ARTICLE
Auteur(s) : Martijn Van
Griensven, Camille Thévenin-Lemoine
Ludwig-Boltzmann Institut de traumatologie expérimentale
et clinique, Cluster Autriche pour la régénération
de tissu, Donaueschingenstrasse 13, A-1200 Vienne,
Autriche
Le tissu osseux possède de bonnes capacités de cicatrisation.
Dans des conditions biologiques et un micro-environnement adapté,
une grande proportion d’anomalies peut être corrigée spontanément.
Le traitement des pertes de substance complexes, aussi bien
d’origine traumatique que malformative, tumorale ou infectieuse, a
été amélioré par l’évolution des techniques chirurgicales, des
implants et de la prise en charge périopératoire [1-6]. Mais un
environnement local défavorable (contusion, infection), un défaut
de stabilisation ou une technique chirurgicale suboptimale peuvent
aboutir à de grands « défects » à potentiel de régénération
intrinsèque limité [7]. Ces pertes de substance constituent
des challenges sur le plan chirurgical, socio-économique, ainsi que
pour la recherche. Ils sont souvent lourds de conséquence sur
la qualité de vie du patient, tant par leurs séquelles que par la
lourdeur et la longueur de leur prise en charge [8, 9].
À l’opposé des fractures par tassement en zone spongieuse
(humérus proximal, radius distal, plateau tibial) où le
rétablissement de l’anatomie permet souvent le comblement des
lacunes [4], les pertes de substance diaphysaire posent des
problèmes de reconstruction plus complexes, en particulier au
niveau tibial, site fréquent, et dont le pronostic est souvent
aggravé par des problèmes de couverture du foyer [8].
Traitements conventionnels
L’amputation a longtemps représenté la solution à l’échec du
traitement des défauts segmentaires [10]. La greffe osseuse
demeure le gold standard pour renforcer ou consolider un os [1, 2].
Nombreux sont pourtant les désavantages de cette technique :
nécessité d’un temps de prélèvement et donc augmentation du temps
opératoire et du nombre de personnes nécessaires [11-13], morbidité
au site de prélèvement (douleurs, hématomes, infections, etc.) [4,
11, 16, 17], accès ou quantité limités [11, 14-16].
L’échec de la greffe résulte du défaut de son intégration et se
solde souvent par une augmentation du défect [12]. De plus, la
diffusion du processus de résorption peut augmenter l’instabilité
mécanique du foyer [18]. La réalisation de greffes autologues
vascularisées est techniquement difficile. Les greffes allo-
ou xénogéniques impliquent des risques de rejet immunologique et de
transmission d’agents infectieux [9, 11]. La densité de l’os
cortical limite la revascularisation et l’invasion par les cellules
hôtes après transplantation [14]. Cela explique le fort taux
d’échec (25 %) et de complications (30-60 %) retrouvé après
implantation de greffes allogéniques [14, 20].
Une alternative dans le traitement de ces pertes de substance,
connue sous le nom d’« ascenseur » fait appel au phénomène de
callotasis utilisé dans les allongements osseux et consiste à
réaliser une ostéotomie à distance de la perte de substance et à
progressivement translater le fragment intermédiaire par le biais
d’une fixation externe [21]. Mais cette technique a, elle aussi, de
nombreux désavantages : traitement long et pénible [22, 23],
infection au point d’entrée des broches [19, 24].
Perspectives
Dernièrement se sont développés des protocoles de recherche en
ingénierie tissulaire pour s’affranchir des limites des traitements
conventionnels. Ils impliquent des méthodes de biologie
cellulaire et d’ingénierie biomécanique, des connaissances en
biomatériaux et en chirurgie orthopédique.
Principe de l’ingénierie tissulaire
Il réside dans l’utilisation de cellules, de biomatériaux et de
facteurs de croissance (figure 1). Tributaires du
tissu à remplacer, les biomatériaux doivent apporter un substrat
pour la prolifération des cellules et répondre à des contraintes
variables, relatives à leur stabilité mécanique, leur porosité et
leur mode de décomposition. Ils doivent être biocompatibles et
favoriser l’adhésion des cellules ainsi que leur développement et
leur différenciation.
L’utilisation de matériaux très poreux facilite l’invasion
cellulaire au sein de cette structure. Il en existe de
plusieurs types, répondant à ces exigences : polymères naturels ou
synthétiques, métaux et céramiques [25-29]. L’hydroxyapatite, le
calcium phosphate, les céramiques d’alumine ou de zircone sont
fréquemment utilisés à ces fins [30-35].
L’hydroxyapatite, le calcium phosphate et les biomatériaux
composés peuvent de plus orienter la différenciation cellulaire
lorsqu’ils sont colonisés par des cellules précurseurs ou de la
lignée préostéoblastique MC3T3 [36, 37].
