ARTICLE
Auteur(s) :, Olivier Couturier1,*,
Jean-François Chatal1, Roland Hustinx2
1Service de médecine nucléaire, Hôtel-Dieu, CHU,
Place Alexis-Ricordeau, 44093 Nantes Cedex
2Service de médecine nucléaire, Hôpital du Sart Tilman,
CHU, Liège, Belgique
*O. Couturier.
Article reçu le 10 Février 2004, accepté le 10 Juin 2004
Au cours des trente dernières années, des progrès technologiques
considérables ont marqué l’évolution de l’imagerie des cancers avec
les développements de l’échographie, de la tomodensitométrie
(scanner) et de l’imagerie par résonance magnétique (IRM) dont les
pionniers, Lauterbur et Mansfield, viennent d’être honorés par un
prix Nobel. Ces techniques, dites morphologiques, visualisent des
anomalies anatomiques sans pouvoir le plus souvent en préciser la
nature et encore moins la fonction. Ce dernier paramètre est
pourtant très important car il conditionne le pronostic et la
stratégie thérapeutique. L’imagerie fonctionnelle est donc un
complément indispensable de l’imagerie morphologique ; elle a
été récemment illustrée par le développement clinique de la
tomographie par émission de positons (TEP) qui est en plein
développement en France avec l’installation de 60 équipements
de TEP ou TEP-scanners à l’échéance de 3 ans.L’application
clinique en routine de cette nouvelle technologie requiert un agent
radiopharmaceutique spécifique d’une fonction tumorale définie et
marqué avec un radionucléide émetteur de positons ayant des
caractéristiques radiophysiques appropriées. Le fluor
18 répond à la plupart de ces caractéristiques mais sa période
physique de 110 minutes impose de le produire dans un
cyclotron installé à proximité relative de son point d’utilisation
(jusqu’à 200 kilomètres environ). De nombreuses molécules
impliquées dans des fonctions variées de la tumeur sont
potentiellement candidates pour un marquage au fluor 18. Un tel
marquage n’est pas toujours simple et doit bien sûr conserver les
propriétés biologiques intrinsèques de la molécule. Il faut donc le
plus souvent faire la synthèse de molécules analogues de la
molécule native pour conjuguer un marquage stable avec un bon
rendement, des propriétés pharmacocinétiques favorables et des
propriétés biologiques identiques à celles de la molécule native.
Les traceurs fluorés, qu’il est ainsi possible de synthétiser,
parfois même déjà de façon automatisée, apparaissent
particulièrement attractifs, en raison de la disponibilité du
fluor. Il est probable que certains d’entre eux seront utilisés
dans un avenir proche dans des indications oncologiques de routine.
Comme le [18F]-FDG, certains sont des traceurs
généralistes, c’est-à-dire des traceurs d’un métabolisme cellulaire
tumoral non spécifique comme la synthèse protéique, le transport
des acides aminés, la synthèse des acides nucléiques ou, encore, la
synthèse des composants membranaires. D’autres sont des traceurs
« spécifiques » de récepteurs (de la somatostatine, des
œstrogènes et des progestatifs), de l’expression génique, de
l’hypoxie cellulaire, du métabolisme osseux. Dans cet article, nous
nous intéresserons aux analogues fluorés des nucléosides et aux
traceurs fluorés de l’expression génique.
Rappels sur le
2-[18F]-fluoro-2-désoxy-D-glucose
Le 2-[18F]fluoro-2-désoxy-D-glucose
([18F]-FDG) a été historiquement le premier agent
radiopharmaceutique pour une application diagnostique en
cancérologie. Il est actuellement le seul traceur de routine de
l’imagerie des cancers en tomographie par émission de positons
(TEP) (( figure
1 )). Sa synthèse a été publiée en 1975 et il a été utilisé
la première fois chez l’homme en 1976 [1]. Les premières
indications cliniques se résumaient à la recherche de la viabilité
myocardique et à la suspicion de récidive des tumeurs cérébrales
primitives. Sa place actuelle dans l’imagerie des cancers est due
au développement de tomographes capables de réaliser une imagerie
corps entier en un temps d’acquisition compatible avec une
utilisation clinique.
L’utilisation du [18F]-FDG en oncologie repose sur
les travaux de Warburg [2, 3] qui a démontré, au sein des cellules
tumorales, une augmentation de la glycolyse avec hyperconsommation
de glucose et hyperproduction de lactate, aux dépens de la voie
oxydative. Le mécanisme simplifié de la captation du
[18F]-FDG par les cellules tumorales est depuis lors
bien connu (( figure
2 )) ; le [18F]-FDG, analogue du glucose,
est transporté à l’intérieur de la cellule via les transporteurs
transmembranaires du glucose (GLUT), puis phosphorylé par
l’hexokinase en [18F]-FDG-6-phosphate. Ce métabolite
n’étant pas un substrat pour les enzymes d’aval, il n’est pas
métabolisé et s’accumule au sein de la cellule, proportionnellement
à la consommation de glucose. Cette accumulation du radiotraceur
dans sa forme phosphorylée crée un gradient tumeur/tissu favorable
à la détection des lésions tumorales.
Dans les cellules tumorales, outre la glycolyse accrue, une
augmentation du transport de glucose (et de [18F]-FDG)
participe à l’accumulation intracellulaire du traceur.
