Comparaison de l’activité bactéricide in vivo de deux protocoles d’antisepsie cutanée rapide : polyvidone iodée alcoolique versus chlorhexidine alcoolique

ARTICLE

La réalisation d'actes invasifs lors des soins est un facteur de risque connu d'infections nosocomiales. Pour maîtriser le risque nosocomial la prévention doit donc particulièrement cibler ces actes invasifs [5]. En pratique quotidienne, certains de ces actes, comme le cathétérisme veineux périphérique, sont très fréquents et peuvent se compliquer de phlébites infectieuses au point de ponction, voire de bactériémies ou de septicémies chez les patients les plus fragiles [14]. De plus, ces gestes sont parfois pratiqués en situations d'urgence ou de charge de travail importante. Dans ce contexte, l'antisepsie, élément clé de la prévention des infections, doit être efficace mais également simple et rapide. Cette antisepsie repose habituellement sur les produits à base d'iode ou de chlorhexidine [14, 15]. L'utilisation d'un antiseptique en solution alcoolique permet d'augmenter l'action bactéricide et de raccourcir les temps d'application et de séchage par rapport à la solution aqueuse [9]. La polyvidone iodée (PVP-I) est un antiseptique à large spectre bactéricide, fongicide et virucide, qui, en solution aqueuse, a fait l'objet de nombreuses études in vitro et in vivo [2, 3, 10]. Une solution alcoolique de PVP-I étant maintenant disponible en France, l'objectif de ce travail a été de déterminer in vivo l'activité bactéricide immédiate et prolongée après des temps d'application très courts. Pour cela nous avons évalué sur volontaires sains l'action bactéricide d'un protocole d'antisepsie rapide du pli du coude utilisant la PVP-I en solution moussante et la PVP-I alcoolique et de la comparer à celle d'un protocole identique utilisant la chlorhexidine en solution moussante et la chlorhexidine alcoolique.

Sujets et méthodes

Population

L'étude a été réalisée chez 44 volontaires sains (avis favorable du CPPRB du 11 octobre 1996). Les sujets sous antibiothérapie locale ou générale, sous antisepsie locale, utilisateurs de parfums ou cosmétiques au pli du coude, fréquentant les piscines, porteurs d'affections dermatologiques, thyroïdiennes ou allergiques à l'un des constituants des produits en essai, étaient exclus de l'étude.

Produits testés

La PVP-I solution moussante (Bétadine scrub^®, Laboratoire Asta Médica, Mérignac, France) est composée de 4 g de PVP-I (10 % d'iode) pour 100 ml d'eau purifiée. La PVP-I alcoolique (Bétadine alcoolique^®, Laboratoire Asta Médica, Mérignac, France) est composée de 5 g de PVP-I (10 % d'iode) et de 72 ml d'éthanol 95° (titre final 70°) pour 100 ml d'eau purifiée.

La solution moussante de chlorhexidine (Hibiscrub^®, Laboratoires Zeneca, Cergy, France) est composée de 4 g de digluconate de chlorhexidine et de 4 ml d'alcool isopropylique pour 100 ml d'eau purifiée. La chlorhexidine alcoolique (Hibitane champ^®, Laboratoires Zeneca, Cergy, France) contient pour 100 ml d'eau purifiée : 0,5 g de digluconate de chlorhexidine, 50 mg d'azorubine et 64,87 g d'alcool à 90°.

Protocole

L'étude était comparative et randomisée sur deux groupes de 22 sujets, chaque sujet recevant soit le protocole à base de PVP-I, soit le protocole de comparaison à base de chlorhexidine. L'application des antiseptiques était faite au pli du coude. Les protocoles comportaient quatre étapes : 1) détersion par 5 ml de solution moussante (PVP-I ou chlorhexidine) pendant 30 secondes sur une zone de 50 cm² en effectuant un mouvement rotatif centrifuge ; 2) rinçage par 5 ml de sérum physiologique stérile avec une compresse stérile ; 3) séchage à l'aide d'une compresse stérile ; 4) antisepsie pendant 10 secondes par 5 ml de solution alcoolique (PVP-I ou chlorhexidine suivant le produit utilisé pour la détersion) appliquée suivant un mouvement rotatif centrifuge. Les volumes utilisés et les surfaces traitées ont été déterminés préalablement à l'étude.