La différenciation des précurseurs ou des cellules souches est
sous la dépendance des facteurs de croissance. Il s’agit
principalement de protéines morphogéniques de l’os (BMP = bone
morphogenic protein), qui sont membres de la superfamille TGF-β
[38-40]. Les BMP orientent vers la lignée ostéoblastique la
différenciation de plusieurs contingents cellulaires : cellules
souches mésenchymateuses, cellules du stroma de la moelle osseuse,
précurseurs des ostéoblastes [41]. Les BMP principalement
employées in vitro pour favoriser la différenciation osseuse sont
la BMP-2 et la BMP-7 [41, 42]. La BMP-2 entraîne une élévation
du taux de phosphatase alcaline et d’ostéocalcine dans les cellules
MC3T3 [43]. Cela prouve l’impact des BMP sur le processus de
formation du tissu osseux et justifie l’importance qu’on leur porte
dans l’ingénierie tissulaire.
Cellules souches
Différentes lignées de cellules souches sont utilisées en recherche
et en pratique clinique, chacune ayant ses avantages et ses
inconvénients. On différencie les cellules souches embryonnaires
des cellules souches adultes.
Les cellules souches embryonnaires sont caractérisées par leur
pluripotentialité et leur propriété illimitée d’autorenouvellement
[44]. L’inconvénient de ce contingent est leur fort potentiel
tumorigène, en plus des problèmes éthiques que pose leur
développement.
Les cellules souches adultes ne posent pas ce genre de problème
[45], et une utilisation autologue est possible. Ces cellules,
caractérisées par l’expression de molécules de surface, peuvent
être isolées à partir de multiples tissus : moelle osseuse, tissu
adipeux, musculaire, synovial ou conjonctif, peau, placenta, sang,
périoste, périchondre, etc. [46-60]. Leur intérêt dans le cadre de
l’ingénierie tissulaire et de la thérapie cellulaire est établi, en
particulier pour les cellules mésenchymateuses de la moelle osseuse
qui ont été utilisées dans plusieurs essais cliniques [61, 62].
Des cellules souches mésenchymateuses du tissu adipeux ont par
exemple été utilisées pour traiter des défectuosités de la calotte
[63, 64].
Cellules souches du tissu adipeux
Le tissu adipeux est une source abondante de cellules souches, dont
le recueil se fait par simple liposuccion, procédure à faible
morbidité, qui peut être répétée, et réalisable chez tous les
patients, rendant possible l’utilisation autologue.
L’isolement des cellules souches à partir du produit de
liposuccion se fait selon la procédure de Zuk et al. [46] :
digestion par une collagénase pendant 60 minutes, associée à
une centrifugation. Les érythrocytes sont lysés et subsistent
les cellules souches.
Cellules souches de la membrane amniotique
Les cellules dérivées du placenta et, particulièrement, de la
membrane amniotique possèdent non seulement les propriétés des
cellules souches embryonnaires, mais aussi celles des cellules
souches adultes. Elles ont la possibilité de se différencier dans
les trois lignées germinales [65, 66].
La membrane amniotique est à l’origine des membranes fœtales.
Elle est constituée d’une couche unique de cellules souches
épithéliales sur une membrane basale (figure 2). Sous cette
membrane, se situe la couche stromale qui contient les cellules
souches mésenchymateuses. Ces deux types de cellules souches
peuvent être séparés par digestion enzymatique différentielle
[66-68]. La digestion par la trypsine isole les cellules
souches épithéliales, alors que la collagénase permet d’extraire
les cellules souches mésenchymateuses (figure 2). Les deux
contingents de cellules expriment à leur surface des marqueurs des
cellules souches embryonnaires et mésenchymateuses adultes
[65-72].
Modulation immunologique par les cellules
souches
Lors d’une greffe de cellules, on s’attend à la destruction des
cellules par réaction de rejet. Mais les cellules souches
mésenchymateuses ont la propriété de moduler la réaction
immunologique de l’hôte. Cela est similaire qu’il s’agisse de
cellules souches du tissu adipeux, de la moelle osseuse [59] ou
amniotiques, bien que ces dernières aient une morphologie et des
protéines de surface différentes [71]. Toutes les cellules souches
peuvent inhiber la prolifération des cellules mononucléées
circulantes.
Cette inhibition est proportionnelle à la quantité de cellules.
Elle se déclenche par interaction cellulaire directe ou par
l’intermédiaire de médiateurs humoraux. Les co-cultures
directes de cellules souches de sources différentes et de cellules
mononucléées circulantes génèrent une inhibition de la
prolifération de ces dernières. Au contraire, la culture dans un
système de Transwell ne génère pas de modulation [71].