L’augmentation de la glycolyse est due, d’une part, à une perte de
l’effet Pasteur (perte de l’autorégulation de la production d’ATP
via l’inhibition d’enzymes clés de la glycolyse, l’hexokinase et la
phosphofructokinase) et, d’autre part, à une réorientation de la
voie des pentoses vers un métabolisme non oxydatif (pyruvate), avec
augmentation de la production du phospho-ribose-pyrophosphate et,
in fine, de la synthèse des nucléotides aux dépens de la production
d’énergie. L’augmentation du transport de glucose est la
conséquence d’une augmentation du nombre de transporteurs GLUT,
notamment le GLUT1. Il existe dans les cellules malignes une
hyperexpression du gène codant pour GLUT1 (accessoirement GLUT3),
parallèlement (et non secondairement) à l’expression de divers
proto-oncogènes impliqués dans la prolifération. L’hyperexpression
de GLUT1 serait donc une des caractéristiques de la transformation
maligne, dont le rapport avec le niveau de prolifération cellulaire
n’est cependant qu’indirect ; ainsi, pour certaines tumeurs,
l’activité glycolytique n’est pas bien corrélée à la prolifération
tumorale [4]. La signification physiopathologique de la captation
tumorale de [18F]-FDG est très variable selon le type de
tumeur et dépend de la participation relative de l’augmentation de
la glycolyse et des transporteurs GLUT. En outre, de nombreux
autres facteurs tels que le niveau d’hypoxie cellulaire,
l’importance de l’infiltration inflammatoire au sein de la tumeur
ou encore la glycémie jouent un rôle dont l’évaluation précise
reste difficile. Il existe par exemple une augmentation de la
captation et de l’accumulation de [18F]-FDG dans les
macrophages du stroma inflammatoire des tumeurs [5, 6] et de
certaines lésions inflammatoires bénignes [7-10]. C’est pour
pallier ces difficultés et pour mieux caractériser les tumeurs que
de nombreux radiopharmaceutiques alternatifs ont été proposés et/ou
sont en cours d’évaluation.
Analogues fluorés des nucléosides
La prolifération incontrôlée est l’une des caractéristiques
principales des tumeurs et le niveau de prolifération est de façon
évidente un paramètre d’une importance majeure lorsqu’il s’agit de
caractériser une lésion néoplasique ou sa réponse à un traitement
antitumoral. Les relations existant entre prolifération et
captation du 18F-FDG sont complexes. De même, la
synthèse protéique, mesurée à l’aide d’acides aminés radiomarqués,
ne reflète qu’imparfaitement et de façon indirecte la prolifération
cellulaire, la néoformation de protéines n’étant pas entièrement
liée à la division cellulaire. Le moyen le plus fidèle de mesurer
la prolifération cellulaire est de mesurer la synthèse de l’ADN.
Dans ce but, la thymidine tritiée est largement utilisée in vitro
et bien documentée. Elle a pu également être marquée avec du
11C et il a été montré que l’accumulation de ce
radiotraceur était bien le reflet du niveau de prolifération
tissulaire [11]. Cependant, la molécule présente de nombreux
désavantages tels que la courte période physique de l’isotope et la
présence de métabolites circulants. Plus récemment, les
radiosynthèses au fluor 18 de la thymidine et d’autres
nucléosides ont été proposées. Il s’agit de la
3′-déoxy-3′-[18F]-fluorothymidine (FLT) [12] (( figure 1 )), du
18F-FBAU
(1-(2-désoxy-2-fluoro-1-α-D-arabinofuranosyl)-5-bromo-uracil) [13],
du 18F-FMAU
(2′-fluoro-5-methyldésoxyuracil-bêta-D-arabinofuranosyl) et du
18F-FAU (2′-fluorodésoxyuracil-bêta-D-arabinofuranosyl)
[14]. À la différence de la FLT, le FBAU, le FMAU et le FAU sont
incorporés au génome. Ils en sont à un stade tout à fait initial de
leur évaluation et les mérites de ces trois molécules restent à
déterminer. Nous nous intéresserons donc uniquement à la FLT.
Radiosynthèse de la 3′-fluoro-3′-désoxythymidine (FLT)
La fluoro-désoxythymidine non radiomarquée est connue depuis plus
de dix ans comme agent antiviral (sida) [15]. Sa première synthèse
a été décrite en 1991 mais avec un faible rendement radiochimique
ne permettant pas d’envisager une production pour un usage en
routine [16]. Depuis, plusieurs synthèses à partir de différents
précurseurs ont été proposées et le
3-N-Boc-1-(5-O-(4,4′-diméthoxytrityl)-3-O-nosyl-2-désoxy-β-D-lyxofuranosyl)thymine
[17, 18] apparaît actuellement comme le précurseur de choix avec
une procédure simple ne nécessitant qu’une hydrolyse en une seule
étape en solution homogène et sans étape de filtration.
Métabolisme de la FLT
Les nucléosides et leurs analogues pénètrent dans la cellule par
diffusion facilitée et s’accumulent après avoir subi une
phosphorylation (( figure 2 )). La diffusion
est contrôlée par des transporteurs qui contrebalancent les entrées
et les sorties des nucléosides. Deux types de transporteurs sont
distingués, es et ei. Le FLT est un substrat du système es [19].
Quatre kinases sont impliquées dans le métabolisme des
nucléosides, mais seule la thymidine kinase TK1 (± TK2 à un
faible taux) accepte le FLT comme substrat. TK1 est une isozyme
cytoplasmique dont la régulation est cycle cellulaire-dépendante
[20-23]. Elle est codée génétiquement et son expression est
contrôlée par le facteur transcriptionnel E2F appartenant à une
voie signalétique de régulation de la prolifération cellulaire
(retinoblastoma protein pathway ou pRb) [24-28]. L’expression de
TK1 dans les cellules normales est strictement contrôlée et n’est
augmentée qu’en fin de phase G1 et en phase S. Elle est beaucoup
plus importante (jusqu’à 15 fois plus [22]) et permanente dans
les cellules tumorales [29-31]. De hauts niveaux d’activité en TK1
ont été observés, notamment dans les cancers du sein [22, 32, 33].
De plus, certains oncogènes peuvent activer la voie pRb, ce qui
entraîne une dérégulation du facteur E2F et une expression anormale
de TK1 [26, 27]. Ainsi, la surexpression de TK1 est couramment
observée dans les cellules tumorales en prolifération.
Captation de FLT et prolifération cellulaire
Même si l’affinité de TK1 pour la FLT est moins bonne que pour la
thymidine, Toyohara et al. [34] ont montré une excellente
corrélation entre la captation de FLT et celle de thymidine dans
22 lignées cellulaires différentes et composées de cellules en
différentes phases de cycle. Ils ont de plus mis en évidence
d’excellentes corrélations entre la captation de FLT et le
pourcentage de cellules en phase S dans chaque lignée, en accord
avec d’autres études préliminaires [35-37].
