ARTICLE
Auteur(s) : Geneviève
Courtois1, Julie Vandekerckhove1, Mickael
Dussiot1, Joëlle Kersual1, Séverine
Coulon1, Zakia Belaid2, Yael
Zermati3, Jean-Antoine Ribeil1, Olivier
Hermine1
1Université Paris V, CNRS UMR 8147 et Département
d’hématologie, Faculté de Médecine et Université René Descartes
Paris V, Hôpital Necker, 75743 Cedex 15
2Service d’histologie-cytologie (FNRS-CRCE), Université
de Liège, Belgique
3Département d’hématologie, Institut Cochin, Paris
L’érythropoïèse est un processus complexe qui a lieu chez
l’adulte dans la moelle osseuse et aboutit à la formation de 100
milliards de globules rouges par jour. Ils sont formés à partir
d’une cellule souche multipotente qui va subir des étapes de
maturation successives sous le contrôle du facteur de transcription
GATA-1 responsable de l’activation des gènes de différenciation
érythroïdes ainsi que du gène codant pour la protéine
antiapoptotique Bclx-L. Leur production dépend du taux
d’apoptose des progéniteurs et des précurseurs érythroïdes et elle
est finement régulée pour permettre d’adapter la production de
globules rouges aux besoins en oxygène des tissus périphériques.
Nous avons montré que l’enzyme clé effectrice de l’apoptose, la
caspase-3, est indispensable aux modifications morphologiques
observées au cours de la différenciation érythroïde terminale
humaine [1]. Dans ce contexte de différenciation, bien que la
caspase-3 soit activée, il n’y a ni apoptose, ni clivage du facteur
de transcription GATA-1 indispensable à la différenciation
érythroïde terminale. Nous avons également montré que la protéine
chaperonne Hsp70 joue un rôle majeur au cours de la différenciation
érythroïde, en protégeant GATA-1 du clivage par la caspase-3 [2].
L’objectif de cette revue est de décrire les étapes de la
maturation érythroïde terminale en discutant le rôle joué par les
caspases dans ce processus.
Érythropoïèse : généralités
Les érythrocytes de l’homme adulte normal proviennent d’une cellule
souche hématopoïétique qui va s’engager dans une voie de
différenciation myéloïde, vers un progéniteur multipotent. Ce
progéniteur appelé CFU-GEMM (pour Colony Forming Unit
Granulocyte/Erythrocyte/Megacaryocyte/Macrophage) va ensuite se
différencier vers un progéniteur restreint dans la voie érythroïde,
appelé BFU-E (Burst Forming Unit Erythroid). Le BFU-E va proliférer
à son tour, et se différencier par étapes successives en environ 3
semaines chez l’homme pour aboutir à la formation de précurseurs
érythroblastiques morphologiquement reconnaissables au niveau
médullaire (proérythroblastes et érythroblastes), et de globules
rouges matures dans le sang circulant. L’engagement des
progéniteurs multipotents vers la voie érythroïde semble
s’effectuer grâce à une combinaison d’expression de facteurs de
transcription et en particulier du facteur GATA-1 qui permet la
régulation positive des promoteurs des gènes érythroïdes comme la
glycophorine A, des promoteurs de globine, et du récepteur à
l’érythropoïétine (Epo) [3]. En son absence, la production de
globules rouges est impossible. Des expériences effectuées sur des
cellules souches embryonnaires (ES) invalidées pour le gène de
GATA-1 ont montré que dans les phases précoces, la protéine GATA-1
pouvait être remplacée par d’autres facteurs de transcription de la
famille GATA tels que GATA-2. En revanche, GATA-1 est absolument
nécessaire dans les phases tardives de l’érythropoïèse, en régulant
progressivement l’expression de la protéine antiapoptotique
Bcl-xL. Les différents progéniteurs érythroïdes ont été
définis grâce à leurs caractéristiques de culture en milieux
semi-solides. Les progéniteurs BFU-E vont donner de grosses
colonies érythroïdes contenant plusieurs centaines de milliers
d’érythroblastes matures, après 21 jours de culture chez
l’homme. Les CFU-E, qui sont les progéniteurs les plus matures,
vont donner des colonies d’environ 30 à 60 érythrocytes en moins
d’une semaine. Grâce à ces techniques en milieux semi-solides, les
caractéristiques immunophénotypiques et les besoins en facteurs de
croissance de ces différents progéniteurs ont pu être déterminés.
