Phytoplasmes et phytoplasmoses : vecteurs, méthodes de lutte et thèmes de recherche

Cahiers Agricultures. Volume 11, Numéro 2, 115-26, Mars - Avril 2002, Synthèses

Auteur(s) : Marie-Thérèse Cousin, Elisabeth Boudon-Padieu, Institut national de la recherche agronomique, Laboratoire de phytoparasitologie, Équipe phytoplasmes, BP 86510, 21065 Dijon Cedex, France..

Résumé : Les phytoplasmes sont transmis par des insectes appartenant à l'ordre des Hémiptères (cicadelles stricto sensu, cixiides et psylles). Leurs cycles dans la nature, le cheminement des phytoplasmes dans la plante et dans l'insecte sont décrits ainsi que les mesures de quarantaine requises. Les méthodes de lutte contre les phytoplasmoses comportent la sélection sanitaire, l'élimination des réservoirs, la surveillance de l'activité des insectes-vecteurs, la thermothérapie, la prémunition, la résistance ou la tolérance variétale. L'identification des bases génétiques de la résistance naturelle des plantes, de la pathogénicité et de la transmissibilité, la connaissance du génome des phytoplasmes, l'étude des mécanismes de la prémunition et l'introduction de gènes de résistance aux phytoplasmes ou aux insectes-vecteurs par manipulation génétique, constitueront des pôles de recherches futures.

Mots-clés : Protection phytosanitaire.

Illustrations

Figure 1. Phylogénie des Hemiptera (documents B.C. Campbell).

Les vecteurs de phytoplasmes sont signalés en vert.

Figure 1. Phylogeny of Hemiptera (documents B.C. Campbell).

Figure 2. Aphrodes bicinctus, jasside vecteur de la phyllodie du trèfle et gaine sétale laissée par sa piqûre atteignant les tissus libériens de la plante-hôte (documents J.-P. Moreau).

Figure 2. Aphrodes bicintus, jassid vector of the clover phyllody and trace of its bite reaching the phloem of the host plant (documents J.-P. Moreau).

Figure 3. Cycles biologiques d'Euscelis plebejus (a) et de Hyalesthes obsoletus (b) (documents J.-P. Moreau (a) et R. Sforza (b)).

Janvier (1) ; février (2) ; mars (3) ; avril (4) ; mai (5) ; juin (6) ; juillet (7) ; août (8) ; septembre (9) ; octobre (10) ; novembre (11) ; décembre (12).

Figure 3. Biological cycles of Euscelis plebejus (a) and of Hyalesthes obsoletus (b) (documents J.-P. Moreau (a) et R. Sforza (b)).

(a) Euscelis plebejus

Cercle externe

(10, 11, 12, 1, 2) Larves hivernantes.

(3) Reprise d'activité des larves hivernantes.

(4, 5) Première génération d'adultes, ponte d'œufs sans diapause.

(6) Larves actives issues d'œufs sans diapause.

(7, 8) Deuxième génération d'adultes, ponte d'œufs sans diapause, larves actives.

(9) Troisième génération d'adultes, ponte d'œufs avec et sans diapause.

Cercle interne

(9, 10, 11, 12, 1, 2, 3, 4, 5) Œufs d'hiver avec diapause.

(6) Larves actives issus des œufs avec diapause.

(7, 8) Adultes apparus à la même époque que la deuxième génération d'adultes (cercle externe).

(b) Hyalesthes obsoletus

(8, 9, 10, 11, 12, 1, 2, 3, 4, 5) Larves hivernantes sur les racines des plantes-hôtes.

(6, 7) Sortie, vol des adultes, copulation, ponte d'œufs sans diapause.

(8) Fin de la vie adulte, premiers stades larvaires.

Figure 4. Stylet de l'insecte et tubes criblés en cours de différenciation (documents M.-T. Cousin).

(Phytoplasmes figurés en vert)

Figure 4. Stylet of the insect and sieve tubes during their differentiation (documents M.-T. Cousin).

Stylet pénétrant dans la lumière d'un tube criblé adulte. Phytoplasmes transmis par le canal salivaire de l'insecte à la plante et par le canal alimentaire de la plante à l'insecte.

Partie supérieure : jeunes tubes criblés avec cribles non perforés et callose, noyaux et organites cytoplasmiques (vacuoles, reticulum endoplasmique, ribosomes, Golgi, plastes et mitochondries).

Partie inférieure : tubes criblés adultes, sève, parois perforées sans callose, absence d'organites cytoplasmiques.

« Phytoplasmes extracytoplasmiques » dans la sève des tubes criblés adultes et « intracytoplasmiques » dans le cytoplasme des jeunes tubes criblés. Tous sont « intracellulaires » car localisés à l'intérieur des parois des tubes criblés.

Figure 5. Passage des phytoplasmes de la plante à l'insecte et inversement (Maillet et Gouranton [23]).

Figure 5. Transport of phytoplasmas from plant to insect and reverse (Maillet and Gouranton [23]).

* Les flèches en trait plein indiquent les passages obligatoires. Les flèches en pointillé indiquent les passages possibles.

* « Intra » : phytoplasmes intracytoplasmiques.

* « Extra » : phytoplasmes extracytoplasmiques localisés dans des sites dépourvus de cytoplasme (lumière du tube digestif, hémolymphe et salive chez l'insecte, tube criblé adulte chez la plante), mais intracellulaires car localisés à l'intérieur des parois de la cellule-hôte.

Figure 6. Trajet des phytoplasmes à l'intérieur d'un insecte-vecteur au cours des semaines suivant le repas d'acquisition (documents J. Lherminier et C. Lefol).

C : cerveau ; GS : glandes salivaires ; CF : chambre filtrante ; MY : mycétome ; IM : intestin moyen ; TM : tubes de Malpighi ; IP : intestin postérieur ; CG : corps gras.

(Phytoplasmes figurés en vert.)

Figure 6. Transport of phytoplasmas inside a vector during the weeks following an acquisition meal (documents J. Lherminier et C. Lefol).