La mesure de la prolifération cellulaire avec la
(3H)TdR repose sur son accumulation après
phosphorylation par TK1 aussi bien que sur son incorporation dans
l’ADN pendant la duplication. La FLT s’accumule également après
phosphorylation par la TK1 mais il n’y a pas de formation de FLT
triphosphate (FLTTP) et pas d’incorporation dans l’ADN. La FLT
s’accumule donc dans la cellule sous la forme de son métabolite
principal, la FLT monophosphate (FLTMP) [12, 38, 39]. La FLTMP peut
être hydrolysée en retour en FLT par la 5′-nucléotidase (5′-NT) et
ressortir de la cellule. Cette sortie potentielle de FLT est
cependant en compétition avec la phosphorylation par la TK1 et ne
peut être responsable que d’une faible réduction du taux
d’accumulation intracellulaire [19]. L’accumulation de la FLT
rappelle donc l’accumulation de FDG sous forme également de
métabolite monophosphaté (FDG-6-P).
Chez l’homme, on observe une fixation ostéomédullaire assez
importante, ainsi qu’une fixation au niveau hépatique et du tractus
urinaire. Le traceur subit en effet une glucuronidation hépatique
avant élimination rénale. Au contraire du FDG, la FLT n’est pas
captée par le tissu cérébral sain, ce qui permet une étude plus
aisée des néoplasies cérébrales. Une excellente corrélation a été
retrouvée entre la captation de FLT mesurée par SUV (standardized
uptake value) et l’activité proliférative de tumeurs malignes
pulmonaires, mesurée par le Ki67, sans aucune captation
significative de FLT dans les tumeurs pulmonaires bénignes de cette
étude [40]. Toujours dans des tumeurs pulmonaires, la FLT était
mieux corrélée que le 18F-FDG avec l’index de
prolifération tumorale et avait une meilleure spécificité [41].
Cependant, en raison de la forte captation physiologique hépatique
et de la moelle osseuse, la détection de lésions tumorales pourrait
être limitée dans ces organes [42, 43]. Un autre intérêt de la FLT
pourrait résider dans sa capacité à évaluer la réponse précoce au
traitement. Chez la souris, une baisse précoce de la captation de
FLT a été observée après traitement par le 5FU (5-fluoro-uracile)
[44] ou le cisplatine [45], parallèlement à la baisse de l’activité
proliférative (par PCNA) et du volume tumoral [44]. Cependant, une
augmentation de captation de FLT a également été observée très
précocement après l’incubation de lignées cellulaires tumorales
avec le 5FU et le méthotrexate [45]. Cette augmentation précoce
pourrait s’expliquer en partie par la mise en jeu de mécanismes de
réparation de l’ADN. La FLT doit donc être évaluée avec prudence
dans différents modèles tumoraux avant d’être considérée comme un
agent potentiel de l’évaluation du traitement.
Traceurs fluorés de l’expression génique
Thérapie génique
La thérapie génique consiste à introduire dans un tissu cible un ou
des gènes de manière à déclencher la production d’une ou de
plusieurs protéines thérapeutiques. Ce gène est introduit à l’aide
d’un vecteur, qui peut être un virus (adénovirus, virus
adéno-associé ou rétrovirus), un complexe ADN-protéine ou des
liposomes, entre autres. Le vecteur joue un rôle crucial et remplit
plusieurs fonctions. Il constitue l’enveloppe du gène
thérapeutique, le transporte à travers la membrane cellulaire
jusque dans le noyau et induit l’expression du gène avec, pour
résultat, la production de la protéine thérapeutique. De nombreuses
approches ont été explorées. Parmi celles-ci, les systèmes
enzymes/prodrogues tels que le système herpès simplex virus
thymidine kinase/ganciclovir (HSVtk/GCV) qui introduit un gène
codant pour une enzyme activant une pro-drogue (gène suicide). Une
autre possibilité consiste à cibler des voies moléculaires au sein
des cellules tumorales, par exemple en induisant une
hyperexpression du gène p53 natif de manière à induire une apoptose
et stopper la croissance tumorale. Il est encore possible
d’introduire dans la lésion des protéines stimulant la réponse
immunitaire vis-à-vis des cellules tumorales (immunothérapie
génique [46]).
Système HSVtk-ganciclovir (GCV) et ses traceurs fluorés
Le ganciclovir (GCV), un nucléoside acyclique, est une prodrogue
inactive. Il n’est pas ou peu un substrat pour les thymidines
kinases des mammifères, mais est un substrat pour les kinases
virales, notamment celle du virus de l’herpès simplex. Il est
phosphorylé une première fois par cette enzyme, puis par les
kinases cellulaires en formes bi- et triphosphates qui bloquent la
synthèse de l’ADN [47]. Ces propriétés peuvent être exploitées dans
un but tumoricide [48]. Le gène HSVtk est introduit dans la tumeur
à l’aide d’un virus recombinant. Seules les cellules infectées vont
posséder le gène et exprimer l’enzyme. Le phénomène est amplifié
par les communications intercellulaires (gap junctions) qui
permettent au GCV phosphorylé de pénétrer dans des cellules
tumorales adjacentes. C’est ainsi que des cellules non infectées
mais situées dans le voisinage immédiat de cellules qui le sont
peuvent être tuées (effet bystander) [49]. Cette approche
thérapeutique a d’abord été validée sur des modèles animaux [50,
51] et des études cliniques de phase I ont montré des résultats
encourageants chez l’homme [52, 53].
Ce modèle présente, en commun avec le [18F]-FDG, une
accumulation intracellulaire du substrat phosphorylé. Par
conséquent, si un substrat pour la HSVtk est radiomarqué puis
administré par voie systémique, l’accumulation du traceur sera le
reflet de la présence et de l’activité de la HSVtk au sein de la
tumeur. Les images obtenues constitueront une cartographie de la
présence du gène thérapeutique.