Prélèvements

Les prélèvements de la flore cutanée ont été effectués avant (T 0) et après la fin de l'application des antiseptiques à T 30 sec, T 3 min et T 2 h sans superposition des quatre zones de prélèvement. Les prélèvements à T 30 sec et T 3 min permettaient d'apprécier l'efficacité immédiate des protocoles d'antisepsie. Le prélèvement à T 2 h permettait d'apprécier le pouvoir rémanent de ces antiseptiques. La tolérance cutanée de ces produits et la survenue d'effets indésirables ont été surveillées.

Les prélèvements étaient réalisés par lavage grattage de la peau pendant quinze secondes par la méthode de Williamson et Kligman [20] modifiée par Fleurette et Transy [8]. Les squames cutanées porteuses de microorganismes étaient dispersées dans deux millilitres de liquide de lavage (tampon phosphate pH 7,9) contenant les produits neutralisant les antiseptiques (lécithine 0,7 %, Tween 0,5 %). L'efficacité de la neutralisation des antiseptiques a été contrôlée préalablement à l'étude. Cent microlitres du liquide de lavage pur, dilué au 1/10 et au 1/100 ont été ensemencés sur gélose Trypticase soja additionnée de 1 % de Tween 80 pour la flore aérobie et sur gélose Columbia au sang de mouton pour la flore anaérobie. La numération des germes était effectuée par dénombrement des unités formant colonies (ufc) sur les géloses Trypticase soja après 48 h d'incubation à 37 °C et sur les géloses Columbia après 7 jours d'incubation. Le nombre de colonies microbiennes a été converti en log₁₀ du nombre de germes par cm² de peau.

Analyse statistique des résultats

Pour chaque temps de prélèvement (T 30 sec, T 3 min et T 2 h) et chaque volontaire, les réductions des flores aérobies et anaérobies ont été calculées dans les deux groupes en effectuant la différence entre le log₁₀ du nombre de germes à T 0 et le log₁₀ du nombre de germes au temps étudié. Les réductions des flores aérobies et anaérobies obtenues entre T0 et T 30 sec, T 0 et T 3 min et T0 et T 2 h ont été comparées entre les deux protocoles par analyse de variance.

En fixant le risque alpha à 5 % et la puissance à 90 %, le nombre de sujets à inclure était de 21 dans chaque groupe pour détecter une différence de réduction de 0,25 entre les deux protocoles. Le seuil de signification était fixé à 0,05. Les calculs statistiques ont été effectués à l'aide du logiciel SAS (SAS Institute, Cary, États-Unis).

Résultats

L'étude a porté sur 44 volontaires, 22 (8 hommes et 14 femmes) dans le groupe PVP-I et 22 (11 hommes et 11 femmes) dans le groupe chlorhexidine. Les moyennes d'âge des volontaires dans les groupes PVP-I et chlorhexidine étaient respectivement de 24,2 ± 5 ans et 23,1 ± 3,6 ans.

Les moyennes des log₁₀ des numérations bactériennes effectuées à T 0 chez les sujets des groupes PVP-I et chlorhexidine ne différaient significativement ni pour les bactéries aérobies (2,9 log₁₀ ± 1,13 versus 2,86 log₁₀ ± 0,93) ni pour les bactéries anaérobies (3,12 log₁₀ ± 1,10 versus 3,12 log₁₀ ± 0,92).

Le tableau I montre les moyennes du nombre de bactéries aérobies et anaérobies présentes à T 0 et à T 30 sec après l'application des protocoles d'antisepsie au pli du coude. Les réductions moyennes des flores aérobies et anaérobies entre T 0 et T 30 sec n'étaient pas statistiquement différentes entre les groupes PVP-I et chlorhexidine : 1,53 log₁₀ ± 0,43 versus 1,64 log₁₀ ± 0,57 pour la flore aérobie et 1,14 log₁₀ ± 0,46 versus 1,13 log₁₀ ± 0,39 pour la flore anaérobie. Ces résultats démontrent l'efficacité bactéricide immédiate des deux protocoles d'antisepsie. Le tableau II montre les moyennes du nombre de bactéries aérobies et anaérobies présentes à T0 et à T 3 min après l'application des protocoles d'antisepsie. Les réductions moyennes des flores entre T0 et T 3 min n'étaient pas statistiquement différentes entre les groupes PVP-I et chlorhexidine : 2,12 log₁₀ ± 0,57 versus 2,13 log₁₀ ± 0,62 pour la flore aérobie et 1,80 log₁₀ ± 0,75 versus 1,80 log₁₀ ± 0,73 pour la flore anaérobie. Le tableau III montre les moyennes du nombre de bactéries aérobies et anaérobies présentes à T0 et à T 2 h, ce qui reflète l'activité bactéricide rémanente des deux protocoles. Les réductions moyennes des flores entre T0 et T 2 h n'étaient pas statistiquement différentes entre les groupes PVP-I et chlorhexidine : 2,05 log₁₀ ± 1,15 versus 1,90 log₁₀ ± 1,03 pour la flore aérobie et 1,48 log₁₀ ± 1,11 versus 1,28 log₁₀ ± 1,24 pour la flore anaérobie. La tolérance cutanée des produits a été parfaite dans les deux groupes.