Les progéniteurs les plus précoces expriment l’antigène CD34, et le
récepteur au stem cell factor (SCF), c-kit. À partir du stade
BFU-E, le récepteur à l’érythropoïétine commence à être exprimé
avec un maximum d’expression au niveau des CFU-E. Les antigènes
spécifiques de la lignée érythroïde, comme les antigènes des
groupes sanguins ou la glycophorine A, s’expriment au niveau des
CFU-E. D’autres marqueurs non spécifiques comme le récepteur à la
transferrine fortement exprimé à partir des BFU-E, et l’antigène
CD36 (également présent sur les mégacaryocytes et les monocytes
matures) permettent d’identifier ces progéniteurs (figure 1). Deux facteurs
de croissance sont indispensables, le SCF pour les phases précoces
jusqu’au stade CFU-E, et l’Epo à partir des BFU-E tardifs jusqu’au
stade des érythroblastes [4].
Le SCF est fabriqué par les cellules stromales de la moelle
osseuse. Il existe sous une forme soluble et une forme
transmembranaire qui semble prédominer pour la régulation de
l’érythropoïèse puisque les souris n’exprimant que la forme soluble
sont anémiques. Le SCF agit sur son récepteur c-kit, qui est un
récepteur à activité tyrosine kinase, et va induire des signaux de
survie et de prolifération pour les progéniteurs érythroïdes. En
ralentissant la différenciation, il permet une expansion des
progéniteurs les plus immatures ayant les potentiels prolifératifs
les plus importants. Il agit en synergie avec d’autres facteurs
pour la prolifération, notamment avec le GM-CSF et l’interleukine
(IL) 3 [5]. Il pourrait également augmenter la sensibilité des
CFU-E à l’Epo.
L’Epo est le facteur régulateur principal de l’érythropoïèse.
Celle-ci est produite par le rein et va agir au niveau de la moelle
osseuse pour stimuler la production des globules rouges. Cette
production va apporter de l’oxygène dans les cellules rénales qui
vont alors diminuer leur synthèse d’Epo, ce qui en retour aura pour
conséquence une diminution de la production de globules rouges. Il
existe donc à ce niveau une véritable régulation endocrine, le rein
étant la « glande » productrice et la moelle osseuse
l’organe cible. Ainsi, physiologiquement, on a pu retrouver une
parfaite corrélation entre le taux d’hémoglobine et le taux d’Epo.
Cette production est altérée de façon significative au cours de
nombreuses pathologies à l’origine d’une anémie.
En se fixant sur son récepteur, l’Epo recrute des protéines
ayant une activité tyrosine kinase telles que JAK2 qui en retour
vont phosphoryler le récepteur et ses substrats. Le récepteur
activé recrute également les protéines de la famille STAT qui vont
être phosphorylées par JAK2, s’hétérodimériser, puis migrer dans le
noyau pour augmenter l’expression de certains gènes. STAT5 agit
ainsi en synergie avec GATA-1 pour augmenter l’expression de
Bcl-xL. Il semble bien établi que les voies activées par
l’Epo permettent la prolifération et la survie par l’intermédiaire
de la PI-3kinase et la voie des MAP kinases [6, 7].
Régulation de l’érythropoïèse
Le modèle proposé actuellement est un modèle où les progéniteurs
érythroïdes tardifs, essentiellement les CFU-E, auraient un seuil
de sensibilité à l’Epo variable. Certains de ces progéniteurs
seraient très sensibles à l’Epo et pourraient donc survivre à de
faibles taux d’Epo, d’autres au contraire seraient très peu
sensibles et nécessiteraient des taux élevés d’Epo. Les mécanismes
définissant les niveaux de sensibilité de ces progéniteurs ne sont
pas connus. On sait qu’ils ne sont pas liés à une variation du
nombre de récepteurs ni à une variation de leur affinité. Ce modèle
permettrait de rendre compte de la synergie existant entre le SCF
et l’Epo. Le SCF, en activant fortement la PI 3-kinase, permettrait
la phosphorylation d’AKT, qui elle même phosphorylerait des
protéines telles que BAD, permettant ainsi la libération de la
protéine antiapoptotique Bcl-xL. De son côté, l’Epo, en
activant STAT5, permettrait d’augmenter l’expression de
Bcl-xL.
