ARTICLE
La conchyliculture connaît depuis une trentaine d'années
une progression régulière de ses productions à travers
le monde. L'élevage de coquillages concerne un nombre limité
d'espèces, essentiellement des bivalves, tels que les huîtres
creuses et plates, les moules, les palourdes et les coquilles Saint-Jacques.
Les zones d'élevage ont été aménagées
pour augmenter leur capacité de production et des transferts de
coquillages ont été réalisés d'une région
à l'autre, pour développer les activités conchylicoles.
Parallèlement, la mise en place d'écloseries a permis de
s'affranchir des fluctuations du captage en milieu naturel (figure
1). Ces structures peuvent accueillir des quantités importantes
de larves, le plus souvent de différentes espèces de bivalve.
Cependant, l'intensification des élevages et les transferts d'animaux
entre bassins et pays ont contribué à l'émergence
et à la dissémination de maladies, constituant aujourd'hui
un aléa majeur pour les productions conchylicoles. Parmi les maladies
infectieuses affectant les mollusques bivalves marins, les maladies virales
sont représentées par des infections impliquant des virus
appartenant, pour la plupart, aux familles suivantes : Papovaviridae,
Herpesviridae, Iridoviridae, Togaviridae, Retroviridae, Paramyxoviridae,
Reoviridae et Birnaviridae [1-4]. La production conchylicole
n'est donc pas à l'abri d'infections telles que les infections
à virus apparentés aux Herpesviridae qui ont été
associées à des mortalités massives de différentes
espèces de bivalves, en France et dans le monde.
Le premier cas d'infection à virus apparentés aux Herpesviridae
chez les bivalves marins a été rapporté aux États-Unis
en 1972 chez des huîtres creuses adultes Crassostrea virginica
[5]. Puis, à partir de 1991, des mortalités massives associées
à la détection de virus apparentés à la famille
des Herpesviridae ont été à nouveau rapportées
dans différentes régions du monde chez l'huître creuse
japonaise, Crassostrea gigas, les huîtres plates Ostrea
edulis et Tiostrea chilensis, chez la palourde européenne,
Ruditapes decussatus et la palourde japonaise, R. philippinarum,
mais aussi chez la coquille Saint-Jacques, Pecten maximus [6-14].
Ces mortalités affectent principalement les stades larvaires et
juvéniles et sont plus particulièrement observées
en période estivale. Ces descriptions multiples reflètent
le caractère ubiquitaire de cette famille de virus chez les bivalves
marins, dans la mesure où des particules de morphologie comparable
à celle des Herpesviridae ont été détectées
chez différentes espèces de bivalve, à différents
stades de développement (larves, juvéniles et adultes) et
dans différentes régions du globe.
Caractéristiques
des herpèsvirus infectant les bivalves marins
Caractéristiques morphologiques
Les particules virales détectées chez les bivalves marins
présentent des caractéristiques morphologiques similaires
à celles des Herpesviridae [15-17]. En effet, les particules
intranucléaires, correspondant à des capsides, sont circulaires,
ovoïdes ou polygonales. Certaines de ces capsides apparaissent vides,
d'autres contiennent un nucléoïde dense aux électrons
de forme variable, toroïdale à parallélépipédique
(figure 2). Les particules
cytoplasmiques sont identiques à celles observées dans le
noyau et peuvent présenter une enveloppe constituée d'une
membrane trilamellaire. En position extracellulaire, les virions sont
enveloppés et présentent parfois des prolongements à
la surface de l'enveloppe (figure
3). Selon les études descriptives, la taille des nucléocapsides
varie de 70 à 98 nm tandis que la taille des particules enveloppées
varie entre 90 et 150 nm (tableau
1). Ainsi, quelle que soit l'espèce de bivalve infectée,
les particules virales détectées peuvent être considérées
comme des virus apparentés aux Herpesviridae. On peut cependant
noter que les virus apparentés aux Herpesviridae infectant
les bivalves marins présentent généralement un tégument
ainsi qu'un diamètre réduit au regard de la plupart des
membres de cette famille virale. Cette différence peut être
due à la technique de préparation des échantillons
[18]. De plus, la taille du tégument est connue comme un élément
variable pour les différents membres de cette famille virale [19-21].
