welti MA, Zarantonelli ML, Giorgini D,
et al. Influenza A virus neuraminidase enhances
meningococcal adhesion to epithelial cells through interaction with
sialic acid-containing meningococcal capsules. Infect Immun
2009 ; 77 : 3588-95.
19 Kallstrom H, Liszewski MK, Atkinson JP,
Jonsson AB. Membrane cofactor protein (MCP or CD46) is a
cellular pilus receptor for pathogenic Neisseria. Mol Microbiol
1997 ; 25 : 639-47.
20 Kirchner M, Heuer D, Meyer TF.
CD46-independent binding of neisserial type IV pili and the major
pilus adhesin, PilC, to human epithelial cells. Infect Immun
2005 ; 73 : 3072-82.
21 Gill DB, Koomey M, Cannon JG,
Atkinson JP. Down-regulation of CD46 by piliated Neisseria
gonorrhoeae. J Exp Med 2003 ; 198 : 1313-22.
22 Edwards JL, Apicella MA. I-domain-containing
integrins serve as pilus receptors for Neisseria gonorrhoeae
adherence to human epithelial cells. Cell Microbiol 2005 ;
7 : 1197-211.
23 Edwards JL, Brown EJ, Uk-Nham S,
Cannon JG, Blake MS, Apicella MA. A co-operative
interaction between Neisseria gonorrhoeae and complement receptor
3 mediates infection of primary cervical epithelial cells.
Cell Microbiol 2002 ; 4 : 571-84.
24 Kallstrom H, Islam MS, Berggren PO,
Jonsson AB. Cell signaling by the type IV pili of pathogenic
Neisseria. J Biol Chem 1998 ; 273 : 21777-82.
25 Eugene E, Hoffmann I, Pujol C,
Couraud PO, Bourdoulous S, Nassif X. Microvilli-like
structures are associated with the internalization of virulent
capsulated Neisseria meningitidis into vascular endothelial cells.
J Cell Sci 2002 ; 115 : 1231-41.
26 Merz AJ, Enns CA, So M. Type IV pili of
pathogenic Neisseriae elicit cortical plaque formation in
epithelial cells. Mol Microbiol 1999 ; 32 : 1316-32.
27 Merz AJ, So M. Attachment of piliated, Opa- and
Opc- gonococci and meningococci to epithelial cells elicits
cortical actin rearrangements and clustering of
tyrosine-phosphorylated proteins. Infect Immun 1997 ;
65 : 4341-9.
28 Merz AJ, Rifenbery DB, Arvidson CG, So M.
Traversal of a polarized epithelium by pathogenic Neisseriae:
facilitation by type IV pili and maintenance of epithelial barrier
function. Mol Med 1996 ; 2 : 745-54.
29 Pujol C, Eugene E, Marceau M, Nassif X.
The meningococcal PilT protein is required for induction of
intimate attachment to epithelial cells following pilus-mediated
adhesion. Proc Natl Acad Sci USA 1999 ; 96 : 4017-22.
30 Deghmane AE, Giorgini D, Larribe M,
Alonso JM, Taha MK. Down-regulation of pili and capsule
of Neisseria meningitidis upon contact with epithelial cells is
mediated by CrgA regulatory protein. Mol Microbiol 2002 ;
43 : 1555-64.
31 Dehio C, Gray-Owen SD, Meyer TF. The role of
neisserial Opa proteins in interactions with host cells. Trends
Microbiol 1998 ; 6 : 489-95.
32 Virji M, Evans D, Hadfield A, Grunert F,
Teixeira AM, Watt SM. Critical determinants of host
receptor targeting by Neisseria meningitidis and Neisseria
gonorrhoeae: identification of Opa adhesiotopes on the N-domain of
CD66 molecules. Mol Microbiol 1999 ; 34 : 538-51.
33 Virji M, Makepeace K, Moxon ER. Distinct
mechanisms of interactions of Opc-expressing meningococci at apical
and basolateral surfaces of human endothelial cells; the role of
integrins in apical interactions. Mol Microbiol 1994 ;
14 : 173-84.
34 Rudel T, Schmid A, Benz R, Kolb HA,
Lang F, Meyer TF. Modulation of Neisseria porin (PorB) by
cytosolic ATP/GTP of target cells : parallels between pathogen
accommodation and mitochondrial endosymbiosis. Cell 1996 ;
85 : 391-402.
35 Mulks MH, Plaut AG. IgA protease production as a
characteristic distinguishing pathogenic from harmless
neisseriaceae. N Engl J Med 1978 ; 299 : 973-6.
36 Amoss HL, Eberson F. Experiments on the Mode of
Infection in Epidemic Meningitis. J Exp Med 1919 ; 29 :
605-18.