Un aspect essentiel de cette méthode d’imagerie, qui est
également un des obstacles majeurs en thérapie génique, consiste à
délivrer le gène thérapeutique de manière à obtenir une expression
significative de la protéine et sa distribution homogène dans
l’ensemble de la tumeur. Les méthodes disponibles à l’heure
actuelle pour évaluer ce phénomène présentent plusieurs
limitations. Des biopsies tumorales peuvent être obtenues, à des
temps déterminés, mais elles sont sujettes aux erreurs
d’échantillonnage et sources de risque pour le patient. De plus,
l’évolution dans le temps de l’expression du gène reste difficile à
mesurer par cette méthode. Un autre aspect important est de
vérifier que le gène thérapeutique reste confiné au tissu cible et
ne se distribue pas dans d’autres organes. Le développement d’une
méthode non invasive permettant d’étudier de façon reproductible et
à multiples reprises la biodistribution d’un gène thérapeutique
dans l’ensemble de l’organisme apparaît dès lors d’un grand
intérêt. C’est dans ce but qu’ont été développés des traceurs
fluorés de la thérapie génique.
– La
9-((3-(18F)-fluoro-1-hydroxy-2-propoxy)méthyl)guanine
(18F-FHPG). Sa synthèse a été mise au point au milieu
des années 1990 [54, 55]. Préalablement, Haberkorn et al. avaient
montré, sur diverses lignées tumorales in vitro, une captation
accrue du GCV tritié uniquement dans les cellules transfectées [56,
57]. Cette captation était associée à la phosphorylation du
traceur, qui augmentait avec le temps. Ces résultats ont été
confirmés in vitro avec la 18F-FHPG [58]. Seules les
cultures préalablement incubées avec un adénovirus recombinant
(Ad.HSVtk) retenaient le traceur, avec des rapport d’activité
HSVtk+/ HSVtk- de 4,5 à 27 selon le type de lignées
cellulaires. Dans cette même étude, des tumeurs (cellules U87,
gliome humain) implantées en sous-cutanée chez des souris
immunodéficientes (SCID) ont été transfectées avec Ad.HSVtk ou
Ad.Bgl2 (vecteur témoin) ou n’ont reçu que du sérum physiologique.
Seules les tumeurs positives pour HSVtk étaient visualisées en TEP
(( figure 3 )).
Après sacrifice des animaux, les comptages au compteur à puits ont
montré un rapport tumeur/muscle de 5,5 en moyenne, contre
0,8 dans les tumeurs négatives pour HSVtk. En valeur absolue,
la captation était de 3,4 % ID/g dans les tumeurs HSVtk+ et
0,6 % dans les tumeurs HSVtk-. Également sur modèle animal et
avec le même traceur, Hospers et al. ont obtenu des rapports moyens
d’activité tumeur HSVtk+/tumeur HSVtk- égaux à 12 mesurés sur
les images TEP et égaux à 15 mesurés dans un compteur à puits
[59]. Dans cette étude, les tumeurs avaient été transfectées in
vitro à l’aide d’un rétrovirus recombinant, préalablement à leur
implantation chez l’animal, de telle sorte qu’elles exprimaient le
gène de façon stable.
On observe dans ces deux études une accumulation hépatique
importante de 18F-FHPG, en raison du tropisme du virus
Ad.HSVtk pour le foie, que le virus soit injecté par voie
intraveineuse ou directement dans la tumeur. Cette observation
suggère un passage du virus dans la circulation générale et
concorde avec les altérations biologiques hépatiques relevées dans
les essais cliniques de phase I chez des patients souffrant de
glioblastome ou de mésothéliomes et traités par le système
HSVtk/GCV.
– La
9-((8-(18F)-fluoro-1-hydroxy-2-propoxy)méthyl)guanine
(18F-FGCV ). À la différence du 18F-FHPG,
l’atome de 18F est inséré en position 8 de l’anneau
acycloguanosine. Ce traceur est moins favorable sur le plan de la
chimie, avec un rendement et une activité spécifique faibles [60].
Dès 1998, Gambhir et al. ont montré la présence d’HSVtk dans le
foie d’une souris dans lequel le virus recombinant avait été
préalablement injecté par voie IV, en utilisant la
18F-FGCV [61]. Ils ont montré également que l’intensité
de la captation hépatique était directement proportionnelle aux
niveaux d’HSVtk (ARNm et enzyme) [62].
Traceurs des autres systèmes HSVtk : 18F-FPCV
et 18F-FHBG
Le penciclovir (PCV) est un dérivé aux propriétés pharmaceutiques
plus favorables que le ganciclovir et l’aciclovir (ACV) [63,
64] : le taux de phosphorylation par les kinases virales puis
endogènes, la stabilité intracellulaire de la forme triphosphate et
l’inhibition de l’ADN polymérase sont tous nettement supérieurs
avec le PCV qu’avec l’ACV ou le GCV. Comme pour ce dernier, le
marquage peut être réalisé sur l’anneau (18F-FPCV :
(8-[18F]-fluoropenciclovir) ou sur la chaîne latérale
(18F-FHBG :
9-((4-[18F]-fluoro-3-hydroxyméthylbutyl)guanine) [65]).
Comparé au 18F-FGCV, le 18F-FPCV présente une
accumulation hépatique plus importante pour une même dose virale
administrée par voie intraveineuse. Pour un niveau d’expression
d’HSVtk identique, la captation tumorale, chez la souris, est plus
importante [66].
Les études précliniques avec le 18F-FHBG ont montré
un ratio d’activité tumeur HSVtk+/tissu sain variant de 2 à
25 deux heures après l’injection [65]. Les études de
biodistribution et de dosimétrie ont été réalisées chez l’homme
[67]. Elles montrent une clairance plasmatique rapide, une bonne
stabilité du composé et des doses absorbées largement acceptables.
On observe cependant une activité hépatique, digestive et urinaire
relativement importante, susceptible de rendre difficile
l’interprétation de l’examen au niveau abdominal.