Le génome viral
Des travaux de purification de virus à partir de larves d'huître
creuse infectées [22] ont permis l'extraction, puis la caractérisation
du génome viral. La taille du génome viral est aujourd'hui
estimée à 206 kpb [AJ Davison, MRC, Glasgow, Royaume-Uni,
communication personnelle]. Par ailleurs, le séquençage
complet du génome a montré que la structure de l'ADN viral
est comparable à celle du groupe 6, dont le représentant
est l'herpès simplex virus de type 1, HSV1 (figure
4) [AJ Davison, communication personnelle]. En effet, l'ADN viral
est organisé en deux fragments uniques, un fragment long UL
et un fragment court US (figure
4). Ces fragments sont encadrés de séquences
répétées inversées : TRL et IRL
de part et d'autre de UL, TRS et IRS
de part et d'autre de US (figure
4). Enfin, une séquence de 1 510 pb, nommée X, est située
entre IRL et IRS.
Si la structure du génome viral s'apparente à celle d'HSV1,
l'analyse de sa séquence laisse apparaître peu d'homologie
avec les autres membres de la famille des Herpesviridae. Environ
145 cadres de lecture (ORF) ont pu être identifiés. Parmi
ceux-ci, on note sept gènes codant des enzymes (ADN polymérase,
désoxyuridine triphosphatase, deux sous-unités de ribonucléotide
réductase, hélicase, primase putative et une sous-unité
ATPase de terminase) ; sept gènes codant des protéines similaires
à des protéines inhibitrices de l'apoptose (IAP) ; dix gènes
codant des protéines de membrane de classe I qui traversent au
moins une fois la membrane. Enfin, un large palindrome semblerait correspondre
à l'origine de réplication de l'ADN. L'existence de la sous-unité
ATPase de la terminase est le seul élément permettant d'identifier
ce virus comme appartenant à la famille des Herpesviridae.
En effet, la terminase est impliquée dans l'empaquetage de l'ADN
viral dans les capsides. Des gènes homologues sont présents
dans tous les herpèsvirus et les seuls homologues non herpèsvirus
sont codés par le phage T4 et des bactériophages apparentés.
Ces résultats pouvaient laisser penser que le virus infectant les
larves d'huître creuse n'est pas un herpèsvirus. Cependant,
des analyses en cryomicroscopie et une reconstitution en trois dimensions
de la structure des capsides virales isolées à partir des
larves infectées montrent que la morphologie des capsides est caractéristique
des herpèsvirus. En effet, les capsides du virus infectant les
larves d'huître creuse apparaissent comme un assemblage de 162 capsomères,
dont 12 pentamériques et 150 hexamériques et elles présentent
une symétrie icosaédrique [A. Steven et B. Trus, National
Institutes of Health, États-Unis]. Ainsi, la présence du
gène codant la terminase et la structure de la capside permettent
de conclure qu'il s'agit bien d'un herpèsvirus. Ce nouveau membre
de la famille des Herpesviridae a été baptisé
Oyster herpesvirus de type 1 ou OsHV1 [A.J. Davison, communication
personnelle].
Les données aujourd'hui disponibles corroborent le fait que les
herpèsvirus de mammifères et d'oiseaux, les herpèsvirus
de poissons et d'amphibiens et les herpèsvirus d'invertébrés
forment trois groupes distincts (figure
5). Ce schéma est cohérent avec le modèle généralement
admis de l'évolution des herpèsvirus avec leurs hôtes
[23]. D'après ce modèle, OsHV1 aurait divergé il
y a un milliard d'années, les virus de poissons il y a 400 millions
d'années. Pour l'instant, OsHV1 est le seul représentant
des herpèsvirus d'invertébrés.
Outils de diagnostic
Une des difficultés de l'étude des herpèsvirus
infectant les bivalves réside dans l'impossibilité de les
cultiver in vitro. En effet, aucune lignée de mollusque
bivalve n'est aujourd'hui disponible. Des essais de culture du virus sur
lignées cellulaires hétérologues de poissons, d'insectes
et de mammifères ont été réalisés,
mais sans succès [24, 25]. Le diagnostic direct du virus, par recherche
d'un éventuel effet cytopathique sur tapis de cellules en culture
n'est donc pas réalisable actuellement. Par ailleurs, les méthodes
de diagnostic indirect, fondées sur la recherche d'anticorps spécifiques
dirigés contre le virus chez les coquillages infectés, ne
peuvent pas être envisagées. En effet, les mollusques bivalves
possèdent un système immunitaire simple, dans lequel ne
sont pas représentés les lymphocytes et les molécules
de type immunoglobuline. Outre l'histologie classique et la microscopie
électronique à transmission, de nouveaux outils ont été
développés afin de détecter de façon spécifique
OsHV1.