Ces éléments amènent à formuler l’hypothèse que le contact
intercellulaire est responsable de la modulation immunologique des
cellules souches. Cela est conforté par l’impossibilité pour les
milieux conditionnés d’inhiber les cellules mononucléées
circulantes [73]. Hypothèse partagée par certains auteurs qui
affirment que les cellules souches de moelle osseuse ne peuvent
moduler la réaction immunologique que par contact cellulaire direct
[73-76]. Néanmoins, certains médiateurs humoraux sont produits par
les cellules souches de moelle osseuse [57, 77-79], comme le
transforming growth factor-beta (TGF-β) [80] ou la prostaglandine
E2 [81].
Différenciation vers l’ostéogenèse
Par facteurs humoraux
La différenciation in vitro est obtenue par adjonction de
dexaméthasone, d’acide ascorbique et de bêtaglycérophosphate.
La dexaméthasone déclenche l’induction des gènes ostéogènes
[82]. L’acide ascorbique est indispensable pour produire le
collagène. Le bêtaglycérophosphate est utilisé comme source de
phosphates. Les cellules souches produisent la phosphatase
alcaline en quatre jours. Ensuite, elles déposent une matrice
extracellulaire calcifiée. La différenciation dépend donc de
la composition précise du milieu [47, 57, 70, 83]. Par ailleurs,
les cellules souches amniotiques épithéliales perdent la capacité
de se différencier au fur et à mesure des passages et doivent donc
être utilisées dès leur collecte [83].
Par contrainte mécanique
Les effets bénéfiques des contraintes mécaniques sur le remodelage
osseux sont de plus en plus mis en évidence. L’ostéopénie
secondaire à une période d’immobilisation prolongée est un
phénomène bien connu. De même, des programmes d’exercices
appropriés permettent une conservation de la masse osseuse chez les
femmes ménopausées et l’accélération de sa reconstitution [84, 85].
Les contraintes mécaniques favorisent la réorientation des
fibres de collagène, et cette réorganisation du tissu explique le
gain de fonctionnalité [86].
La stimulation mécanique facilite l’ostéogenèse à partir de
cellules souches in vitro, cela étant mis en évidence par
l’augmentation d’expression des marqueurs ostéogènes : les
phosphatases alcalines [87-89], l’ostéocalcine [88, 89],
l’ostéopontine [90] et le collagène I [88, 91]. Ces résultats
dépendent du type et de l’intensité de la charge mécanique. In
vitro, ces valeurs peuvent différer de celles obtenues in vivo [92,
93].
La traction des cellules souches de moelle osseuse (figure 3) à une fréquence
d’1 Hz, pendant une longue durée, réduit la prolifération de
40 % [94]. Cela est le reflet d’un stade de différenciation avancé.
Le taux de prolifération diminue lors de la différenciation,
et les cellules différenciées terminales ne prolifèrent en général
plus. Deux à 8 % d’allongement entraînent l’ostéogenèse, qui est
mise en évidence par la sécrétion de phosphatases alcalines et
d’ostéocalcine, ainsi que par l’expression de CBFA-1 et du
collagène I [88]. Une croissance de 8 % accélère notablement le
processus d’ostéogenèse avec des taux maximaux de phosphatases
alcalines obtenus dès le quatrième jour au lieu du septième jour,
pour un allongement de 2 % [88].
Des résultats similaires ont été obtenus avec des cellules
souches de tissu adipeux. Un allongement de 5 %, répété à trois
reprises durant 15 minutes d’intervalle, entraîne une
élévation significative de l’expression d’ostéocalcine,
d’ostéopontine et de BMP-2 [95]. Une prolongation de la stimulation
durant 60 minutes entraîne l’expression de ces molécules après
une seule traction mécanique [95].
Modèles animaux
Les modèles intéressants pour l’application clinique sont ceux
portant sur des pertes de substance critiques, c’est-à-dire sur des
défectuosités qui sont au-delà d’une possibilité de régénération
spontanée. Les travaux actuels portent sur des pertes
segmentaires d’os long de chiens et de moutons. Les cellules
souches sont incluses dans une matrice de collagène. Il existe
une régénération osseuse significativement supérieure en cas
d’implantation de matrice avec cellules souches plutôt que sans [1,
96-98]. Ces cellules souches sont retrouvées dans l’analyse du
régénérat à quatre semaines [99], ce qui prouve leur rôle dans le
processus de comblement du défect. Elles jouent donc un rôle
crucial dans l’accélération du processus de guérison.
Applications humaines
Peu d’études ont été menées sur l’utilisation d’os fabriqué par
ingénierie tissulaire [98, 100, 101]. La première, rapportée
par Quarto et al., portait sur trois patients présentant
d’importantes pertes de substance du tibia, de l’ulna et de
l’humérus [98]. L’agent utilisé était un squelette en
hydroxyapatite avec des macropores dans lesquelles se trouvaient
des cellules souches de moelle osseuse incluses dans un gel de
collagène. Les pertes de substance ont été consolidées en cinq
à sept mois. Tous les patients ont récupéré la fonction du membre
atteint, sans complication. À six et à sept ans, la reconstruction
était stable et bien intégrée à l’os hôte [100]. En outre, il n’a
pas été rapporté de refracture pendant la période de suivi.
