ARTICLE
Auteur(s) : Monique Lavialle, Gaëlle
Champeil-Potokar, Isabelle Denis, Philippe Guesnet, Fabien Pifferi,
Sylvie Vancassel
Unité de Nutrition et régulation Lipidique des fonctions
Cérébrales, INRA, Jouy en Josas, 78352, France. Fax : 01 34 65
23 11
Introduction
Depuis une dizaine d’années, les études démontrant l’implication
des acides gras polyinsaturés (AGPI) de la série oméga 3 ou n-3 et
notamment de l’acide docosahexaénoïque (DHA) dans nombre de
manifestations comportementales et neurophysiologiques justifient
de rechercher plus précisément les points d’impact du DHA au cœur
d’une « machinerie » particulièrement complexe : la
synapse. C’est en effet le point clé de la transmission de l’influx
entre les neurones, et de la propagation de l’information dans le
cerveau. L’organisation et la structuration des réseaux neuronaux
s’établissent majoritairement pendant la période périnatale. Le
cerveau adulte n’est pas exempt de synaptogenèse (croissance
neuritique, établissement de nouvelles synapses) en particulier
dans les processus de mémorisation et d’apprentissage. Cependant la
synapse établie n’est pas figée. L’efficacité de la
neurotransmission dépend du microenvironnement et met en jeu des
mécanismes et des facteurs multiples potentiellement modulables par
le DHA.
Les effets observés de la déficience membranaire en DHA sur
différents systèmes de neurotransmission (monoaminergique,
cholinergique et glutamatergique) rendent compte de modifications
de la libération du neurotransmetteur dans différentes structures.
Cependant la disparité des réponses en fonction du
neurotransmetteur étudié et des zones cérébrales concernées ne
permet pas pour l’instant d’envisager une piste commune à ces
perturbations.
L’étendue de l’action des AGPI en tant qu’éléments structurants
des membranes, seconds messagers lipidiques et régulateurs de
gènes, laisse entrevoir plusieurs cibles possibles.
Après un rapide exposé des données expérimentales, nous
élargirons la question à l’ensemble de l’environnement synaptique
et présenterons les perspectives de réflexions à la lumière des
recherches d’actualité mettant en exergue l’aspect dynamique de la
synapse qui est un des éléments de la plasticité cérébrale.
Le DHA, l’AGPI des membranes cérébrales
Le système nerveux central possède la plus forte concentration en
lipides après le tissu adipeux, soit 30 % du poids sec du
cerveau. Les acides gras polyinsaturés (AGPI) à longue chaîne,
particulièrement l’acide arachidonique (20 : 4n-6, AA) et
l’acide docosahexaénoïque (22 : 6n-3, DHA), sont des
composants fondamentaux des phospholipides membranaires des
cellules neurales. Le taux élevé de DHA notamment dans la
phosphatidyléthanolamine (PE) > 20 % dans le cerveau et
> 40 % dans la rétine, caractérise le tissu nerveux. Au
niveau subcellulaire, les taux les plus élevés se trouvent dans les
membranes des synaptosomes.
Les précurseurs métaboliques respectifs des deux familles
d’AGPI, à savoir l’acide linoléique (18 : 2n-6) pour la
famille n-6 et l’acide α-linolénique (18 : 3n-3) pour la
famille n-3, sont des acides gras essentiels pour l’homme qui ne
peut les synthétiser de novo. On les trouve principalement dans les
graines et les huiles végétales. Après leur absorption, ces deux
acides gras conduisent à la synthèse spécifique de dérivés actifs à
plus longue chaîne l’AA pour la famille n-6, et les acides
eicosapentaénoïque (20 : 5n-3, EPA) et DHA pour la famille
n-3.
La teneur en AGPI n-6 et n-3 dans la composition membranaire est
fonction de l’apport alimentaire en précurseurs ou en dérivés à
plus longue chaîne.