Enfin, signalons que le
2′-fluoro-5-iodo-1-b-D-arabinofuranosyl-5-iodo-uracil (FIAU),
largement documenté, n’est pas un traceur fluoré mais est marqué à
l’iode 131 ou à l’iode 124. Il permet une bonne visualisation
des tumeurs transfectées en imagerie TEP [68, 69] et l’importance
de sa captation tumorale dépend du niveau d’expression du transgène
[70]. Le FIAU est un meilleur substrat pour l’HSVtk que le GCV
tritié [71] et présente plusieurs avantages significatifs sur le
18F-FHBG et le 18F-FHPG [72, 73], concernant
notamment la cinétique de la captation. Néanmoins, les
caractéristiques physiques de l’iode 124 sont peu favorables à
l’imagerie par TEP quantitative [74] et peu de cyclotrons sont
capables de le produire. Un développement intéressant serait de
combiner les qualités de substrat des dérivés uraciles (FIAU ou
autres) avec les avantages physiques du 18F.
Extension du concept de gène rapporteur et traceur fluorés
Dans le chapitre précédent sur la thérapie génique, une prodrogue
radiomarquée servait à détecter l’expression du gène thérapeutique,
transfectée préalablement dans les cellules tumorales à l’aide d’un
vecteur viral. Cependant, le concept de gène rapporteur peut être
étendu à l’imagerie par TEP en dehors de protocoles de thérapie
génique [75], de manière à évaluer l’expression d’un gène endogène.
Si le gène rapporteur, dirigé par un promoteur d’un gène endogène
préalablement choisi, est inséré dans le tissu cible,
l’accumulation du traceur correspondra à l’activité du gène
rapporteur, elle-même induite par le promoteur et donc reflet
indirect de l’activité du gène endogène. Le groupe de l’UCLA a
étudié, chez des souris transgéniques, l’expression du gène HSVtk,
dirigée par le promoteur de l’albumine [76, 77] (( figure 4 )). L’expression
du gène de l’albumine peut être modulée par l’alimentation des
animaux. Un régime riche en protéines entraînait une augmentation
de l’expression du gène de l’albumine parallèlement à
l’augmentation de la fixation hépatique de 18F-FHBG, qui
diminuait lorsque le régime était dépourvu en protéines. Les
mesures étaient reproductibles et pouvaient être répétées dans le
temps.
Le même groupe a administré deux vecteurs comprenant deux gènes
rapporteurs différents, d’une part HSV1-sr39tk, un gène mutant de
l’herpès simplex ayant une activité accrue sur les substrats tels
que le GCV [78], d’autre part, le gène codant pour le récepteur D2
de la dopamine (D2R) [67]. Ce dernier système permet de visualiser
les tissus possédant le récepteur D2 à l’aide de la
3-(2-(18F)fluoroéthyl)spipérone (18F-FESP)
[79]. Les deux gènes rapporteurs étaient dirigés par le même
promoteur, celui du cytomégalovirus. Les deux types d’adénovirus
recombinant, identiques hormis le gène rapporteur qu’ils
contenaient, étaient donc co-administrés, soit en intraveineux
(avec pour tissu cible le foie), soit en intratumoral. Les
résultats ont montré une excellente corrélation entre la captation
de 18F-FESP et celle de 18F-FHBG. L’activité
de la thymidine kinase était également bien corrélée à la fixation
de la spipérone sur les récepteurs D2 de la dopamine. Les mesures
étaient reproductibles et pouvaient être répétées dans le
temps.
Une autre approche consiste à administrer un seul vecteur
bicistronique contenant à la fois le gène rapporteur et un second
gène (( figure 5
)). Les deux gènes sont séparés par une séquence IRES (internal
ribosomal entry site) et commandés par un même promoteur.
L’activation du promoteur va entraîner la transcription d’un seul
ARNm, contenant les séquences pour les deux protéines, qui seront
toutes deux produites. Cette approche a été validée en utilisant un
vecteur bicistronique contenant les deux gènes rapporteurs
mentionnés plus haut, HSV1-sr39tk et D2R [80]. Les auteurs ont
montré que, chez des souris portant des tumeurs transfectées de
façon stable par ce vecteur (ici un plasmide), l’expression du
premier gène, mesurée à l’aide de la TEP au 18F-PCV
prédisait l’expression du second gène, mesurée par la captation de
la 18F-FESP.
Conclusion
L’imagerie fonctionnelle par tomographie par émission de positons
des tumeurs malignes avec le [18F]-FDG est dores et déjà
complémentaire de l’imagerie morphologique conventionnelle avec un
impact démontré sur la stratégie thérapeutique. À terme, d’autres
traceurs fluorés devraient pouvoir évaluer les principales
fonctions de chaque type tumoral et jouer alors un rôle déterminant
sur le choix et l’évaluation du traitement, notamment sur une
évaluation précoce de la réponse au traitement choisi. C’est dans
cette dernière indication que la FLT semble particulièrement
intéressante, car le [18F]-FDG, qui manque de
spécificité et visualise également l’inflammation
post-thérapeutique, ne permet pas de répondre efficacement à cette
question. Les premiers essais cliniques chez l’homme avec la FLT
sont encore peu nombreux mais la molécule rencontre un vif intérêt,
notamment de la part des industriels de la radiopharmacie ;
ainsi, la FLT pourrait être, dans un avenir proche, un outil
diagnostique disponible en clinique à côté du [18F]-FDG.
L’avenir des traceurs de l’expression génique est plus restreint,
dépendant essentiellement du développement de cette thérapie et il
n’existe à l’heure actuelle aucune étude humaine avec ces traceurs.
Références
1 Alavi A, Reivich M. Guest editorial: the conception of
FDG-PET imaging. Semin Nucl Med 2002 ; 32 : 2-5.
2 Warburg O. On the origin of cancer cells. Science
1956 ; 123 : 309-14.
3 Warburg O. The metabolism of tumors. London : Arnold
Constable, 1930.
