Mechanisms of the circulative transmission of plant viruses by piercing-sucking insects

ARTICLE

Presque un millier d'espèces de virus de plante ont été décrites dans la littérature, dont la plupart sont dépendantes d'organismes vecteurs pour leur transmission de plante à plante [1]. Les virus de plante ont élaboré un grand nombre d'associations biologiques avec leurs vecteurs, qui peuvent être des arthropodes, des nématodes ou des champignons.

Les virus végétaux transmis par insectes piqueurs-suceurs avaient été classés selon la durée des étapes de leur cycle de transmission par vecteur (pour revues [2, 3]). Cette classification tenait compte de critères quantitatifs et permettait de distinguer les virus non persistants, dont la période de rétention dans leur vecteur est de quelques minutes à quelques heures, les virus semi-persistants, dont la période de rétention est de quelques heures à quelques jours, et les virus persistants, dont le vecteur reste généralement infectieux à vie, après une acquisition virale. Les virus non persistants et semi-persistants sont acquis et peuvent être inoculés en l'espace de quelques secondes à quelques minutes. Ils ne nécessitent pas de période de latence (temps minimum entre l'ingestion de virus et le moment où le vecteur est capable d'infecter une nouvelle plante) et ne se répliquent pas dans leur vecteur. Les virus persistants, au contraire, sont transmis après une période de latence de quelques heures à plusieurs jours.

L'accumulation de nouvelles données sur les mécanismes de transmission a permis de proposer une nouvelle classification basée sur des critères qualitatifs (pour revues [2, 3]). Les virus non persistants sont adsorbés sur l'épicuticule des stylets et les virus semi-persistants sur la partie antérieure du système digestif (valve précibariale et pompe cibariale). Étant donné que l'épicuticule des stylets et la partie antérieure du système digestif font partie de la cuticule, ces virus sont perdus à chaque mue. Ils furent référencés comme « non circulants » car ils ne traversent aucune membrane cellulaire et ne pénètrent pas dans l'hémolymphe de l'insecte vecteur (tableau 1). Les virus persistants, au contraire, sont transmis selon le mode circulant car ils sont internalisés après ingestion et ne sont pas perdus au cours des mues. Ils traversent plusieurs membranes cellulaires, celles de l'épithélium intestinal qui les fait passer dans l'hémolymphe de l'insecte, et celles des glandes salivaires qui permet leur évacuation par salivation dans une plante hôte. Ces virus, à présent regroupés sous la désignation de « virus circulants », peuvent être séparés en deux groupes, les virus multipliants, capables de se répliquer dans leurs insectes vecteurs, et les virus non multipliants, qui ne s'y répliquent pas (tableau 1). Pour les virus non multipliants, l'insecte vecteur n'est qu'un véhicule pour aller d'une plante à une autre. Cependant, comme le suggère la transmission spécifique de ces virus par certaines espèces seulement d'insectes vecteurs, les interactions virus-vecteurs exigent des phénomènes de reconnaissances spécifiques.

Cette classification en virus circulants et non circulants, issue des études sur les pucerons et les cicadelles, vecteurs de la plupart des phytovirus, pose quelques problèmes pour des virus transmis par d'autres vecteurs étudiés postérieurement. C'est le cas des virus transmis par des nématodes, des champignons et par certains arthropodes, tels que les coléoptères pour lesquels la classification est inadéquate [4]. Cependant, malgré l'existence de certaines variantes, la terminologie « non circulante » et « circulante » est aujourd'hui largement admise, car elle est simple et a l'avantage de s'appliquer aux virus des végétaux et des animaux (pour revues [2, 3]).

Les virus de plante transmis selon le mode circulant par insectes vecteurs sont responsables de nombreuses maladies d'importance économique. De même les arbovirus (arthropod born viruses), virus d'animaux transmis selon le mode circulant multipliant par arthropode, sont à l'origine de nombreuses nouvelles maladies virales létales chez l'homme. Pourtant, malgré l'importance de ces maladies et en dépit d'une importante littérature concernant les multiples associations entre les virus et les arthropodes, les mécanismes cellulaires et moléculaires qui régulent les processus de transmission et qui déterminent leur efficacité commencent seulement à être compris. Les avancées de la biologie moléculaire et la possibilité de manipuler génétiquement les virus, les plantes et, depuis peu, les insectes, favorisent l'étude des mécanismes de la transmission des virus. Les virologistes animaux et les entomologistes du monde médical ont focalisé leurs efforts sur la compréhension des paramètres physiologiques et génétiques des insectes qui influencent la réplication, la survie et la transmission des virus, car la grande majorité des virus animaux transmis par arthropodes, infectent leurs vecteurs en s'y multipliant. En revanche, la plupart des virus de plantes transmis par insecte ne se répliquant pas dans leurs vecteurs, les principales recherches ont consisté à analyser les interactions moléculaires entre le virus et le vecteur.