L’équilibre entre AA et DHA constitue un déterminant majeur des
processus d’acquisition et de maturation des fonctions cérébrales
[1]. C’est durant la période périnatale que la qualité des apports
en AGPI semble déterminante pour le développement du cerveau,
notamment au moment de la migration neuronale, de la myélinisation,
de la croissance neuritique, et de la synaptogenèse [2]. Chez
l’animal, une carence alimentaire profonde en AGPI n-3
expérimentalement induite dès le début de l’embryogenèse, réduit
considérablement la teneur membranaire en DHA compensée par
l’apparition d’un acide gras de la série n-6 (l’acide
docosapentaénoïque, 22 : 5n-6, DPA) perturbant fortement
l’équilibre n-6/n-3 [3].
Le tableau 1 illustre l’effet de la
carence alimentaire et souligne certaines différences de
composition entre les structures étudiées. Cette observation peut
s’expliquer par l’organisation et la structure plus ou moins
complexe spécifique à chacune.
L’impact de ce remaniement membranaire sur la neurotransmission
sera présenté en considérant les manifestations à différents
niveaux, comportemental, physiologique et cellulaire.
Tableau 1 Comparaison des taux membranaires des
principaux AGPI dans différentes structures cérébrales de hamsters
élevés avec soit un régime équilibré en AGPI n-6 et n-3 (témoins)
soit un régime carencé en AGPI n-3 (déficients).
|
Cortex frontal
|
|
Striatum
|
Hippocampe
|
|
Témoins
|
AA(20 :4n-6)
|
13,7 ± 1,7
|
15,9 ± 0,7
|
12,9 ± 0,6
|
13,3 ± 0,5
|
|
DPA(22 :5n-6)
|
2,6 ± 1,4
|
0,4 ± 0,1
|
0,3 ± 0,0
|
0,6 ± 0,1
|
|
DHA(22 :6n-3)
|
21,2 ± 5,4 a
|
16,0 ± 1,0 b
|
16,4 ± 0,6 b
|
18,8 ± 0,7 a
|
|
n-6/n-3
|
0,9 ± 0,1
|
1,4 ± 0,1
|
1,1 ± 0,0
|
1,0 ± 0,1
|
|
|
|
|
|
|
|
Déficients
|
AA(20 :4n-6)
|
12,2 ± 3,3 a
|
19,8 ± 0,8 b*
|
15,0 ± 1,8 c
|
15,6 ± 0,4 c*
|
|
DPA(22 :5n-6)
|
9,9 ± 1,5 a*
|
5,7 ± 1,1 b*
|
9,5 ± 2,1 a*
|
9,6 ± 1,2 a*
|
|
DHA(22 :6n-3)
|
9,4 ± 2,1 *
|
9,7 ± 0,8 *
|
7,6 ± 0,5 *
|
8,7 ± 0,8 *
|
|
n-6/n-3
|
2,9 ± 0,3 *
|
3,4 ± 0,3 *
|
4,0 ± 0,2 *
|
3,6 ± 0,3 *
|
Troubles comportementaux
Les études aujourd’hui très nombreuses convergent pour établir une
relation entre un apport alimentaire déficient en n-3 et des
perturbations comportementales.
Les données les plus fréquentes portent sur les tests cognitifs
pour lesquels on évalue le nombre d’essais nécessaires pour que
l’animal réponde positivement à un test d’évitement (shuttle box)
[4], à un test de choix (discrimination olfactive) [5] ou à un test
d’apprentissage (Piscine de Morris) [6-8]. Les performances chez
les animaux déficients sont inférieures à celles des animaux
contrôles illustrant une moindre efficacité de leur capacité
d’apprentissage.
Dans un registre différent, il a été observé chez des rats
déficients une augmentation de l’activité motrice mesurée par les
temps et la longueur de déplacements dans la piscine de Morris [6,
7], les distances parcourues dans l’openfield [9, 10] et le nombre
de déplacements latéralisés dans un couloir circulaire [11].