4 Schirrmeister H, Kuhn H, Guhlmann A,
et al. Immunostaging in pancreatic cancer and chronic active
pancreatitis : does in vivo FDG-uptake correlate with
proliferative activity? J Nucl Med 2001 ; 42 : 721-5.
5 Kubota R, Kubota K, Yamada S, et al.
Intratumoral distribution of fluorine-18-fluorodesoxyglucose in
vivo: high accumulation in macrophages and granulation tissues
studied by microautoradiography. J Nucl Med 1992 ; 33 :
1972-80.
6 Brown RS, Leung JY, Fisher SJ, et al.
Intratumoral distribution of tritiated fluorodesoxyglucose in
breast carcinoma I. Are inflammatory cells important? J Nuclear Med
1995 ; 36 : 1854-61.
7 Higashi K, Clavo AC, Wahl RL. In vitro
assessment of 2-fluoro-2-desoxy-D-glucose, L-methionine and
thymidine as agents to monitor the early response of a human
adenocarcinoma cell line to radiotherapy. J Nuclear Med 1993 ;
34 : 773-9.
8 Lewis P, Salama A. Uptake of
fluorine-18-fluorodesoxyglucose in sarcoidosis. J Nucl Med
1994 ; 35 : 1647-9.
9 Minn H, Clavo AC, Grenman R, et al. In
vitro comparison of cell proliferation kinetics and uptake of
tritiated fluorodesoxyglucose and L-methionine in squamous-cell
carcinoma of the head and neck. J Nuclear Med 1995 ; 36 :
252-8.
10 Patz EF, Lowe VJ, Hoffman JM, et al.
Focal pulmonary abnormalities: evaluation with F-18
fluorodesoxyglucose PET scanning. Radiology 1993 ; 188 :
487-90.
11 Eary J, Mankoff D, Spence A, et al.
2-[C-11]thymidine imaging of malignant brain tumors. Cancer Res
1999 ; 59 : 615-21.
12 Shields A, Grierson J, Dohmen B, et al.
Imaging proliferation in vivo with [F-18]FLT and positron emission
tomography. Nature Med 1998 ; 4 : 1334-6.
13 Nimmagadda S, Mangner TJ, Muzik O, et al.
Metabolic studies of F-18-FBAU in dogs: A PET tracer for DNA
synthesis. J Nuclear Med 2002 ; 43 : 94.
14 Wang H, Oliver P, Nan L, et al.
Radiolabeled 2’-fluorodesoxyuracil-beta-D-arabinofuranoside (FAU)
and 2’- fluoro-5-methyldesoxyuracil-beta -D-arabinofuranoside
(FMAU) as tumor- imaging agents in mice. Cancer Chemother Pharmacol
2002 ; 49 : 419-24.
15 Kong X, Zhu Q, Vidal P, et al.
Comparisons of anti-human immunodeficiency virus activities,
cellular transport, and plasma and intracellular pharmacokinetics
of 3’-fluoro-3’-desoxythymidine and 3’-azido-3’-désoxythymidine.
Antimicrob Agents Chemother 1992 ; 36 : 808-18.
16 Wilson I, Chatterjee S, Wolf W. The use of
3’-fluoro-3’-désoxythymidine and studies of its 18F-radiolabeling,
as a tracer for the non-invasive monitoring of the biodistribution
of drugs against AIDS. J Fluorine Chem 1991 ; 55 :
283-9.
17 Martin S, Eisenbarth J, Wagner-Utermann U,
et al. [18F]FLT: 18F labeling of
3-Boc-1-(2-desoxy-3-O-nosyl-5-O-trityl-b-D-lyxofuranosyl)thymine
and other thymine derivatives. J Nucl Med 2000 ; 41(255P).
18 Martin S, Eisenbarth J, Wagner-Utermann U,
et al. A new precursor for the radiosynthesis of [18F]FLT.
Nucl Med Biol 2002 ; 29 : 263-73.
19 Belt J, Marina N, Phelps D, et al.
Nucleoside transport in normal and neoplastic cells. Adv Enzyme
Regul 1993 ; 33 : 235-52.
20 Coppock D, Pardee A. Control of thymidine kinase
mRNA during the cell cycle. Mol Cell Biol 1987 ; 7 :
2925-32.
21 Gross M, Merrill G. Regulation of thymidine kinase
protein levels during myogenic withdrawal from the cell cycle is
independent of mRNA regulation. Nucleic Acids Res 1988 ;
16 : 11625-43.
22 Sherley J, Kelly T. Regulation of human thymidine
kinase during the cell cycle. J Biol Chem 1988 ; 263 :
8350-8.
23 Ito M, Conrad S. Independent regulation of
thymidine kinase mRNA and enzyme levels in serum-stimulated cells.
J Biol Chem 1990 ; 265 : 6954-60.
24 Bartrek J, Bartkova J, Lukas J. The
retinoblastoma protein pathway and the restriction point. Current
Opin Cell Biol 1996 ; 8 : 805-14.
25 Ewen M. The cell cycle and the retinoblastoma protein
family. Cancer Metastasis Rev 1994 ; 13 : 45-66.
26 Sherr C. D-type cyclins. Trend Biol Sci 1995 ;
20 : 187-90.
27 Sherr C, Roberts J. Inhibitors of mammalian G1
cycline-dependent kinases. Genes Develop 1995 ; 9 :
1149-63.
28 Weinberg R. The retinoblastoma protein and cell cycle
control. Cell 1995 ; 81 : 323-30.
29 Hengstchlager M, Knofler M, Mullner E,
et al. Different regulation of thymidine kinase during the
cell cycle of normal versus DNA tumor virus-transformed cells. J
Biol Chem 1994 ; 269 : 1386-11342.
30 Hengstchlager M, Oliver P,
Hengstshlager-Ottnad E, et al. Loss of the p16/MTS1 tumor
suppressor gene causes E2F-mediated deregulation of essential
enzymes of the DNA precursor metabolism. DNA Cell Biol 1996 ;
15 : 41-51.
31 Hengstchlager M, Hengstshlager-Ottnad E,
Oliver P, et al. The role of p16 in the E2F-dependent
thymidine kinase regulation. Oncogene 1996 ; 12 :
1635-43.