La régulation positive de l’érythropoïèse se ferait ainsi
essentiellement par inhibition de l’apoptose des progéniteurs et
des précurseurs érythroïdes par l’intermédiaire de la modulation de
la protéine Bcl-xL. Des travaux récents effectués chez
la souris suggèrent qu’en situation de stress, l’Epo favoriserait
l’expansion de progéniteurs précoces présents dans la rate en
inhibant l’expression du récepteur de mort Fas et de son ligand
(FasL) présents dans ces cellules [8]. La prolifération et la
différenciation s’effectueraient ensuite de façon non régulable une
fois la survie des progéniteurs assurée. Il ne semble pas que le
récepteur de l’Epo puisse envoyer des signaux spécifiques de
différenciation. En effet, en remplaçant l’Epo-R par des récepteurs
de cytokines spécifiques d’autres lignages mais de la même famille
(G-CSF, thrombopoïétine, prolactine), la différenciation peut
s’effectuer.
Pour éviter une trop forte production de globules rouges,
l’érythropoïèse est régulée de façon négative. Cette régulation
s’effectue essentiellement par le taux d’Epo circulante, mais
également par un mécanisme paracrine faisant jouer les récepteurs
de mort tels que Fas.
Pour rappel, Fas-L, en agissant sur son récepteur Fas, induit le
recrutement de la caspase-8, qui en retour active la caspase-3 pour
induire le clivage d’un certain nombre de cibles, conduisant à
l’apoptose. En même temps, l’activation de la caspase-8 clive et
active Bid, ce qui permet la dépolarisation de la membrane
mitochondriale. Il y a alors libération de cytochrome c dans le
cytopasme, ce qui aboutit à la formation de l’apoptosome,
l’activation en cascade de la caspase-9, puis de la caspase-3
conduisant également à l’apoptose par la voie mitochondriale (figure 2). Cette
deuxième voie peut être inhibée par des taux élevés de
Bcl-xL qui empêchent la dépolarisation de la
mitochondrie. Au niveau de l’érythropoïèse humaine, la protéine
GATA-1 est une des cibles de la caspase-3. Son clivage va induire
un arrêt de l’expression des gènes nécessaires à la maturation et
ainsi un blocage de la différenciation [9]. En parallèle, le
clivage de GATA-1 va conduire à une diminution de l’expression du
gène Bcl-xL.
Les érythroblastes en fin de différenciation (polychromatophiles
ou acidophiles) expriment le ligand de Fas. Un modèle propose qu’au
niveau de la moelle osseuse, au sein des îlots érythroblastiques
(voir plus loin), ces érythroblastes matures pourraient interagir
directement avec les progéniteurs et les précurseurs plus précoces
qui expriment le récepteur Fas pour induire l’arrêt de la
maturation et l’apoptose [10] (figure 2).
Ainsi, le taux d’érythroblastes matures dans la moelle pourrait
contrôler rétroactivement l’érythropoïèse en induisant l’apoptose
des précurseurs érythroblastiques. Dans ce modèle faisant
intervenir Fas-Fas-L, l’Epo pourrait agir en bloquant les effets
apoptotiques de Fas-L. En effet, en augmentant les taux de
Bcl-xL, elle permettrait de bloquer la dépolarisation de
la mitochondrie induite par Bid. Dans ce modèle, il faut donc
considérer que l’activation de la caspase-3 qui suit l’activation
de Fas passe essentiellement par la voie mitochondriale.
Les caspases sont donc les enzymes clés de la régulation
négative de l’érythropoïèse.
Rôle des caspases dans la maturation terminale
Nous avons montré que les caspases sont activées au cours de
l’érythropoïèse normale et que cette activation est en relation
avec les changements morphologiques observés au cours de la
maturation terminale. Nous avons pu mettre en évidence une
activation transitoire de la caspase-3 qui s’effectue au moment où
les changements morphologiques des érythroblastes apparaissent [1].