Modulation de l’activité neuronale basale
À un instant donné, un cerveau « au repos » présentera
une image hétérogène découpée en zones plus ou moins actives en
termes de consommation de glucose, de synthèse protéique ou de
phosphorylation oxydative. L’étude de l’incidence d’une déficience
en DHA nécessite d’intégrer cette disparité. Chez les rats
déficients, la consommation de glucose et la phosphorylation
oxydative sont réduites de 30 % quelle que soit la zone
cérébrale considérée (cortex frontal, hippocampe, noyau
suprachiasmatique siège de l’horloge circadienne) [12]. Nous avons
par ailleurs montré que cet effet était associé à une réduction de
30 % la quantité des transporteurs de glucose au niveau de la
barrière hématoencéphalique et au niveau des pieds astrocytaires
[13].
Modulation de la neurotransmission par le DHA
Les données acquises s’appuient sur la mesure du taux tissulaire ou
du taux libéré de neurotransmetteurs par la technique de
microdialyse. Dans certains cas, d’autres paramètres tels que les
métabolites, le nombre de vésicules de stockage et les récepteurs
post-synaptiques ont également été analysés. La majorité des
travaux porte sur la neurotransmission monoaminergique dont les
principaux sont reportés dans le tableau
2.
Les résultats apparemment divergents doivent être analysés en
considérant l’espèce animale, la structure étudiée, l’âge et l’état
de l’animal (anesthésié ou vigile), la durée de la carence
alimentaire, l’heure de la journée à laquelle est fait le
prélèvement, et la technique utilisée.
Certains points méritent plus particulièrement d’être soulignés.
Si d’une façon générale, la carence en AGPI n-3 provoque une
réduction du taux de dopamine et de sérotonine dans le cortex
frontal du rat associé à une réduction du stock vésiculaire, il est
à noter que cette tendance est inversée dans le noyau accumbens
chez le rat vigile mais pas chez le rat anesthésié [14]. Par
ailleurs, aucun effet n’est observé dans cette même structure chez
le hamster, alors qu’une augmentation a pu être mesurée dans le
striatum lorsque celui-ci a été prélevé 2 h avant la
transition jour/nuit. Aucune modification n’a été mise en évidence
2 h après le début de la nuit lorsque le taux de dopamine est
bas (données personnelles non publiées). À l’inverse, aucune
modification n’a été mise en évidence dans le cortex frontal du
hamster adulte.
Chez le rat nouveau-né dont la mère a reçu un régime enrichi en
huile de poisson (forte en DHA et faible en EPA) 10 j avant
l’accouplement, le taux de dopamine est significativement réduit
comparativement à celui d’un rat issu d’une mère recevant un régime
déficient en n-3 [16]. Ces résultats mettent en avant un effet
antagonique de forte teneur en DHA sur la dopamine. Cependant,
d’autres études d’apports enrichis en huile de poisson sur rat
adulte mettent en évidence un effet inverse, à savoir
l’augmentation de la dopamine et de la sérotonine dans le cortex
frontal [19] alors que la teneur en AA était réduite et celle du
DHA restait inchangée. Ces travaux sur la supplémentation apportent
des résultats contradictoires qui pourraient s’expliquer en partie
par la différence des rapports entre AA et DHA ou par le stade de
développement.
Plusieurs équipes se sont intéressées à la « sensibilité de
la période postnatale ». Ainsi, une étude chez le porcelet
nourri avec des formules au 1er jour de la naissance
montre qu’une alimentation pauvre en AGPI (n-6 et n-3) pendant les
18 premiers jours suffit pour abaisser la teneur membranaire en AA
et DHA, et diminuer le taux tissulaire de dopamine et de sérotonine
dans le cortex frontal [20]. Des expériences sur la réversibilité
de la déficience montrent qu’il est possible par une réalimentation
équilibrée de rétablir la composition membranaire en DHA à
condition qu’elle soit fournie avant l’âge du sevrage. Ce
« rattrapage » ne permet cependant pas de récupérer la
réponse dopaminergique [21]. Ces résultats sont à rapprocher de
ceux de Moriguchi et al. [7] qui appliquant le même protocole
confirment l’âge critique du sevrage pour pouvoir jouer sur la
composition membranaire cérébrale et montrent par ailleurs que le
retour à une réponse comportementale « normale » dépend
aussi de la durée de la réalimentation.