L'objet de cette revue bibliographique, essentiellement basée sur celles de Gray et Banerjee [5], Van den Heuvel et al. [6] et Hébrard et al. [2], est de décrire l'état actuel des recherches dans le domaine des processus de transmission des virus de plante par des insectes vecteurs selon le mode circulant. Dans un premier temps, nous rappellerons la spécificité du comportement et des mécanismes alimentaires des insectes piqueurs-suceurs, principaux organismes impliqués dans la transmission des virus. Ensuite, nous présenterons les données actuelles concernant la transmission circulante non multipliante des virus appartenant aux familles des Luteoviridae et des Geminiviridae pour lesquels ce mode de transmission est le mieux connu. Enfin, la transmission multipliante sera abordée aux niveaux de la compétence de l'insecte vecteur à transmettre un virus et de la compétence du virus a être transmis par un insecte vecteur. Dans cette dernière partie, des analogies et des comparaisons seront effectuées avec les arbovirus.

Comportement alimentaire des vecteurs et transmission circulante

Les pièces buccales de la plupart des arthropodes et nématodes, vecteurs de virus, témoignent d'un mode d'alimentation de type piqueur-suceur [5]. Ce type morphologique est commun aux insectes qui s'alimentent de contenus cellulaires et surtout de sève phloèmienne, tels que les pucerons, les aleurodes, les cicadelles et les delphacides, ou de sang tels que les moustiques et les tiques hématophages [6]. Leurs stylets leur permettent de pénétrer dans les tissus et de traverser les parois cellulaires et les membranes cytoplasmiques par l'intermédiaire de forces mécaniques et/ou avec l'aide d'enzymes salivaires et intestinales [5]. C'est au cours des périodes d'alimentation comportant des phases d'ingestion et de salivation qu'ils acquièrent et inoculent respectivement les particules virales.

Le comportement alimentaire de la plupart des arthropodes vecteurs de phytovirus conditionne la transmission virale de plante à plante. L'acceptation ou le refus d'une plante par les pucerons est majoritairement déterminé par de brèves piqûres superficielles dans l'épiderme des plantes. Ces piqûres d'essais représentent une étape privilégiée pour la transmission des virus selon le mode non circulant. Dans ce cas, il n'est pas nécessaire que la plante soit hôte du vecteur pour que le virus puisse établir une infection. Si la plante est reconnue comme hôte, le vecteur peut engager une alimentation prolongée au cours de laquelle les virus circulants sont généralement transmis (figure 1). Dans ce cas, la gamme d'hôte du virus est comprise dans celle du vecteur. Les virus circulants ne sont généralement transmis que par une ou quelques espèces d'un même genre. Cette spécificité, ainsi que la persistance du virus chez son vecteur, suggèrent l'existence d'une association intime, dans laquelle à la fois des protéines codées par le virus et des composants du vecteur sont impliqués. L'identification des déterminants impliqués dans les différentes phases du processus de transmission représente une thématique de recherche nouvelle, en plein développement. Les résultats de ces recherches seront évoqués ci-dessous.

Les virus circulants des plantes sont transmis par des arthropodes, aucune transmission circulante n'ayant été observée pour les nématodes (tableau 2). La transmission circulante implique un passage du virus à travers des membranes cellulaires de leurs vecteurs, avec une interaction physique entre une particule virale et un récepteur membranaire. Celle-ci aboutit, soit à un phénomène d'endocytose « récepteur-dépendant », généralement par l'intermédiaire de vésicule à clathrine, comme cela a été proposé pour les lutéovirus et les polérovirus [7], soit, dans le cas de virus enveloppés, à la fusion directe de l'enveloppe virale avec la membrane cellulaire, comme cela a été proposé pour les bunyavirus [8]. On peut noter que les phytovirus non multipliants possèdent une capside simple (1 ou 2 protéines structurales) non enveloppée, alors que les virus multipliants végétaux ou animaux sont généralement enveloppés ou présentent une capside complexe, formée d'au moins trois protéines distinctes. La très grande majorité des arbovirus sont des virus circulants multipliants alors que la plupart des phytovirus circulants sont non multipliants. Ces derniers appartiennent aux familles des Luteoviridae et des Geminiviridae, et aux genres Nanovirus et Umbravirus (tableau 2). Les principaux résultats obtenus pour la transmission circulante non multipliante nous viennent des virus de la famille des Luteoviridae et, dans une moindre mesure, des virus de la famille des Geminiviridae, pour laquelle les mécanismes de la transmission ne sont pas encore clairement définis et seront discutés séparément. Les phytovirus circulants multipliants ont été décrits chez les genres Tenuivirus et Marafivirus, et chez trois familles qui contiennent également des virus animaux, les Reoviridae, les Rhabdoviridae et les Bunyaviridae (tableau 2).