Cette activation se fait par la voie mitochondriale avec
dépolarisation de sa membrane et activation de la caspase-9. Malgré
l’activation des caspases exécutrices, les cellules n’entrent pas
en apoptose puisqu’elles n’expriment pas de phosphatidyl sérines à
leur membrane et l’ADN n’est pas dégradé. L’ajout d’un inhibiteur
des caspases comme le z-VAD à la culture érythroïde juste avant la
phase d’activation des caspases entraîne un blocage de la
différenciation érythroïde au stade basophile. Cette observation a
été confirmée et approfondie en démontrant le rôle essentiel dans
la différentiation érythroïde de la caspase-3 en utilisant une
stratégie d’inhibition de son expression par ARN interférence
(siRNA). Ces données ont été également confirmées dans les
érythroblastes murins. Dans ce modèle, il a été montré que la
surexpression de Raf-1, qui prévient l’activation des caspases,
empêche la maturation érythroïde en inhibant la différenciation
induite par les caspases [11]. Un phénomène opposé est observé chez
les souris Raf1-/-. Ainsi, le destin (apoptose versus
différenciation) des précurseurs érythroïdes est décidé en aval de
l’activation de la caspase-3.
Mécanismes de résistance à l’apoptose des érythroblastes
Les modèles de différenciation qui nécessitent l’intervention des
caspases posent le problème des mécanismes responsables de
l’absence d’apoptose. Dans la plupart des systèmes, les taux
d’activation des caspases ne semblent pas significativement
différents entre apoptose et différenciation et ne peuvent donc pas
expliquer le clivage préférentiel de certaines cibles. Dans
certains modèles comme celui de la différenciation des
mégacaryocytes, l’activation des caspases pourrait avoir lieu dans
des compartiments subcellulaires spécifiques. Les mécanismes qui
sous-tendent à ces différences de localisation ne sont pas connus
actuellement. Dans d’autres modèles comme celui de la
spermatogenèse des drosophiles, des inhibiteurs des caspases comme
les IAP pourraient se localiser dans différents compartiments pour
bloquer de façon élective l’activation des caspases et protéger
certaines cibles.
Au cours de l’érythropoïèse, Bcl-xL est la principale
protéine antiapoptotique dont la fonction est d’inhiber l’ouverture
des pores mitochondriaux et ainsi la libération vers le cytosol de
molécules pro-apoptotiques (cytochrome c, Smac/DIABLO). Son rôle se
situe en amont de l’activation des caspases, et ne peut pas
expliquer la différence de protection spécifique de certains
substrats, entre les érythroblastes cultivés en Epo et ceux dont
l’apoptose est induite par privation d’Epo. Il existe donc d’autres
mécanismes faisant intervenir des molécules antiapoptotiques qui
pourraient, en fonction de leur localisation, agir sur une cible
pour empêcher son clivage par les caspases. Les protéines de choc
thermique (Heat shock proteins [Hsp]) pourraient remplir cette
fonction au cours de l’érythropoïèse.
Les Hsps, définies à l’origine pour leur rôle protecteur contre
le choc thermique, constituent une classe de protéines très
conservées dans l’évolution. Parmi ces protéines, la famille Hsp70
est constituée de plusieurs membres dont la protéine Hsp70
inductible par le stress. Dans les conditions normales, les Hsp70
sont des molécules chaperonnes ATP-dépendantes impliquées dans la
conformation des polypeptides nouvellement synthétisés,
l’assemblage des complexes multiprotéiques et le transport
transmembranaire. L’expression d’Hsp70 inductible a été observée en
présence de divers stress, en réponse à des stimuli apoptotiques, à
la génération de radicaux libres, la modification du potentiel
transmembranaire mitochondrial et l’activation des caspases. Hsp70
protège les cellules de l’apoptose en agissant à la fois en amont
de l’activation des caspases en s’associant à Bax ou à AIF
(Apoptosis Inducing Factor) et en aval de la mitochondrie en
s’associant au cytochrome c et à Apaf-1. L’effet antiapoptotique
d’Hsp70 peut également s’exercer par blocage de la fragmentation de
l’ADN. Le point de non-retour dans la voie de l’apoptose se situe
donc en aval de l’activation des caspases.