Les études sur la neurotransmission cholinergique se résument à
4 études. L’une utilise des rats SHRSP (spontanément hypertendus)
sur lesquels il a été démontré qu’un régime à 5 % de DHA
permet d’acquérir un taux d’acétylcholine (Ach) dans l’hippocampe
comparable à celui de rats témoins.
Les autres s’appuient sur les mêmes protocoles de carence
alimentaire que pour la dopamine, pour lesquelles il a été montré
que chez des rats déficients en AGPn-3 la libération basale d’ACh
est augmentée alors que la libération sous stimulation de KCl est
réduite [22]. Des expériences de supplémentation en DHA sous forme
d’huile de poisson permettent de rétablir la réponse pour des
apports de 200 mg/kg/jour [23]. L’observation originale d’une
réduction du nombre de cellules immunoréactives
choline-acetyl-transférase uniquement dans le striatum droit, nous
a conduit à prospecter l’incidence possible du DHA sur la
latéralisation des animaux. Vancassel et al. [11] ont en effet
démontré que la carence alimentaire en AGPI n-3 supprimait la
préférence droitière observée chez les contrôles.
Tableau 2 Effet de la carence alimentaire en AGPIn-3
sur la neurotransmission monoaminergique
|
Modèles
|
|
Zones
|
Dopamine libérée
|
DOPAC HVA
|
Récept
|
|
Réf
|
|
|
|
Tissu
|
basale
|
activée
|
|
|
|
|
|
G2
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
G1
|
Cerveau
|
|
|
|
|
|
|
[16]
|
|
Hamster adulte
|
G1
|
CxF
|
=
|
|
|
=
|
|
|
Non publié
|
|
Striatum
|
|
|
|
|
|
|
|
Modèles
|
|
Zones
|
Sérotonine libérée
|
5HIAA
|
Récept
|
|
Réf
|
|
|
|
Tissu
|
basale
|
activée
|
|
|
|
|
|
G2
|
|
|
|
|
|
5HT2
|
|
|
|
G1
|
Cerveau
|
|
|
|
=
|
|
|
[16]
|
|
Hamster adulte
|
G1
|
CxF
|
=
|
|
|
=
|
|
|
Non publié
|
|
Striatum
|
|
|
|
|
|
|
Modulation de la synapse par le DHA
Si le processus de la neurotransmission peut être schématisé
simplement par l’excitation d’un neurone présynaptique, la
libération d’un neurotransmetteur et l’activation de récepteurs
post-synaptiques qui permettront la transmission et la propagation
de l’influx, il n’est cependant pas représentatif des
interrelations et des spécificités des 100 milliards de neurones.
Si les neurones peuvent se caractériser selon des critères
structuraux (taille, nombre de neurites) et fonctionnels
(neurotransmetteurs synthétisés et type de connexions), leur
contribution est spécifique de la zone cérébrale.