Le mouvement des virus circulants à travers les arthropodes vecteurs est globalement le même pour les virus animaux et végétaux. Après ingestion, les virions sont internalisés par les cellules épithéliales de l'intestin moyen ou postérieur. Les particules virales sont ensuite relarguées dans l'hémolymphe, d'où elles peuvent infecter d'autres tissus dans le cas des virus multipliants. Enfin, les virions pénètrent dans les glandes salivaires, pour être relargués, via le canal salivaire dans un nouvel hôte, lors des phénomènes de salivation qui accompagnent l'alimentation. Chez les arbovirus, il a été montré que la transmission pouvait être activée par la salive, grâce à des matières actives qui sont relarguées avec les virions dans le système sanguin de l'hôte. Ces substances auraient des propriétés vasodilatatrices, anticoagulantes et de suppression des mécanismes de défense. Parallèlement, certaines observations suggèrent que l'étape de salivation intervient dans l'inhibition des mécanismes généraux de défense des plantes [9]. En effet, les premières études du comportement alimentaire de pucerons vecteurs de virus par électropénétrographie (EPG), en relation avec la résistance des plantes à la transmission virale, ont montré que la résistance s'accompagne le plus souvent d'une augmentation ou d'une réduction de la phase E1 (phase de salivation sans ingestion) et du non-passage en phase E2 (phase d'ingestion phloémienne) [9, 10]. Klingler et al. [10] proposent que l'arrêt d'une alimentation en phase E1 traduise l'incapacité de l'insecte à déjouer les mécanismes de résistance de la plante. Cependant, aucune étude n'a montré de lien direct entre la salivation et une infection virale facilitée.

La transmission circulante non multipliante

Luteoviridae

Les virus appartenant à la famille des Luteoviridae sont transmis par pucerons selon le mode circulant non multipliant. Chaque espèce virale est transmise efficacement par une ou, tout au plus, quelques espèces de pucerons. Les études ultrastructurales effectuées sur des virus des genres Luteovirus et Polerovirus ont montré qu'une fraction des virions ne sont pas détruits ou inactivés dans le tractus intestinal, mais qu'ils pénètrent dans les cellules épithéliales de l'intestin moyen [11] ou de l'intestin postérieur [7], par endocytose récepteur-dépendante (figure 1). Ils sont transportés à travers le cytoplasme par l'intermédiaire de vésicules d'endocytose qui, en fusionnant avec la membrane basolatérale, les libèrent dans la lamelle basale et, de là, vers l'hémolymphe. L'hémolymphe agirait comme un réservoir à l'intérieur duquel les particules virales sont retenues sous forme infectieuse sans réplication [12, 13]. Dans la plupart des combinaisons - isolat viral/espèce de puceron - étudiées, le virus se retrouve dans l'hémolymphe qu'il soit transmissible ou non [14]. La paroi intestinale ne semble donc pas représenter une barrière majeure à l'acquisition des virus de la famille des Luteoviridae. Il faut cependant noter que d'autres virus, morphologiquement similaires, ne sont pas capables de franchir la paroi intestinale [14]. Les virus de la famille des Luteoviridae sont capables de survivre dans l'hémolymphe des pucerons. Les mécanismes potentiels impliqués dans la préservation des virions seront discutés plus loin.

Les glandes salivaires des pucerons sont constituées de deux glandes principales (GSP) et de deux glandes accessoires (GSA). Les GSP sécrètent les protéines impliquées dans la construction de la gaine salivaire et les enzymes qui interviennent dans l'oxydation et l'hydrolyse de ces protéines, alors que les GSA produisent de manière intensive des sécrétions aqueuses contenant peu ou pas d'enzymes. Les virus de la famille des Luteoviridae s'associent exclusivement avec les GSA, et plus spécifiquement avec leurs parties antérieures. Les fortes invaginations de la membrane plasmique apicale des cellules des GSA sont compatibles avec un transport rapide de l'eau et des ions. Les GSA fonctionneraient comme un organe diurétique jouant un rôle dans l'élimination du matériel cireux, provenant de la dégradation des cellules graisseuses, présentes dans l'hémolymphe. Des études effectuées sur les tiques ont montré que les glandes salivaires joueraient un rôle dans l'élimination des substances reconnues comme étrangères dans l'hémolymphe, et que cela pourrait contribuer aux mécanismes immunitaires des tiques [15]. Il est possible que les virus de la famille des Luteoviridae aient évolué de manière à utiliser des voies d'excrétion de l'insecte, leur permettant d'accéder au canal salivaire. Les observations ultrastructurales indiquent que le passage des lutéovirus et des polérovirus à travers les GSA est similaire à travers l'intestin moyen et postérieur, faisant intervenir un mécanisme d'endocytose récepteur-dépendant. L'incapacité de certains isolats viraux à pénétrer les GSA des pucerons suggère qu'elles interviennent dans la spécificité de vection. De récents travaux concernant la transmission de différentes combinaisons - espèces du genre Luteovirus/espèces de pucerons - ont montré que la lamelle basale et la membrane plasmique basale des GSA fonctionnent comme des barrières indépendantes [14, 16, 17].