Au cours de l’érythropoïèse, pendant la phase d’activation des
caspases, le facteur de transcription GATA-1 colocalise dans le
noyau des érythroblastes avec la caspase-3. Nous avons montré qu’à
ce stade de la différenciation, la protéine Hsp70 est localisée à
la fois dans le cytoplasme et dans le noyau où son association avec
GATA-1 le protège du clivage par la caspase-3. Au cours de
l’apoptose induite par privation d’Epo, Hsp70 est délocalisé vers
le cytoplasme, permettant le clivage de GATA-1 par la caspase-3
[2]. Nous proposons donc un modèle dans lequel l’Epo détermine le
destin des érythroblastes (différenciation versus apoptose) en aval
de la caspase-3 en régulant la localisation subcellulaire d’Hsp70
(figure 3).
Étapes de la maturation terminale
Les îlots érythroblastiques
L’érythropoïèse nécessite l’établissement d’unités anatomiques
distinctes appelées îlots érythroblastiques localisés dans le foie
fœtal, la moelle osseuse et également dans la rate chez la souris.
Ces structures sont constituées d’érythroblastes à différents
stades de maturation entourant un macrophage central [12] (figure 4). Le rôle
essentiel du macrophage dans l’érythropoïèse définitive est
illustré par des travaux décrivant le phénotype d’embryons
invalidés pour le gène Rb qui développent une anémie létale.
Celle-ci résulte d’anomalies des macrophages qui ont perdu leur
capacité d’interaction avec les érythroblastes. Ce phénotype est
dépendant du facteur Id2 dérégulé par l’absence de Rb, qui inhibe
alors l’activité transcriptionnelle de PU-1 et la maturation des
macrophages [13].
Un contact membranaire étroit s’établit entre les macrophages et
les cellules érythroblastiques par l’intermédiaire d’extensions
cytoplasmiques dérivées du macrophage. Bien que les érythroblastes
expriment de nombreuses molécules d’adhérence, seules quelques-unes
participent à ces interactions. Une protéine transmembranaire de 36
kDa, Emp, découverte à la surface des érythroblastes et des
macrophages module la liaison entre ces cellules [14].
D’autres interactions entre les érythroblastes et le macrophage
font intervenir VLA4-VCAM1 d’une part [16], et ICAM-4-intégrine
αV d’autre part, qui participent également à la
formation de l’îlot et jouent un rôle critique dans le maintien de
son intégrité [15]. D’autres récepteurs du macrophage comme EbR et
SER ont été décrits, mais leur rôle n’a pas été établi de façon
précise. L’intégrité de la structure des îlots implique également
des interactions entre les érythroblastes et la matrice
extracellulaire par l’intermédiaire d’intégrines [16].
Réorganisation du noyau
Au cours de la maturation de l’érytroblaste, on observe une
réduction de la taille du noyau, une disparition des nucléoles et
une condensation de la chromatine concomitantes avec l’arrêt du
cycle cellulaire et de la réplication de l’ADN. Ces changements
morphologiques sont à rapprocher de ceux que l’on observe au cours
de l’apoptose. Nos études et celles d’autres groupes suggèrent que
le destin des précurseurs érythroïdes (apoptose versus
différenciation) est déterminé par le choix des cibles clivées par
les caspases. En effet, l’activation en cascade de la caspase-3
puis de la caspase-6 active la lamine B, protéine associée à la
membrane nucléaire dont le clivage est nécessaire à la condensation
du noyau. La protéine acinus, impliquée dans la condensation de la
chromatine est également clivée par la caspase-3. Inversement, ICAD
n’est pas clivé, reste associé à CAD, et inhibe son activité de
fragmentation de l’ADN. La distribution des protéines appartenant à
différents sous-compartiments nucléaires a été étudiée dans des
érythroblastes isolés de souris infectées par la souche anémiante
du virus de Friend (FVA) [17].
Ces travaux ont montré que pendant la phase tardive de
l’érythropoïèse, la réorganisation du noyau s’effectue de façon
sélective et que des protéines majeures de la matrice nucléaire
comme NuMA et des facteurs d’épissage tels que les snRNPs
persistent. Cependant, plusieurs protéines du pore nucléaire
(Nup153, Tpr, Nup62, Nup358) demeurent intactes mais sont
redistribuées en fin de différenciation. Cette réorganisation
permet le maintien de la transcription d’un certain nombre d’ARN
comme ceux des globines α et β ou de Bcl-xL et leur
export nécessaires à la poursuite du processus de différenciation.