Par ailleurs, l’organisation synaptique ne peut plus être
considérée sans prendre en compte un autre partenaire cellulaire,
l’astrocyte dont les longs prolongements enrobent d’un côté les
capillaires cérébraux et de l’autre la synapse assurant ainsi un
couplage entre l’activité neuronale et la demande énergétique (figure 1). La
plasticité de ces relations neurone-astrocytes-cellules
endothéliales tient essentiellement à la nature de la cellule
astrocytaire dont on a pu montrer la capacité de transformation
morphologique importante. Cette propriété permet sous l’influence
de facteurs externes (tels que les neurotransmetteurs) d’émettre ou
de rétracter de fins prolongements, de s’organiser en réseau
communicant ou de s’isoler. En modulant l’environnement
extracellulaire, les astrocytes peuvent simultanément modifier la
sensibilité d’un grand nombre de neurones et jouer ainsi sur la
coordination fonctionnelle des cellules nerveuses. Ces observations
ont pu être faites in situ dans 2 systèmes différents de
l’hypothalamus, les noyaux supraoptiques répondant à des variations
saisonnières [24] et les noyaux suprachiasmatiques, siège de
l’horloge circadienne, répondant à des variations journalières
[25]. Ces manifestations physiologiques qui permettent à
l’organisme de s’adapter aux variations de l’environnement
demandent une grande plasticité qui se manifeste notamment par des
réorganisations membranaires. Tous les processus mettant en jeu les
protéines transmembranaires (canaux, récepteurs et transporteurs),
la fusion membranaire entre vésicules de stockage et membrane
plasmique à la terminaison présynaptique (pour l’exocytose), la
motilité cellulaire seront autant de cibles des AGPI et notamment
des n-3.
Par ailleurs, dans le complexe synaptique les AGPI peuvent
intervenir lors d’une activation dépolarisante. Le
neurotransmetteur libéré, en se liant aux récepteurs, agira
indirectement sur la libération des AGPI via notamment l’activation
de la phospholipase A2. À ce niveau, leur action est
essentiellement identifiée au travers de celle de l’AA ou de son
dérivé oxygéné la prostaglandine E2 pour lesquels il a été décrit
des rôles multiples sur les récepteurs et transporteurs neuronaux
et astrocytaires, sur la propagation des vagues calciques, sur la
vasodilatation des capillaires cérébraux [26]. Un certain nombre de
données récentes implique aussi le DHA dans la régulation
synaptique. Il a été montré que le DHA augmente la résistance à la
toxicité au glutamate [27], protège contre la mort neuronale
induite par le kaïnate ou l’ischémie [28], favorise la survie
neuronale [29, 30]. Ces observations sont à relier à celles de
Berry et McBean [31] qui démontrent une augmentation du captage de
l’aspartate en présence de DHA. Nous avons par ailleurs observé une
amélioration de la communication astrocytaire via les jonctions
communicantes lorsque le milieu de culture est supplémenté avec
30 μM de DHA [32]. La réduction décrite de l’activité Na
K-ATPase [33] et Ca ATPase [34] est également à prendre en compte
dans la compréhension du rôle joué par les AGPI au niveau
synaptique.
Les dernières conceptions de la neurotransmission mettent en jeu
des récepteurs en mouvement rapide se déplaçant latéralement vers
et hors de la synapse. Lors d’une activation, l’augmentation du
Ca2+ intracellulaire déclenche une immobilisation des
récepteurs et une accumulation locale à la surface neuronale [35].
Sur ces bases, on est en droit de se poser la question de
l’importance de la teneur en DHA dans les membranes pour favoriser
les déplacements rapides à la surface des neurones
post-synaptiques. Certains de ces récepteurs étant ancrés dans les
radeaux lipidiques, l’incidence de la variation de la teneur en DHA
sur la composition de ces radeaux est aussi à étudier.
Pour conclure, une question reste à éclairer, celle de la mise
en place des structures et de la synaptogARRAY(0x2624ec)nèse. Des
expériences in vitro et in vivo établissent que le DHA accélère la
différenciation neuronale, accélère la pousse neuritique et la
maturation des neurones différenciés, et favorise la neurogenèse
chez le rat adulte [30, 36, 37]. Des travaux très récents [38]
mettent en évidence une altération de la morphologie et de
l’organisation des structures télencéphaliques chez l’embryon de
rat E19 issus de mère déficientes en AGPn-3.
L’ensemble de ces références mettent en avant l’ampleur de
l’action possible des AGPn-3 et du DHA au niveau synaptique et ne
peuvent que nous encourager à approfondir ces connaissances pour
mieux déterminer les besoins essentiels au bon fonctionnement
cérébral.
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