Les cellules souches de la moelle osseuse, associées à des
concentrés plaquettaires, accélèrent la consolidation du fémur et
du tibia des cals d’allongement par distraction [101]. L’adjonction
des concentrés plaquettaires semblait nécessaire au processus.
Conclusion
Il existe des nombreux types de cellules souches et également de
matrices associées, utilisables en orthopédie. Ces techniques
sont à ce jour peu utilisées en pratique, mais les modèles in vivo
sont prometteurs.
Remerciements
Ce travail est assisté en partie par l’Union européenne : STREP
HIPPOCRATES (NMP3-CT-2003-505758), Marie Curie early-stage training
‘Alea jacta EST’ (MEST-CT-2004-8104) et sous le patronage de NoE
EXPERTISSUES (NMP3-CT-2004-500283).
Références
1 Perka C, Schultz O, Spitzer RS, Lindenhayn K,
Burmester GR, Sittinger M. Segmental bone repair by
tissue-engineered periosteal cell transplants with bioresorbable
fleece and fibrin scaffolds in rabbits. Biomaterials 2000 ;
21 : 1145-53.
2 Komaki H, Tanaka T, Chazono M, Kikuchi T.
Repair of segmental bone defects in rabbit tibiae using a complex
of beta-tricalcium phosphate, type I collagen and fibroblast growth
factor-2. Biomaterials 2006 ; 27 : 5118-26.
3 Gugala Z, Gogolewski S. Healing of critical-size
segmental bone defects in the sheep tibiae using bioresorbable
polylactide membranes. Injury 2002 ; 33 (Suppl. 2) :
B71-B76.
4 den Boer FC, Wippermann BW, Blokhuis TJ,
Patka P, Bakker FC, Haarman HJ. Healing of segmental
bone defects with granular porous hydroxyapatite augmented with
recombinant human osteogenic protein-1 or autologous bone marrow. J
Orthop Res 2003 ; 21 : 521-8.
5 Laurencin C, Khan Y, El Amin SF. Bone graft
substitutes. Expert Rev Med Devices 2006 ; 3 : 49-57.
6 Wildemann B, Kadow-Romacker A, Pruss A,
Haas NP, Schmidmaier G. Quantification of growth factors
in allogenic bone grafts extracted with three different methods.
Cell Tissue Bank 2007 ; 8 : 107-14.
7 Perry CR. Bone repair techniques, bone graft and bone
graft substitutes. Clin Orthop Relat Res 1999 : 71-86.
8 DeCoster TA, Gehlert RJ, Mikola EA,
Pirela-Cruz MA. Management of post-traumatic segmental bone
defects. J Am Acad Orthop Surg 2004 ; 12 : 28-38.
9 Clements JR, Carpenter BB, Pourciau JK.
Treating segmental bone defects: a new technique. J Foot Ankle Surg
2008 ; 47 : 350-6.
10 Giannoudis PV, Pountos I. Tissue regeneration. The
past, the present and the future. Injury 2005 ; 36 (Suppl.
4) : S2-S5.
11 Liu G, Zhao L, Zhang W, Cui L,
Liu W, Cao Y. Repair of goat tibial defects with bone
marrow stromal cells and beta-tricalcium phosphate. J Mater Sci
Mater Med 2008 ; 19 : 2367-76.
12 Gao TJ, Lindholm TS, Kommonen B, et al.
Enhanced healing of segmental tibial defects in sheep by a
composite bone substitute composed of tricalcium phosphate
cylinder, bone morphogenetic protein, and type IV collagen. J
Biomed Mater Res 1996 ; 32 : 505-12.
13 Bucholz RW, Carlton A, Holmes R. Interporous
hydroxyapatite as a bone graft substitute in tibial plateau
fractures. Clin Orthop Relat Res 1989 : 53-62.
14 Chu TM, Warden SJ, Turner CH, Stewart RL.
Segmental bone regeneration using a load-bearing biodegradable
carrier of bone morphogenetic protein-2. Biomaterials 2007 ;
28 : 459-67.
15 Oest ME, Dupont KM, Kong HJ, Mooney DJ,
Guldberg RE. Quantitative assessment of scaffold and growth
factor-mediated repair of critically sized bone defects. J Orthop
Res 2007 ; 25 : 941-50.
16 Blokhuis TJ, Wippermann BW, den Boer FC,
et al. Resorbable calcium phosphate particles as a carrier
material for bone marrow in an ovine segmental defect. J Biomed
Mater Res 2000 ; 51 : 369-75.