En plus du rôle des caspases, une étude suggère une fonction
possible de p53 pendant les dernières étapes de la différenciation.
En effet, une expression importante de p53 est observée dans les
érythroblastes acidophiles ; cette activation pourrait être
associée à la dégradation nucléaire qui s’effectue à ce stade, sans
l’exécution complète du processus apoptotique, en raison de la
décroissance de l’activité des caspases. La maturation terminale
nécessite également l’activité de la survivine dont la délétion
héterozygote affecte le processus d’énucléation [18].
L’énucléation
À la fin de la maturation de l’érythroblaste, on observe une
migration du noyau à la périphérie de la cellule et un
bourgeonnement de la membrane. L’observation au microscope
électronique montre que le noyau est entouré par une membrane
plasmique intacte et relié au réticulocyte par une fine extension
membranaire. À cette étape, la composition de la membrane plasmique
change et s’enrichit en concanavaline A dans sa région
périnucléaire. Les protéines de membrane sont alors redistribuées
sur le réticulocyte en laissant le noyau dépourvu d’éléments
squelettiques [19]. Une étude de la glycophorine A à ce stade
suggère que la force de sa liaison au squelette par l’intermédiaire
de protéines comme l’ankyrine ou la bande 3 détermine sa
redistribution sur le réticulocyte [20].
Celui-ci perd progressivement son affinité pour le macrophage
alors que le noyau reste fixé. Une exposition à une faible force
physique est alors capable de rompre cette connexion et de libérer
le réticulocyte dans le flux sanguin. Après son expulsion, le noyau
expose rapidement à sa surface des phosphatidyl sérines qui
constituent un signal à la phagocytose par les macrophages. Il
semble qu’à ce stade, le noyau contienne un taux d’ATP très faible
et une concentration en Ca2+ élevée. Ces perturbations
pourraient inactiver l’aminophospholipide transférase et activer la
scramblase entraînant une relocalisation des phosphatidyl sérines
[21]. L’invalidation du gène Emp a montré que cette protéine est
indispensable à l’énucléation [22]. En effet, les embryons Emp -/-
meurent au 19e jour du développement avec des
altérations importantes des lignages érythroïde et macrophagique.
On retrouve dans leur sang périphérique un nombre important
d’érythrocytes immatures nucléés alors qu’aucun îlot
érythroblastique n’est observé dans le foie fœtal. Ces
érythroblastes peuvent toutefois se fixer aux macrophages de type
sauvage, mais restent incapables d’énucléer. La protéine Emp est
associée à l’actine F, dont la polymérisation est indispensable à
l’énucléation. Son absence pourrait expliquer les altérations de la
distribution de l’actine dans les érythroblastes mutants et le
défaut d’énucléation.
La déoxyribonucléase II (Dnase II) présente dans les lysosomes
du macrophage est responsable de la dégradation de l’ADN après
expulsion de l’érythroblaste [23], comme c’est le cas lors de la
phagocytose des cellules apoptotiques. L’invalidation de son gène
entraîne une anémie sévère chez la souris, létale à J17 du
développement. Le nombre d’érythrocytes matures dans le sang
périphérique des embryons mutants est inférieur à 10 %. Hormis
cette anémie, les embryons Dnase -/- sont normaux. Il semble donc
que des macrophages déficients en Dnase II perdent leur capacité de
soutenir l’érythropoïèse définitive. On sait toutefois que le
profil de production de cytokines par les macrophages change après
la phagocytose de cellules apoptotiques, il est donc possible que
les macrophages qui contiennent de l’ADN non digéré produisent des
cytokines qui inhibent l’érythropoïèse définitive. Enfin, la
dégradation de l’ADN qui suit l’énucléation est dépendante de la
voie de signalisation MEKK1-JNK puisque les souris invalidées pour
l’activité kinase de MKK1 présentent un phénotye similaire à celui
des souris Dnase -/- [24].
La maturation du réticulocyte en érythrocyte
Après énucléation, les réticulocytes nouvellement formés vont
compléter leur maturation avant de passer dans la circulation
sanguine. Sur une période de quelques jours, ils perdent
progressivement la réticuline, leurs vacuoles, remodèlent leur
membrane et changent de forme. La perte des organelles et autres
composants de la cellule s’effectue par deux processus : par
fusion des vésicules avec la membrane plasmique et externalisation
de leur contenu, ainsi que par exocytose du contenu des vacuoles.