Réactifs immunologiques
Des anticorps polyclonaux spécifiques du virus apparentés
aux Herpesviridae infectant les huîtres ont été
obtenus en immunisant des souris BalbC avec une suspension de particules
virales purifiées. Les anticorps polyclonaux obtenus ne sont cependant
pas utilisés pour le diagnostic de routine de l'herpèsvirus
de l'huître. Cela s'explique par la limite des stocks de réactifs
disponibles et par le développement de techniques de biologie moléculaire.
Cependant, la production d'anticorps monoclonaux à partir de protéines
recombinantes est actuellement développée dans le cadre
d'un programme européen (Fair-CT98-4334).
Outils moléculaires
Deux protocoles de PCR ont été développés
afin de détecter l'ADN de l'herpèsvirus de l'huître.
Le premier protocole correspond à une PCR nichée, amplifiant
un fragment de 940 pb d'un gène codant une protéine de fonction
inconnue [26]. Cette méthode permet de détecter jusqu'à
2 500 copies de génome viral dans des échantillons. Le second
protocole consiste en une PCR simple, amplifiant un fragment de 896 pb
de la région répétée inversée de part
et d'autre du segment UL (notée région C). Les
amorces utilisées permettent d'abaisser le seuil de détection
de l'ADN viral dans l'échantillon à 50 copies de génome
viral [27].
Un protocole d'hybridation in situ a également été
développé afin de détecter l'ADN viral plus particulièrement
chez les juvéniles. Cette technique repose sur l'utilisation d'une
sonde marquée à la digoxigénine produite par PCR,
reconnaissant spécifiquement un fragment de la région C
[28].
Épidémiologie des infections à
herpèsvirus
Influence de la température
Les mortalités massives et brutales affectent principalement
les jeunes stades, larves et juvéniles, aussi bien en milieux confinés
(écloseries et nurseries, figure
1) qu'en milieu naturel. Ces fortes mortalités apparaissent
généralement pendant les périodes chaudes de l'année
[6-9, 29]. Parallèlement à cette constatation, certains
travaux ont mis en évidence l'importance de la température
sur la survenue de mortalités, celles-ci étant associées
à la détection de particules virales de morphologie comparable
à celle des Herpesviridae en microscopie électronique
à transmission. Ces observations ont porté sur des huîtres
creuses des espèces Crassostrea virginica [5] et C. gigas
[30], suggérant que des températures élevées
sont favorables au développement des infections.
Un large spectre d'hôtes
Nous soulignions en introduction le caractère ubiquitaire des
herpèsvirus chez les bivalves marins, des particules ayant la morphologie
des herpèsvirus étant détectées chez différentes
espèces de bivalve, à différents stades de développement
(larves, juvéniles et adultes) et dans différentes régions
du globe. Afin de déterminer si les particules virales observées
correspondent à un seul et même virus ou à différents
virus infectant plus particulièrement une espèce hôte,
des échantillons de larves de différentes espèces
de bivalve et de différentes provenances ont été
analysés par PCR au niveau de deux régions du génome
viral : un gène codant une glycoprotéine membranaire et
un fragment de la région C. Les résultats obtenus mettent
en évidence l'existence d'un polymorphisme, cela indépendamment
de l'espèce hôte et de l'origine géographique des
échantillons. Un virus variant, OsHV1var, a été caractérisé
sur la base d'une délétion de 905 pb au niveau du fragment
séquencé de la région C. Ce variant a pu être
détecté, en particulier chez des larves d'huître creuse
et de palourde japonaise ayant présenté des mortalités
concomitantes dans une écloserie [27]. Par ailleurs, des expériences
ont permis de transmettre l'infection avec succès entre des larves
de différentes espèces de bivalves, huîtres, palourdes
ou coquilles Saint-Jacques [14].