37 DeVoe IW. The meningococcus and mechanisms of
pathogenicity. Microbiol Rev 1982 ; 46 : 162-90.
38 Larson JA, Howie HL, So M. Neisseria
meningitidis accelerates ferritin degradation in host epithelial
cells to yield an essential iron source. Mol Microbiol 2004 ;
53 : 807-20.
39 Schryvers AB, Stojiljkovic I. Iron acquisition
systems in the pathogenic Neisseria. Mol Microbiol 1999 ;
32 : 1117-23.
40 Larson JA, Higashi DL, Stojiljkovic I,
So M. Replication of Neisseria meningitidis within epithelial
cells requires TonB-dependent acquisition of host cell iron. Infect
Immun 2002 ; 70 : 1461-7.
41 Moeck GS, Coulton JW. TonB-dependent iron
acquisition: mechanisms of siderophore-mediated active transport.
Mol Microbiol 1998 ; 28 : 675-81.
42 Jarvis GA, Vedros NA. Sialic acid of group B
Neisseria meningitidis regulates alternative complement pathway
activation. Infect Immun 1987 ; 55 : 174-80.
43 Vogel U, Weinberger A, Frank R, et al.
Complement factor C3 deposition and serum resistance in isogenic
capsule and lipooligosaccharide sialic acid mutants of serogroup B
Neisseria meningitidis. Infect Immun 1997 ; 65 :
4022-9.
44 Kahler CM, Martin LE, Shih GC, Rahman MM,
Carlson RW, Stephens DS. The (alpha2-->8)-linked
polysialic acid capsule and lipooligosaccharide structure both
contribute to the ability of serogroup B Neisseria meningitidis to
resist the bactericidal activity of normal human serum. Infect
Immun 1998 ; 66 : 5939-47.
45 Schneider MC, Exley RM, Ram S, Sim RB,
Tang CM. Interactions between Neisseria meningitidis and the
complement system. Trends Microbiol 2007 ; 15 :
233-40.
46 Densen P. Interaction of complement with Neisseria
meningitidis and Neisseria gonorrhoeae. Clin Microbiol Rev
1989 ; 2 (Suppl.) : S11-S17.
47 Brandtzaeg P, Ovsteboo R, Kierulf P.
Compartmentalization of lipopolysaccharide production correlates
with clinical presentation in meningococcal disease. J Infect Dis
1992 ; 166 : 650-2.
48 Brandtzaeg P, Halstensen A, Kierulf P,
Espevik T, Waage A. Molecular mechanisms in the
compartmentalized inflammatory response presenting as meningococcal
meningitis or septic shock. Microb Pathog 1992 ; 13 :
423-31.
49 Brandtzaeg P, Kierulf P, Gaustad P,
et al. Plasma endotoxin as a predictor of multiple organ
failure and death in systemic meningococcal disease. J Infect Dis
1989 ; 159 : 195-204.
50 Brandtzaeg P, van Deuren M. Current concepts in the
role of the host response in Neisseria meningitidis septic shock.
Curr Opin Infect Dis 2002 ; 15 : 247-52.
51 Nassif X. Interaction mechanisms of encapsulated
meningococci with eucaryotic cells: what does this tell us about
the crossing of the blood-brain barrier by Neisseria meningitidis?
Curr Opin Microbiol 1999 ; 2 : 71-7.
52 Ramilo O, Saez-Llorens X, Mertsola J,
et al. Tumor necrosis factor alpha/cachectin and interleukin
1 beta initiate meningeal inflammation. J Exp Med 1990 ;
172 : 497-507.
53 Nassif X. Interactions between encapsulated Neisseria
meningitidis and host cells. Int Microbiol 1999 ; 2 :
133-6.
54 Rivard GE, David M, Farrell C,
Schwarz HP. Treatment of purpura fulminans in meningococcemia
with protein C concentrate. J Pediatr 1995 ; 126 :
646-52.
55 Achtman M, Wall RA, Bopp M, et al.
Variation in class 5 protein expression by serogroup
A meningococci during a meningitis epidemic. J Infect Dis
1991 ; 164 : 375-82.
56 Bjerknes R, Guttormsen HK, Solberg CO,
Wetzler LM. Neisserial porins inhibit human neutrophil actin
polymerization, degranulation, opsonin receptor expression, and
phagocytosis but prime the neutrophils to increase their oxidative
burst. Infect Immun 1995 ; 63 : 160-7.
57 Deghmane AE, Larribe M, Giorgini D,
Sabino D, Taha MK. Differential expression of genes that
harbor a common regulatory element in Neisseria meningitidis upon
contact with target cells. Infect Immun 2003 ; 71 :
2897-901.
|