Discussion

Cette étude fournit des informations sur l'activité bactéricide in vivo de la PVP-I alcoolique en comparant un protocole de préparation utilisant de la PVP-I scrub et de la PVP-I alcoolique à un protocole utilisant de la chlorhexidine scrub et de la chlorhexidine alcoolique. Ces deux familles de produits sont préconisées dans la préparation cutanée précédant la pose des cathéters veineux centraux et périphériques [4, 15]. Le protocole de préparation cutanée utilisé dans cette étude est court pour répondre aux exigences de la pratique hospitalière quotidienne mais il respecte les étapes importantes que sont la détersion, le rinçage et l'antisepsie [7].

Les deux protocoles évalués sont efficaces aux trois temps de prélèvement (T 30 sec, T 3 min, T 2 h). En trente secondes, les réductions des flores aérobie et anaérobie dépassent 1 log₁₀ pour atteindre environ 2 log₁₀ à T 3 min. À T 2 h, les réductions de flore vont encore de 1,3 à 2 log₁₀, ce qui témoigne d'une bonne activité rémanente des deux protocoles. L'efficacité des protocoles est observée aussi bien sur la flore aérobie que sur la flore anaérobie. La réduction de la flore anaérobie est légèrement plus faible, ce qui témoigne de la meilleure protection des germes anaérobies localisés dans les couches profondes de l'épiderme. Cette étude, réalisée sur volontaires sains, a évalué l'action bactéricide sur la flore résidente, mais il est vraisemblable que cette action s'exerce de façon aussi efficace sur la flore transitoire, y compris sur les bactéries hospitalières multirésistantes aux antibiotiques [13, 16, 19].

Dans ce travail, nous n'avons observé, aux trois temps étudiés, aucune différence significative entre l'activité bactéricide in vivo du protocole associant la solution moussante et la solution alcoolique de PVP-I et celle du protocole associant la solution moussante et la solution alcoolique de chlorhexidine.

En France, la plupart des évaluations concernant la PVP-I ont étudié l'activité de solutions aqueuses après des temps de contact de cinq minutes. Chantefort et al. ont montré que in vitro la PVP-I en solution aqueuse était bactéricide en quinze secondes et in vivo, Reverdy et al. ont obtenu en quinze secondes un abaissement de1,4 log₁₀ sur la flore aérobie et 1 log₁₀ sur la flore aéro-anaérobie [3, 17]. Pour la solution alcoolique de PVP-I, les informations fournies par le fabricant montrent que, in vitro, la vitesse de bactéricidie évaluée selon la norme française T72301 est de 30 secondes contre 1 minute pour la solution aqueuse.

Plusieurs études ont montré l'action bactéricide synergique de l'association des produits iodés et de l'alcool [1, 6, 11, 12]. Ainsi dans leur étude, Arata et al. ont déterminé l'activité bactéricide in vivo de solutions alcooliques et aqueuses de PVP-I ; ils n'ont pas précisé le délai entre la fin de l'antisepsie et les prélèvements, mais la réduction de la flore aérobie était deux fois plus importante avec la solution alcoolique qu'avec la solution aqueuse [1]. Dans une étude récente sur des volontaires sains, l'application pendant seulement 30 secondes d'un gel antiseptique associant 5 % de PVP-I et 62 % d'éthanol aboutissait au bout de 10 minutes à une réduction de flore d'environ 3 log identique à celle obtenue après une application de cinq minutes d'une solution moussante à 7,5 % de PVP-I [11]. Dans notre étude, les résultats obtenus dès la trentième seconde et à trois minutes sur les flores aérobie et anaérobie sont un argument en faveur de la rapidité de l'effet bactéricide et de la synergie de l'association PVP-I-alcool. De plus, cette association a été très bien tolérée sur le plan cutané puisque nous n'avons relevé aucun effet indésirable dans les deux protocoles.