17 Stevenson S. Enhancement of fracture healing with
autogenous and allogeneic bone grafts. Clin Orthop Relat Res
1998 : S239-SS46.
18 Sciadini MF, Dawson JM, Johnson KD. Evaluation
of bovine-derived bone protein with a natural coral carrier as a
bone-graft substitute in a canine segmental defect model. J Orthop
Res 1997 ; 15 : 844-57.
19 Dell PC, Burchardt H,
Glowczewskie Jr. FP. A roentgenographic, biomechanical
and histological evaluation of vascularized and non-vascularized
segmental fibular canine autografts. J Bone Joint Surg Am
1985 ; 67 : 105-12.
20 Chapman MW, Bucholz R, Cornell C. Treatment of
acute fractures with a collagen-calcium phosphate graft material.
A randomized clinical trial. J Bone Joint Surg Am 1997 ;
79 : 495-502.
21 Cacchioli A, Spaggiari B, Ravanetti F,
Martini FM, Borghetti P, Gabbi C. The critical sized
bone defect: morphological study of bone healing. Ann Fac Med Vet
di Parma 2006 ; 26 : 97-110.
22 Cierny III G, Zorn KE. Segmental tibial
defects. Comparing conventional and Ilizarov methodologies. Clin
Orthop Relat Res 1994 : 118-23.
23 Ilizarov GA. The tension-stress effect on the genesis
and growth of tissues: part II. The influence of the rate and
frequency of distraction. Clin Orthop Relat Res 1989 :
263-85.
24 Goldstrohm GL, Mears DC, Swartz WM. The
results of 39 fractures complicated by major segmental bone loss
and/or leg length discrepancy. J Trauma 1984 ; 24 :
50-8.
25 Shin H, Jo S, Mikos AG. Biomimetic materials
for tissue engineering. Biomaterials 2003 ; 24 :
4353-64.
26 Sefton MV, Woodhouse KA. Tissue engineering. J
Cutan Med Surg 1998 ; 3 : 18-23.
27 Langer R. Biomaterials in drug delivery and tissue
engineering: one laboratory’s experience. Acc Chem Res 2000 ;
33 : 94-101.
28 Hutmacher DW, Goh JC, Teoh SH. An introduction
to biodegradable materials for tissue engineering applications. Ann
Acad Med Singapore 2001 ; 30 : 183-91.
29 Hubbell JA. Biomaterials in tissue engineering.
Biotechnology (N Y) 1995 ; 13 : 565-76.
30 Zhao L, Chang J. Preparation and characterization
of macroporous chitosan/wollastonite composite scaffolds for tissue
engineering. J Mater Sci Mater Med 2004 ; 15 : 625-9.
31 Hardouin P, Anselme K, Flautre B,
Bianchi F, Bascoulenguet G, Bouxin B. Tissue
engineering and skeletal diseases. Joint Bone Spine 2000 ;
67 : 419-24.
32 Burg KJ, Porter S, Kellam JF. Biomaterial
developments for bone tissue engineering. Biomaterials 2000 ;
21 : 2347-59.
33 Bohner M. Calcium orthophosphates in medicine: from
ceramics to calcium phosphate cements. Injury 2000 ; 31 :
37-47.
34 Arinzeh TL, Tran T, McAlary J, Daculsi G.
A comparative study of biphasic calcium phosphate ceramics for
human mesenchymal stem-cell-induced bone formation. Biomaterials
2005 ; 26 : 3631-8.
35 Alam MI, Asahina I, Ohmamiuda K,
Takahashi K, Yokota S, Enomoto S. Evaluation of
ceramics composed of different hydroxyapatite to tricalcium
phosphate ratios as carriers for rhBMP-2. Biomaterials 2001 ;
22 : 1643-51.
36 Shu R, McMullen R, Baumann MJ, McCabe LR.
Hydroxyapatite accelerates differentiation and suppresses growth of
MC3T3-E1 osteoblasts. J Biomed Mater Res A 2008 ; 67 :
1196-204.
37 Chou YF, Dunn JC, Wu BM. In vitro response of
MC3T3-E1 preosteoblasts within three-dimensional apatite-coated
PLGA scaffolds. J Biomed Mater Res B 2005 ; 75 :
81-90.
38 Reddi AH. Regulation of cartilage and bone
differentiation by bone morphogenetic proteins. Curr Opin Cell Biol
1992 ; 4 : 850-5.
39 Kawabata M, Imamura T, Miyazono K. Signal
transduction by bone morphogenetic proteins. Cytokine Growth Factor
Rev 1998 ; 9 : 49-61.
40 Sebald W, Nickel J, Zhang JL, Mueller TD.
Molecular recognition in bone morphogenetic protein (BMP)/receptor
interaction. Biol Chem 2004 ; 385 : 697-710.