32 Romain S, Martin P, Klijn J, et al.
DNA-synthesis enzyme activity: a biological tool useful for
predicting anti-metabolic drug sensitivity in breast cancer? Int J
Cancer 1997 ; 74 : 156-61.
33 Sakamoto S, Ebuchi M, Iwama T. Relative
activities of thymidylate synthetase and thymidine kinase in human
mammary tumours. Anticancer Res 1993 ; 13 : 205-7.
34 Toyohara J, Waki A, Takamatsu S, et al.
Basis of FLT as cell proliferattion marker : comparative
uptake studies with [3H]thymidine and [3H]arabinothymidine, and
cell-analysis in 22 asynchronously growing tumor cell lines.
Nucl Med Biol 2002 ; 29 : 281-7.
35 Grierson J, Vesselle H, Hofstrand P,
et al. Comparative uptake and cell cycle measurements with
[18F]FLT vs. [3H]thymidine in mammalian tumor cells. J Nucl Med
1998 ; 39(Supp. 5l) : 229P-230P.
36 Rasey J, Grierson J.
3’-désoxy-3’-[F-18]fluorothymidine(FLT) predicts changes in cell
proliferation. J Nucl Med 1999 ; 40(Suppl.) : 25P.
37 Rasey J, Grierson J, Wiens L, et al.
Uptake of labeled FLT correlates with thymidine kinase (TK1)
activity in human tumor cells. J Nucl Med 2000 ;
41(Suppl.) : 36P-37P.
38 Eriksson S, Kierdaszuk B, Mucnh-Peterson B,
et al. Comparison of the substate specificities of human
thymidiine kinase 1 and 2 and desoxycytidine kinase
toward antiviral and cytostatic nucleoside analogs. Biochem Biophys
Res Commun 1991 ; 176 : 586-92.
39 Nottebrock H, Then R. Thymidine concentrations in
serum and urine of different animal species and man. Biochem
Pharmacol 1977 ; 26 : 2175-9.
40 Buck AK, Schirrmeister H, Hetzel M,
et al. 3-desoxy-3-[(18)F]fluorothymidine-positron emission
tomography for noninvasive assessment of proliferation in pulmonary
nodules. Cancer Res 2002 ; 62 : 3331-4.
41 Buck AK, Halter G, Schirrmeister H,
et al. Imaging proliferation in lung tumors with PET: 18F-FLT
versus 18F-FDG. J Nucl Med 2003 ; 44 : 1426-31.
42 Dittmann H, Dohmen BM, Paulsen F, et al.
[18F]FLT PET for diagnosis and staging of thoracic tumours. Eur J
Nucl Med Mol Imaging 2003 ; 30 : 1407-12.
43 Francis DL, Visvikis D, Costa DC, et al.
Potential impact of [18F]3’-desoxy-3’-fluorothymidine versus
[18F]fluoro-2-desoxy-D-glucose in positron emission tomography for
colorectal cancer. Eur J Nucl Med Mol Imaging 2003 ; 30 :
988-94.
44 Barthel H, Cleij MC, Collingridge DR,
et al. 3’-desoxy-3’-[18F]fluorothymidine as a new marker for
monitoring tumor response to antiproliferative therapy in vivo with
positron emission tomography. Cancer Res 2003 ; 63 :
3791-8.
45 Dittmann H, Dohmen BM, Kehlbach R, et al.
Early changes in [18F]FLT uptake after chemotherapy: an
experimental study. Eur J Nucl Med Mol Imaging 2002 ;
29 : 1462-9.
46 Gutzmer R, Guerry DT. Gene therapy for melanoma in
humans. Hematol Oncol Clin N A 1998 ; 12 : 519-38.
47 Matthews T, Boehme R. Antiviral activity and
mechanism of action of ganciclovir. Rev Infect Dis 1988 ;
10(Suppl. 3) : S490-S494.
48 Ram Z, Culver KW, Oshiro EM, et al.
Therapy of malignant brain tumors by intratumoral implantation of
retroviral vector-producing cells. Nature Medicine 1997 ;
3 : 1354-61.
49 Yang L, Chiang Y, Lenz HJ, et al.
Intercellular communication mediates the bystander effect during
herpes simplex thymidine kinase/ganciclovir-based gene therapy of
human gastrointestinal tumor cells. Human Gene Therapy 1998 ;
9 : 719-28.
50 Moolten FL, Wells JM. Curability of tumors bearing
herpes thymidine kinase genes transferred by retroviral vectors. J
Nat Cancer Inst 1990 ; 82 : 297-300.
51 Moolten FL, Wells JM, Heyman RA, et al.
Lymphoma regression induced by ganciclovir in mice bearing a herpes
thymidine kinase transgene. Human Gene Therapy 1990 ; 1 :
125-34.
52 Sterman DH, Treat J, Litzky LA, et al.
Adenovirus-mediated herpes simplex virus thymidine
kinase/ganciclovir gene therapy in patients with localized
malignancy: results of a phase I clinical trial in malignant
mesothelioma. Human Gene Therapy 1998 ; 9 : 1083-92.
53 Alavi JB, Eck SL. Gene therapy for malignant
gliomas. Hematol Oncol Clin N A 1998 ; 12 : 617-29.
54 Monclus M, Luxen A, Van Naemen J, et al.
Development of PET radiopharmaceuticals for gene therapy: Synthesis
of 9-((1-(18F)fluoro-3-hydroxy-2-propoxy)methyl)guanine. J Labelled
Compounds Radiopharmaceut 1995 ; 37 : 193-5.
55 Monclus M, Luxen A, Cool V, et al.
Synthesis of (R)- and
(S)-9-((3-(18 F)fluoro-1-hydroxy-2-propoxy)methyl)guanine:
Radiopharmaceuticals for gene therapy. J Labelled Compounds
Radiopharmaceut 1997 ; 40 : 20-2.