L'ensemble de ces données montre que OsHV1 présente un
large spectre d'hôtes, contrairement aux autres membres de la famille
des Herpesviridae. En effet, il semble capable d'infecter des espèces
aussi différentes que des huîtres, des palourdes ou des coquilles
Saint-Jacques.
Il est possible de suspecter une co-évolution entre un bivalve
ancêtre et un ancêtre de OsHV1, ce qui permettrait d'expliquer
la détection d'OsHV1 dans des hôtes appartenant à
des genres différents de bivalve et présentant des modes
de vie différents. Cependant, l'élevage de ces différentes
espèces au sein de mêmes structures (écloseries et
nurseries) facilite très certainement la transmission de l'infection
à de nouvelles espèces hôtes.
Rôle des bivalves adultes
La détection de virus apparentés aux Herpesviridae
chez les bivalves concerne essentiellement les stades larvaires et juvéniles.
Cependant, dans deux cas, des virus ont été décrits
chez des huîtres adultes. Dans un premier rapport, des particules
virales apparentées aux Herpesviridae ont été
détectées dans des inclusions intranucléaires chez
des huîtres adultes, Crassostrea virginica [5]. Plus récemment,
des particules similaires ont été observées dans
des hémocytes d'huîtres adultes, Ostrea angasi, qui
présentaient des inclusions intranucléaires éosinophiles
[32]. Ainsi, les bivalves adultes semblent moins sensibles aux infections
que les stades plus jeunes. De plus, les membres de la famille des Herpesviridae
peuvent persister chez leur hôte sans que celui-ci ne présente
de signe clinique. Il est donc possible de suspecter la présence
de virus apparentés aux Herpesviridae chez les bivalves
adultes. L'ensemble de ces observations a motivé l'étude
d'huîtres adultes, Crassostrea gigas, asymptomatiques, afin
de déterminer leur statut vis-à-vis de l'infection à
herpèsvirus (infecté/non infecté). Les outils de
biologie moléculaire, PCR et hybridation in situ, associés
à l'utilisation d'anticorps polyclonaux, ont permis de détecter
de l'ADN et des protéines virales chez au moins 76 % des huîtres
creuses adultes analysées. Le virus a été détecté
dans les cellules de type fibroblastique de nombreux organes, dont les
gonades [33]. L'ensemble de ces données montre la présence
d'OsHV1 avec une forte prévalence dans des populations d'huîtres
creuses adultes asymptomatiques en France. OsHV1 est donc capable de persister
chez son hôte à l'instar des autres membres de la famille
des Herpesviridae. Bien que la transmission verticale n'ait pu
être prouvée, un ensemble d'éléments corrobore
cette hypothèse. La détection de virus chez des adultes,
et plus particulièrement au niveau des gonades, laisse en effet
penser que les géniteurs jouent le rôle de porteurs et de
réservoirs du virus, favorisant la transmission de l'infection
des adultes aux larves. Des travaux précédents avaient montré
l'importance de l'origine des géniteurs sur le développement
de l'infection virale chez leur descendance. Les taux de mortalité
larvaires ou de juvéniles observés variaient selon l'origine
de géniteurs, ces mortalités étant associées
à la détection de particules virales en microscopie électronique
à transmission ou à la détection d'ADN viral en PCR
[30].