41 Yamaguchi A, Komori T, Suda T. Regulation of
osteoblast differentiation mediated by bone morphogenetic proteins,
hedgehogs and Cbfa1. Endocr Rev 2000 ; 21 : 393-411.
42 Hollinger JO, Schmitt JM, Buck DC, et al.
Recombinant human bone morphogenetic protein-2 and collagen for
bone regeneration. J Biomed Mater Res A 1998 ; 43 :
356-64.
43 Takuwa Y, Ohse C, Wang EA, Wozney JM,
Yamashita K. Bone morphogenetic protein-2 stimulates alkaline
phosphatase activity and collagen synthesis in cultured
osteoblastic cells, MC3T3-E1. Biochem Biophys Res Commun
1991 ; 174 : 96-101.
44 Thomson JA, Itskovitz-Eldor J, Shapiro SS,
et al. Embryonic stem cell lines derived from human
blastocysts. Science 1998 ; 282 : 1145-7.
45 Rubio D, Garcia-Castro J, Martin MC,
et al. Spontaneous human adult stem cell transformation.
Cancer Res 2005 ; 65 : 3035-9.
46 Zuk PA, Zhu M, Mizuno H, et al.
Multilineage cells from human adipose tissue: implications for
cell-based therapies. Tissue Eng 2001 ; 7 : 211-28.
47 In ’t Anker PS, Scherjon SA, Kleijburg-van der
Keur C, et al. Isolation of mesenchymal stem cells of
fetal or maternal origin from human placenta. Stem Cells
2004 ; 22 : 1338-45.
48 Fukuchi Y, Nakajima H, Sugiyama D,
Hirose I, Kitamura T, Tsuji K. Human
placenta-derived cells have mesenchymal stem/progenitor cell
potential. Stem Cells 2004 ; 22 : 649-58.
49 De Bari C, Dell’Accio F, Tylzanowski P,
Luyten FP. Multipotent mesenchymal stem cells from adult human
synovial membrane. Arthritis Rheum 2001 ; 44 :
1928-42.
50 Young HE, Steele TA, Bray RA, et al.
Human reserve pluripotent mesenchymal stem cells are present in the
connective tissues of skeletal muscle and dermis derived from
fetal, adult and geriatric donors. Anat Rec 2001 ; 264 :
51-62.
51 Zvaifler NJ, Marinova-Mutafchieva L, Adams G,
et al. Mesenchymal precursor cells in the blood of normal
individuals. Arthritis Res 2000 ; 2 : 477-88.
52 Erices A, Conget P, Minguell JJ. Mesenchymal
progenitor cells in human umbilical cord blood. Br J Haematol
2000 ; 109 : 235-42.
53 Wakitani S, Goto T, Pineda SJ, et al.
Mesenchymal cell-based repair of large, full-thickness defects of
articular cartilage. J Bone Joint Surg Am 1994 ; 76 :
579-92.
54 Arai F, Ohneda O, Miyamoto T, Zhang XQ,
Suda T. Mesenchymal stem cells in perichondrium express
activated leukocyte cell adhesion molecule and participate in bone
marrow formation. J Exp Med 2002 ; 195 : 1549-63.
55 Gronthos S, Franklin DM, Leddy HA,
Robey PG, Storms RW, Gimble JM. Surface protein
characterization of human adipose tissue-derived stromal cells. J
Cell Physiol 2001 ; 189 : 54-63.
56 Bailo M, Soncini M, Vertua E, et al.
Engraftment potential of human amnion and chorion cells derived
from term placenta. Transplantation 2004 ; 78 :
1439-48.
57 Pittenger MF, Mackay AM, Beck SC, et al.
Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells.
Science 1999 ; 284 : 143-7.
58 Tse WT, Pendleton JD, Beyer WM,
Egalka MC, Guinan EC. Suppression of allogeneic T-cell
proliferation by human marrow stromal cells: implications in
transplantation. Transplantation 2003 ; 75 : 389-97.
59 Puissant B, Barreau C, Bourin P, et al.
Immunomodulatory effect of human adipose tissue-derived adult stem
cells: comparison with bone marrow mesenchymal stem cells. Br J
Haematol 2005 ; 129 : 118-29.
60 Kubo M, Sonoda Y, Muramatsu R, Usui M.
Immunogenicity of human amniotic membrane in experimental
xenotransplantation. Invest Ophthalmol Vis Sci 2001 ;
42 : 1539-46.
61 Horwitz EM, Gordon PL, Koo WK, et al.
Isolated allogeneic bone marrow-derived mesenchymal cells engraft
and stimulate growth in children with osteogenesis imperfecta:
implications for cell therapy of bone. Proc Natl Acad Sci USA
2002 ; 99 : 8932-7.