Des cultures in vitro d’érythroblastes de souris infectées par le
virus FVA ont permis d’établir la chronologie des étapes de la
maturation du réticulocyte [25].
On observe une dégradation rapide des ribosomes et des ARN
accompagnée par un déclin de la synthèse de l’hème. Plus
tardivement, les mitochondries sont dégradées après bourgeonnement
de leurs membranes et fusion avec les vacuoles intracellulaires.
Pendant cette période, le taux d’expression de Bcl-xL
décroît pendant que celui de Bax reste stable ; la dégradation
concomitante de la machinerie apoptotique empêche l’apoptose de se
produire. Les caspases ne semblent donc jouer aucun rôle dans le
remodelage qui accompagne la maturation terminale de
l’érythrocyte.
Au cours de sa maturation, le réticulocyte subit des
remaniements importants de son cytosquelette avec une perte des
récepteurs à la transferrine et la synthèse de la protéine 4.R
capable de former des complexes ternaires avec la spectrine et
l’actine. Il perd sa forme irrégulière et rigide pour devenir une
cellule discoïde biconcave de plus petite taille. Le squelette
membranaire de l’érythrocyte est organisé en un réseau constitué de
courts filaments d’actine, associés à des molécules longues et
flexibles de spectrine. Cette organisation confère à la membrane sa
force et sa souplesse nécessaires au maintien de son intégrité dans
la circulation sanguine et les microvaisseaux. Des défauts de ces
composants sont associés à diverses anémies hémolytiques. Des
travaux récents ont montré que les GTP ases Rac1 et Rac2 qui
possèdent une fonction redondante modulent la dynamique du
cytosquelette de l’érythrocyte en maintenant sa flexibilité [26].
En effet, la double invalidation de leurs gènes entraîne une anémie
hémolytique périphérique chez la souris. L’observation du squelette
de ces érythrocytes montre des agrégats d’actine F avec une
irrégularité de l’architecture de la spectrine et une distribution
de la bande 3 en « paquets ». On observe également une
phosphorylation accrue de l’adducine. Cette protéine associée à
l’actine module son association à la spectrine. Le rôle de cette
phosphorylation a été étudié dans différents systèmes, notamment au
cours de l’apoptose. Il semble que l’adducine phosphorylée devienne
une cible de la caspase-3. La forme clivée se dissocie alors du
cytosquelette de façon irréversible. Un tel phénomène pourrait
rendre compte de la baisse du niveau d’adducine observée chez les
souris mutées.
Conclusion et perspectives
Au cours de l’érythropoïèse, la production de globules rouges
nécessaire au maintien de l’oxygénation des tissus est assurée par
une balance finement régulée entre apoptose et différenciation des
érythroblastes. Nous avons, avec d’autres groupes, montré que la
différenciation nécessite une dépolarisation de la mitochondrie et
une activation des caspases transitoires par un mécanisme qu’il
reste à élucider. Nous proposons un modèle dans lequel le destin
des érythroblastes (différenciation versus apoptose) est déterminé
en aval de l’activation des caspases par protection de certaines de
leurs cibles par des molécules antiapoptotiques. La proximité entre
ces deux processus pourrait permettre à l’organisme de s’adapter
rapidement à des modifications physiologiques. En situations
pathologiques, en particulier les myélodysplasies qui sont
caractérisées par un excès d’apoptose et un défaut de maturation,
ces mécanismes de régulation pourraient être perturbés. Il reste à
identifier l’ensemble des cibles clivées par les caspases, ainsi
que celles protégées de leur action lors de la différenciation
érythroblastique. Nous avons montré le rôle majeur d’Hsp70 dans la
protection de GATA-1 lors de l’activation des caspases. Les
mécanismes de protection des autres cibles des caspases restent à
déterminer, ainsi que leur rôle précis dans les mécanismes qui
conduisent à l’énucléation.
Références
1 Zermati Y, Garrido C, Amsellem S, et al.
Caspase activation is required for terminal erythroid
differentiation. J Exp Med 2001 ; 193 : 247-54.
2 Ribeil JA, Zermati Y, Vandekerckhove J,
et al. Hsp70 regulates erythropoiesis by preventing
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