CONCLUSION Les
pathologistes ne disposent que de peu de moyens pour protéger les
bivalves vis-à-vis des maladies infectieuses, quelles qu'elles soient,
du fait de certaines caractéristiques biologiques inhérentes
aux espèces considérées ainsi qu'aux techniques d'élevage
utilisées. En effet, les traitements médicamenteux ne peuvent
être envisagés pour des espèces le plus généralement
élevées en milieu ouvert. D'autre part, la vaccination reste
sans objet chez les mollusques bivalves du fait de l'absence de réponse
immunitaire spécifique induite chez ces espèces. Au vu de
ces éléments, les seules façons de protéger
efficacement les mollusques bivalves marins d'intérêt économique
vis-à-vis des maladies infectieuses sont d'obtenir des populations
d'animaux présentant une « résistance » exacerbée
à certaines maladies et d'appliquer des mesures de précaution
d'ordre zootechnique, permettant en particulier de limiter les transferts
et le stress des animaux. Le contrôle des infections en général
impose également une meilleure compréhension des mécanismes
de défense des bivalves. Parmi ces mécanismes, le phénomène
d'apoptose, mis en évidence au stade larvaire, pourrait être
un moyen développé par les bivalves pour limiter la dissémination
du virus OsHV1 [13]. Les infections à herpèsvirus représentent
donc un danger pour les productions de larves et de juvéniles en
écloseries et nurseries de bivalves. Il est important de réaliser
une recherche systématique de cet agent, comme cela est actuellement
assuré par un réseau de surveillance, le Réseau de
pathologie des mollusques (Repamo) de l'Ifremer, mis en place en France
en 1992. Les moyens de lutte restent limités, mais les outils diagnostiques
disponibles aujourd'hui sont efficaces pour la détection du virus,
quelle que soit l'espèce de bivalve et quel que soit le stade de
développement, même chez des adultes asymptomatiques. L'ubiquité
de OsHV1 chez les bivalves marins semble indiquer que les infections à
herpèsvirus doivent être considérées comme un
aléa majeur pour la conchyliculture. Enfin, l'hypothèse d'une
co-évolution entre bivalves et herpèsvirus suggère
que OsHV1 est un marqueur adapté pour comprendre l'évolution
des bivalves. De plus, il est le premier membre de la famille des Herpesviridae
à être décrit chez des invertébrés. Par
sa position éloignée vis-à-vis des autres membres de
cette famille, OsHV1 constitue également un élément
important dans la compréhension de l'évolution de la famille
des Herpesviridae. Il serait donc intéressant de rechercher
des membres de cette famille chez d'autres classes de mollusques telles
que les gastéropodes ou les céphalopodes. REFERENCES
1. Farley CA. Viruses and viruslike lesions in marine molluscs.
Mar Fish Rev 1978 ; 40 : 18-20.
2. Elston RA. Special topic review : bivalve mollusc viruses.
World J Microbiol Biotechnol 1997 ; 13 : 393-403.
3. Suzuki S, Nakata T, Kamakura M, et al. Isolation of
birnavirus from agemaki (jack knife clam) Sinonovacura constricta
and survey of the virus using PCR technique. Fisheries Science
1997 ; 63 : 563-6.
4. Suzuki S, Kamakura M, Kusuda R. Isolation of birnavirus from
Japanese pearl oyster Pinctada fucata. Fisheries Science
1998 ; 64 : 342-3.
5. Farley CA, Banfield WG, Kasnic JRG, Foster WS. Oyster herpes-type
virus. Science 1972 ; 178 : 759-60.
6. Hine PM, Wesney B, Hay BE. Herpesvirus associated with mortalities
among hatchery-reared larval Pacific oysters, Crassostrea gigas. Dis
aquat Org 1992 ; 12 : 135-42.
7. Nicolas JL, Comps M, Cochennec N. Herpes-like virus infecting
Pacific oyster larvae, Crassostrea gigas. Bull Eur Ass Fish Pathol
1992 ; 2 : 11-3.
8. Comps M, Cochennec N. A herpes-like virus from the European
oyster Ostrea edulis. J Inv Pathol 1993 ; 62 : 201-3.
9. Renault T, Le Deuff RM, Cochennec N, Maffart P. Herpesviruses
associated with mortalities among Pacific oyster, Crassostrea gigas,
in France - Comparative study. Rev Med Vet 1994 ; 145 : 735-42.
10. Renault T. Infections herpétiques chez les invertébrés
: détection de virus de type herpès chez les mollusques
bivalves marins. Virologie 1998 ; 2 : 401-3.
11. Hine PM, Wesney B, Besant P. Replication of a herpes-like
virus in larvae of the flat oyster Tiostrea chilensis at ambient
temperatures. Dis aquat Org 1998 ; 32 : 161-71.
12. Renault T, Le Deuff RM, Chollet B, Cochennec N, Gérard
A. Concomitant herpes-like virus infections among hatchery-reared larvae
and nursery-cultured spat Crassostrea gigas and Ostrea edulis.
Dis aquat Org 2000 ; 42 : 173-83.
13. Renault T, Lipart C, Arzul I. A herpes-like virus infects
a non ostreid bivalve species : virus replication in Ruditapes philippinarum
larvae. Dis Aquat Org 2001 ; 45 : 1-7.