62 Koc ON, Day J, Nieder M, Gerson SL,
Lazarus HM, Krivit W. Allogeneic mesenchymal stem cell
infusion for treatment of metachromatic leukodystrophy (MLD) and
Hurler syndrome (MPS-IH). Bone Marrow Transplant 2002 ;
30 : 215-22.
63 Garcia-Olmo D, Garcia-Arranz M, Herreros D,
Pascual I, Peiro C, Rodriguez-Montes JA. A phase I
clinical trial of the treatment of Crohn’s fistula by adipose
mesenchymal stem cell transplantation. Dis Colon Rectum 2005 ;
48 : 1416-23.
64 Lendeckel S, Jodicke A, Christophis P,
et al. Autologous stem cells (adipose) and fibrin glue used to
treat widespread traumatic calvarial defects: case report. J
Craniomaxillofac Surg 2004 ; 32 : 370-3.
65 Miki T, Lehmann T, Cai H, Stolz DB,
Strom SC. Stem cell characteristics of amniotic epithelial
cells. Stem Cells 2005 ; 23 : 1549-59.
66 Parolini O, Alviano F, Bagnara GP, et al.
Concise review: isolation and characterization of cells from human
term placenta: outcome of the first international workshop on
placenta derived stem cells. Stem Cells 2008 ; 26 :
300-11.
67 Casey ML, MacDonald PC. Interstitial collagen
synthesis and processing in human amnion: a property of the
mesenchymal cells. Biol Reprod 1996 ; 55 : 1253-60.
68 Sakuragawa N, Tohyama J, Yamamoto H.
Immunostaining of human amniotic epithelial cells: possible use as
a transgene carrier in gene therapy for inborn errors of
metabolism. Cell Transplant 1995 ; 4 : 343-6.
69 Ilancheran S, Michalska A, Peh G,
Wallace EM, Pera M, Manuelpillai U. Stem cells
derived from human fetal membranes display multilineage
differentiation potential. Biol Reprod 2007 ; 77 :
577-88.
70 Portmann-Lanz CB, Schoeberlein A, Huber A,
et al. Placental mesenchymal stem cells as potential
autologous graft for pre- and perinatal neuroregeneration. Am J
Obstet Gynecol 2006 ; 194 : 664-73.
71 Wolbank S, Peterbauer A, Fahrner M,
et al. Dose-dependent immunomodulatory effect of human stem
cells from amniotic membrane: a comparison with human mesenchymal
stem cells from adipose tissue. Tissue Eng 2007 ; 13 :
1173-83.
72 Zhao P, Ise H, Hongo M, Ota M,
Konishi I, Nikaido T. Human amniotic mesenchymal cells
have some characteristics of cardiomyocytes. Transplantation
2005 ; 79 : 528-35.
73 Potian JA, Aviv H, Ponzio NM,
Harrison JS, Rameshwar P. Veto-like activity of
mesenchymal stem cells: functional discrimination between cellular
responses to allo-antigens and recall antigens. J Immunol
2003 ; 171 : 3426-34.
74 Beyth S, Borovsky Z, Mevorach D, et al.
Human mesenchymal stem cells alter antigen-presenting cell
maturation and induce T-cell unresponsiveness. Blood 2005 ;
105 : 2214-9.
75 Krampera M, Glennie S, Dyson J, et al.
Bone marrow mesenchymal stem cells inhibit the response of naive
and memory antigen-specific T cells to their cognate peptide. Blood
2003 ; 101 : 3722-9.
76 Augello A, Tasso R, Negrini SM, et al.
Bone marrow mesenchymal progenitor cells inhibit lymphocyte
proliferation by activation of the programmed death 1 pathway. Eur
J Immunol 2005 ; 35 : 1482-90.
77 Rasmusson I, Ringden O, Sundberg B, Le
Blanc K. Mesenchymal stem cells inhibit lymphocyte
proliferation by mitogens and alloantigens by different mechanisms.
Exp Cell Res 2005 ; 305 : 33-41.
78 Rasmusson I, Ringden O, Sundberg B, Le
Blanc K. Mesenchymal stem cells inhibit the formation of
cytotoxic T lymphocytes, but not activated cytotoxic T lymphocytes
or natural killer cells. Transplantation 2003 ; 76 :
1208-13.
79 Krampera M, Cosmi L, Angeli R, et al.
Role for interferon-gamma in the immunomodulatory activity of human
bone marrow mesenchymal stem cells. Stem Cells 2006 ;
24 : 386-98.
80 Di Nicola M, Carlo-Stella C, Magni M,
et al. Human bone marrow stromal cells suppress T-lymphocyte
proliferation induced by cellular or non-specific mitogenic
stimuli. Blood 2002 ; 99 : 3838-43.