56 Haberkorn U, Khazaie K, Morr I, et al.
Ganciclovir uptake in human mammary carcinoma cells expressing
herpes simplex virus thymidine kinase. Nuclear Med Biol 1998 ;
25 : 367-73.
57 Haberkorn U, Altmann A, Morr I, et al.
Monitoring gene therapy with herpes simplex virus thymidine kinase
in hepatoma cells: uptake of specific substrates. J Nucl Med
1997 ; 38 : 287-94.
58 Hustinx R, Shiue CY, Alavi A, et al.
Imaging in vivo herpes simplex virus thymidine kinase gene transfer
to tumour-bearing rodents using positron emission tomography and
[18F]FHPG. Eur J Nucl Med 2001 ; 28 : 5-12.
59 Hospers GA, Calogero A, Van Waarde A,
et al. Monitoring of herpes simplex virus thymidine kinase
enzyme activity using positron emission tomography. Cancer Res
2000 ; 60 : 1488-91.
60 Barrio JR, Namavari M, Srinivasan A,
et al. Carbon-8 radiofluorination of purines: A general
approach to probe design for gene therapy in humans. J Labelled
Compounds Radiopharmaceut 1997 ; 40 : 348.
61 Gambhir SS, Barrio JR, Wu L, et al.
Imaging of adenoviral-directed herpes simplex virus type
1 thymidine kinase reporter gene expression in mice with
radiolabeled ganciclovir. J Nuclear Med 1998 ; 39 :
2003-11.
62 Gambhir SS, Barrio JR, Phelps ME, et al.
Imaging adenoviral-directed reporter gene expression in living
animals with positron emission tomography. Proceed Natl Acad Sci
1999 ; 96 : 2333-8.
63 Vere Hodge RA, Sutton D, Boyd MR, et al.
Selection of an oral prodrug (BRL 42810; famciclovir) for the
antiherpesvirus agent BRL 39123
[9-(4-hydroxy-3-hydroxymethylbutyl)guanine; penciclovir].
Antimicrobial Agents Chemother 1989 ; 33 : 1765-73.
64 Smee DF, Boehme R, Chernow M, et al.
Intracellular metabolism and enzymatic phosphorylation of
9-(1,3-dihydroxy-2-propoxymethyl)guanine and acyclovir in herpes
simplex virus-infected and uninfected cells. Biochem Pharmacol
1985 ; 34 : 1049-56.
65 Alauddin MM, Conti PS. Synthesis and preliminary
evaluation of 9-(4-[18F]-fluoro-3-hydroxymethylbutyl)guanine
([18F]FHBG): a new potential imaging agent for viral infection and
gene therapy using PET. Nuclear Med Biol 1998 ; 25 :
175-80.
66 Iyer M, Barrio JR, Namavari M, et al.
8-[18F]fluoropenciclovir: an improved reporter probe for imaging
HSV1- tk reporter gene expression in vivo using PET. J Nucl Med
2001 ; 42 : 96-105.
67 Yaghoubi S, Barrio JR, Dahlbom M, et al.
Human pharmacokinetic and dosimetry studies of [(18)F]FHBG: a
reporter probe for imaging herpes simplex virus type-1 thymidine
kinase reporter gene expression. J Nucl Med 2001 ; 42 :
1225-34.
68 Tjuvajev JG, Avril N, Oku T, et al.
Imaging herpes virus thymidine kinase gene transfer and expression
by positron emission tomography. Cancer Res 1998 ; 58 :
4333-41.
69 Tjuvajev JG, Finn R, Watanabe K, et al.
Noninvasive imaging of herpes virus thymidine kinase gene transfer
and expression: a potential method for monitoring clinical gene
therapy. Cancer Res 1996 ; 56 : 4087-95.
70 Tjuvajev JG, Chen SH, Joshi A, et al.
Imaging adenoviral-mediated herpes virus thymidine kinase gene
transfer and expression in vivo. Cancer Res 1999 ; 59 :
5186-93.
71 Tjuvajev JG, Stockhammer G, Desai R,
et al. Imaging the expression of transfected genes in vivo.
Cancer Res 1995 ; 55 : 6126-32.
72 Brust P, Haubner R, Friedrich A, et al.
Comparison of [18F]FHPG and [124/125I]FIAU for imaging herpes
simplex virus type 1 thymidine kinase gene expression. Eur J
Nucl Med 2001 ; 28 : 721-9.
73 Tjuvajev JG, Doubrovin M, Akhurst T,
et al. J Nucl Med 2002 ; 43 : 1072-83.
74 Pentlow KS, Graham MC, Lambrecht RM,
et al. Quantitative imaging of iodine-124 with PET. J Nuclear
Med 1996 ; 37 : 1557-62.
75 Ray P, Bauer E, Iyer M, et al. Monitoring
gene therapy with reporter gene imaging. Semin Nucl Med 2001 ;
31 : 312-20.
76 Green LA, Yap CS, Nguyen K, et al.
Indirect monitoring of endogenous gene expression by positron
emission tomography (PET) imaging of reporter gene expression in
transgenic mice. Molecular Imaging Biol 2002 ; 4 :
71-81.
77 Herschman HR, MacLaren DC, Iyer M, et al.
Seeing is believing: non-invasive, quantitative and repetitive
imaging of reporter gene expression in living animals, using
positron emission tomography. J Neurosci Res 2000 ; 59 :
699-705.
78 Gambhir SS, Bauer E, Black ME, et al. A
mutant herpes simplex virus type 1 thymidine kinase reporter
gene shows improved sensitivity for imaging reporter gene
expression with positron emission tomography. Proceed Natl Acad Sci
USA 2000 ; 97 : 2785-90.
79 MacLaren DC, Gambhir SS, Satyamurthy N,
et al. Repetitive, non-invasive imaging of the dopamine D2
receptor as a reporter gene in living animals. Gene Therapy
1999 ; 6 : 785-91.
80 Yu Y, Annala AJ, Barrio JR, et al.
Quantification of target gene expression by imaging reporter gene
expression in living animals. Nature Med 2000 ; 6 :
933-7.
|
Printable version
Version PDF