14. Arzul I, Nicolas JL, Davison AJ, Renault T. French scallops
: a new host for ostreid herpesvirus-1. Virology 2001 ; 290 : 342-9.
15. Roizman B. The family Herpesviridae. General description,
taxonomy and classification. In : Roizman B, ed. The Herpesviruses,
vol. 1. New York : Plenum Press, 1982 : 1-23.
16. Roizman B. Herpesviridae : a brief introduction. In
: Fields BN, Knife DM, eds. Virology. New York : Raven Press,
1990 : 1787-93.
17. Roizman B, Baines J. The diversity and unity of Herpesviridae.
Comp Immunol Microbiol Infect Dis 1991 ; 14 : 63-79.
18. Valicek L, Smid B. Envelopment and the envelopes of infectious
bovine rinotracheitis virus in ultrathin sections. Arch Virol 1976
; 51 : 131-45.
19. Roizman B, Furlong D. The replication of herpesviruses. In
: Fraenkel-Conrat H, Wagner RR, eds. Comprehensive virology,
vol. 3. New York : Plenum Press, 1974 : 229-403.
20. O'Callaghan DJ, Randall CC. Molecular anatomy of herpesviruses
: recent studies. Prog Med Virol 1976 ; 22 : 152-65.
21. Spear PG, Roizman B. Herpes simplex viruses. In :
Tooze J, ed. Molecular biology of tumors viruses. Part 2, DNA Tumor
viruses. New York : Cold spring Harbor Laboratory, 1980 : 15-745.
22. Le Deuff RM, Renault T. Purification and partial genome characterization
of a herpes-like virus infecting the Japanese oyster, Crassostrea gigas.
J Gen Virol 1999 ; 80 : 1317-22.
23. McGeoch DJ, Cook S, Dolan A, Jamieson FE, Telford EAR. Molecular
phylogeny and evolutionary timescale for the family of mammalian herpesviruses.
J Mol Biol 1995 ; 247 : 443-58.
24. Le Deuff RM. Contribution à l'étude de virus
de mollusques marins apparentés aux Iridoviridae et aux
Herpesviridae. Thèse de doctorat, Université de Bordeaux
II, 1995 : 1-234.
25. Deniau S. Essais de propagation in vitro de virus
de type herpès infectant les mollusques bivalves marins et contribution
à l'étude des interactions hôte-virus. Mémoire
pour l'obtention du diplôme de l'École pratique des hautes
études, science de la vie et de la terre, 2000 : 1-189.
26. Renault T, Le Deuff RM, Lipart C, Delsert C. Development
of a PCR procedure for the detection of an herpes-like virus infecting
oysters in France. J Virol Meth 2000 ; 88 : 41-50.
27. Arzul I, Renault T, Lipart C, Davison AJ. Evidence for interspecies
transmission of oyster herpesvirus in marine bivalves. J Gen Virol
2001 ; 82 : 865-70.
28. Lipart C, Renault T. Herpes-like virus detection in infected
Crassostrea gigas spat using DIG-labelled probes. J Virol Meth
(sous presse).
29. Renault T, Cochennec N, Le Deuff RM, Chollet B. Herpes-like
virus infecting Japanese oyster (Crassostrea gigas) spat. Bull
Eur Ass Fish Pathol 1994 ; 14 : 64-6.
30. Le Deuff RM, Renault T, Gérard A. Effects of temperature
on herpes-like virus detection among hatchery-reared larval Pacific oyster
Crassostrea gigas. Dis Aquat Org 1996 ; 24 : 149-57.
31. Arzul I, Renault T, Lipart C. Experimental herpes-like viral
infections in marine bivalves : demonstration of interspecies transmission.
Dis Aquat Org 2001 ; 46 : 1-6.
32. Hine PM, Thorne ET. Replication of herpes-like viruses in
haemocytes of adult flat oysters Ostrea angasi (Sowerby, 1871)
: an ultrastructural study. Dis Aquat Org 1997 ; 29 : 189-96.
33. Arzul I, Renault T, Thébault A, Gérard A. Detection
of oyster herpesvirus DNA and proteins in asymptomatic Crassostrea
gigas adults. Virus Res (sous presse).
|
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