81 Aggarwal S, Pittenger MF. Human mesenchymal stem
cells modulate allogeneic immune cell responses. Blood 2005 ;
105 : 1815-22.
82 Jaiswal N, Haynesworth SE, Caplan AI,
Bruder SP. Osteogenic differentiation of purified,
culture-expanded human mesenchymal stem cells in vitro. J Cell
Biochem 1997 ; 64 : 295-312.
83 Stadler G, Hennerbichler S, Lindenmair A,
et al. Phenotypic shift of human amniotic epithelial cells in
culture is associated with reduced osteogenic differentiation in
vitro. Cytotherapy 2008 ; 10 : 743-52.
84 Leblanc AD, Schneider VS, Evans HJ,
Engelbretson DA, Krebs JM. Bone mineral loss and recovery
after 17 weeks of bed rest. J Bone Miner Res 1990 ;
5 : 843-50.
85 Simkin A, Ayalon J, Leichter I. Increased
trabecular bone density due to bone-loading exercises in
postmenopausal osteoporotic women. Calcif Tissue Int 1987 ;
40 : 59-63.
86 Grenier G, Remy-Zolghadri M, Larouche D,
et al. Tissue reorganization in response to mechanical load
increases functionality. Tissue Eng 2005 ; 11 :
90-100.
87 Thomas GP, El Haj AJ. Bone marrow stromal cells are
load responsive in vitro. Calcif Tissue Int 1996 ; 58 :
101-8.
88 Jagodzinski M, Drescher M, Zeichen J,
et al. Effects of cyclic longitudinal mechanical strain and
dexamethasone on osteogenic differentiation of human bone marrow
stromal cells. Eur Cell Mater 2004 ; 7 : 35-41.
89 Yoshikawa T, Peel SA, Gladstone JR,
Davies JE. Biochemical analysis of the response in rat bone
marrow cell cultures to mechanical stimulation. Biomed Mater Eng
1997 ; 7 : 369-77.
90 Wozniak M, Fausto A, Carron CP, Meyer DM,
Hruska KA. Mechanically strained cells of the osteoblast
lineage organize their extracellular matrix through unique sites of
alphavbeta3-integrin expression. J Bone Miner Res 2000 ;
15 : 1731-45.
91 Zaman G, Dallas SL, Lanyon LE. Cultured
embryonic bone shafts show osteogenic responses to mechanical
loading. Calcif Tissue Int 1992 ; 51 : 132-6.
92 Wang N, Ingber DE. Control of cytoskeletal
mechanics by extracellular matrix, cell shape and mechanical
tension. Biophys J 1994 ; 66 : 2181-9.
93 Sandy JR, Meghji S, Scutt AM, Harvey W,
Harris M, Meikle MC. Murine osteoblasts release
bone-resorbing factors of high and low molecular weights:
stimulation by mechanical deformation. Bone Miner 1989 ;
5 : 155-68.
94 Diederichs S, Freiberger F, van Griensven M.
Effects of repetitive and short time strain in human bone marrow
stromal cells. J Biomed Mater Res A 2009 ; 88 :
907-15.
95 Diederichs S. Mechanische Stimulation und
Bioreaktorkultivierung humaner mesenchymaler Stammzellen aus dem
Fettgewebe im Rahmen des Tissue engineerings von Knochen.
Hannover/Vienna: PhD Thesis 2008.
96 Bruder SP, Kraus KH, Goldberg VM,
Kadiyala S. The effect of implants loaded with autologous
mesenchymal stem cells on the healing of canine segmental bone
defects. J Bone Joint Surg Am 1998 ; 80 : 985-96.
97 Kon E, Muraglia A, Corsi A, et al.
Autologous bone marrow stromal cells loaded onto porous
hydroxyapatite ceramic accelerate bone repair in critical-size
defects of sheep long bones. J Biomed Mater Res 2000 ;
49 : 328-37.
98 Quarto R, Mastrogiacomo M, Cancedda R,
et al. Repair of large bone defects with the use of autologous
bone marrow stromal cells. N Engl J Med 2001 ; 344 :
385-6.
99 Arinzeh TL, Peter SJ, Archambault MP,
et al. Allogeneic mesenchymal stem cells regenerate bone in a
critical-sized canine segmental defect. J Bone Joint Surg Am
2003 ; 85-A : 1927-35.
100 Marcacci M, Kon E, Moukhachev V, et al.
Stem cells associated with macroporous bioceramics for long bone
repair: 6 to 7-year outcome of a pilot clinical study. Tissue Eng
2007 ; 13 : 947-55.
101 Kitoh H, Kitakoji T, Tsuchiya H,
Katoh M, Ishiguro N. Transplantation of culture expanded
bone marrow cells and platelet rich plasma in distraction
osteogenesis of the long bones. Bone 2007 ; 40 :
522-8.
|
Printable version
Version PDF