CONCLUSION

REFERENCES

1. Arata T, Murakami T, Hirai Y. Evaluation of povidone-iodine alcoholic solution for operative site disinfection. Postgrad Med J 1993 ; 69 (suppl. 3) : S93-6.

2. Bourlioux P, Barc MC, Bahsoun N, German A. Activité bactéricide de la polyvinylpyrrolidone iodée in vitro et in vivo sur la peau saine. Rev Inst Pasteur, Lyon 1982 ; 15 : 263-76.

3. Chantefort A, Mamwachi M, Druilles J, Cassanas G, Jourdan R. Étude comparative de deux méthodes de détermination de l'activité bactéricide in vivo des antiseptiques. Pathol Biol 1990 ; 38 : 477-82.

4. Conférence de consensus en réanimation et médecine d'urgence (XII^e). Infections liées aux cathéters veineux centraux en réanimation. Méd Mal Infect 1994 ; 24 : 1-5.

5. Conseil supérieur de l'hygiène publique de France. Cent recommandations pour la surveillance et la prévention des infections nosocomiales. Bull Epidémiol Hebd n° spécial, juin 1992.

6. De Vries JH, van Dorp WT, van Barneveld WC. A randomized trial of alcohol 70 % versus alcoholic iodine 2 % in skin disinfection before insertion of peripheral infusion catheters. J Hosp Infect 1997 ; 36 : 317-20.

7. Ducel G, Blech MF. Antisepsie en pratique médicale. In : Fleurette J, Freney J, Reverdy ME, eds. Antisepsie et désinfection. Paris : Éditions Eska, 1995.

8. Fleurette J, Transy MJ. Essai d'amélioration et de standardisation du prélèvement des micro-organismes cutanés au moyen d'un appareil électrique. Rev Inst Pasteur, Lyon 1978 ; 11 : 493-501.

9. Freney J. Les alcools. In : Fleurette J, Freney J, Reverdy ME, eds. Antisepsie et désinfection. Paris : Éditions Eska, 1995.

10. Girardo P, Reverdy ME, Martra A, Fleurette J. Détermination de la concentration minimale bactéricide de trois antiseptiques et un désinfectant sur 580 souches de bacilles à Gram négatif d'origine hospitalière. Pathol Biol 1989 ; 37 : 605-11.

11. Jeng DK, Severin JE. Povidone iodine gel alcohol : a 30-second, onetime application preoperative skin preparation. Am J Infect Control 1998 ; 26 : 488-94.

12. Keller P, Rubinstein E. The effect of ethyl alcohol on the antimicrobiol activity of povidone iodine. Curr Ther Res 1978 ; 11 : 493-501.

13. Lacy RW, Catto A. Action of povidone-iodine against methicillin-sensitive and resistant cultures of Staphylococcus aureus. Postgrad Med J 1993 ; 69 (suppl. 3) : S78-85.

14. Maki DG, Ringer M. Risk factors for infusion-related phlebitis with small peripheral venous catheters. Ann Intern Med 1991 ; 114 : 845-54.

15. Mallaret MR, Luu Duc D, Manquat G, Berthieux M. Chlorhexidine ou polyvidone iodée pour les soins de catheters intravasculaires ? Analyse de la littérature. Med Mal Infect 1997 ; 27 : 827-32.

16. McLure AR, Gordon J. In vitro evaluation of povidone-iodine and chlorhexidine against methicillin-resistant Staphylococcus aureus. J Hosp Infect 1992 ; 21 : 291-9.

17. Reverdy ME, Martra A, Allaert FA, Nony P, Freney J. Cinétique de bactéricidie de la PVP-I, solution dermique, sur la flore résidente du pli du coude, après application de 15 ou 30 secondes. Med Mal Infect 1997 ; 27 : 711-4.

18. Strand CL, Wajsbort RR, Sturmann K. Effect of iodophor vs iodine tincture skin preparation on blood culture contamination rate. JAMA 1993 ; 269 : 1004-6.

19. Traoré O, Fournet-Fayard S, Laveran H. An in vitro evaluation of the activity of povidone-iodine against nosocomial bacterial strains. J Hosp Infect 1996 ; 34 : 217-22.

20. Williamson P, Kligman AM. A new method for the quantitative investigation of cutaneous bacteria. J Invest Dermatol 1965 ; 45 : 498-503.