Divisés en trois genres taxonomiques sur la base de leur organisation génomique, les virus de la famille des Luteoviridae ont cependant en commun l'arrangement de trois de leurs cadres ouverts de lecture (ORF), dont deux codent pour les protéines de structure. La coque protéique virale est composée d'une protéine de capside (CP) majeure de 22 à 24 kDa et d'une protéine mineure (readthrough ou RT) de plus haut poids moléculaire, obtenue par translecture du codon stop de la protéine de capside. La taille de la protéine de translecture (RT) est de 72 à 74 kDa, mais la portion C-terminale du domaine de translecture (readthrough domain ou RTD) présente un site de coupure protéolytique par lequel un composé protéique de 55 à 58 kDa peut être obtenu. C'est cette dernière forme qui est généralement retrouvée dans des extraits purifiés de virus [18, 19], mais on ne sait pas si ce processus protéolytique existe en conditions in vivo. Cependant, il a été montré que les virus purifiés et les virus mutants ne possédant pas la partie C-terminale du RTD sont transmissibles [20]. Aucun facteur assistant non structural ne semble intervenir dans le processus de transmission par pucerons des virus de la famille des Luteoviridae. La RT n'est pas requise pour l'assemblage des particules [21] ou pour l'infection des plantes [19]. En revanche, un certain nombre de travaux ont montré que les particules ne contenant pas de RT ne sont pas transmissibles par les pucerons [13, 18, 21]. Cette observation semblait indiquer que la RT est un facteur nécessaire au phénotype « transmissible par puceron ». Cependant, des virions sans RT, ingérés par des pucerons vecteurs ou non vecteurs, ont été détectés dans l'hémolymphe, indiquant que la CP semble contenir à elle seule tous les déterminants impliqués dans l'internalisation et le passage à travers la paroi intestinale [21].

Des pseudo-particules virales ont pu être obtenues avec la CP du Potato leafroll virus (PLRV, genre Polerovirus) fusionnée avec un motif hexahistidine, produite dans le système baculovirus/cellule d'insecte [22, 23]. Les études structurales ont montré que ces pseudo-particules ingérées par des pucerons traversent la paroi intestinale et sont observées dans les cellules des glandes salivaires accessoires et dans le canal salivaire [23]. Les résultats sont compatibles avec les études précédentes, montrant que la RT n'est pas requise pour le passage à travers l'intestin, mais contraste avec l'hypothèse qu'elle détermine la spécificité du vecteur, en régulant le transport du virus à travers les glandes salivaires accessoires. Quelle est alors la fonction du domaine de translecture dans le processus de transmission par pucerons ? Selon les travaux de Mutterer et al. [24], la RT interviendrait sur le mouvement à longue distance du virus au sein de la plante et, par conséquent, sur sa répartition dans la plante.

Récemment encore, on supposait que les seules barrières impliquées dans la transmission des virus de la famille des Luteoviridae étaient de nature membranaire, au niveau des épithéliums intestinaux et des glandes salivaires accessoires. Cette compréhension des interactions virus/pucerons négligeait cependant le système immunitaire des insectes. Or, des études ont montré que l'hémolymphe est un environnement hostile aux pathogènes et que des mécanismes de défense semblent actifs chez un grand nombre d'insectes, comprenant les homoptères [25]. Aussi, malgré le peu d'études qui ont porté sur le système immunitaire des pucerons, on peut penser que les virus de la famille des Luteoviridae ont développé un mécanisme pour déjouer cette défense immunitaire.

* Intervention de bactéries endosymbiotes

Les pucerons, comme l'ensemble des homoptères, hébergent des bactéries endosymbiotes du genre Buchnera, dans des cellules spécialisées au sein de l'abdomen, nommées mycétocytes. Ces bactéries fournissent les acides aminés essentiels que le puceron n'est pas capable de synthétiser mais seraient également impliquées dans d'autres fonctions qui ne sont pas encore élucidées [26]. En outre, elles produisent de très fortes quantités d'une protéine nommée symbionine, homologue de la protéine chaperon GroEL d'Escherichia coli [26, 27]. GroEL est un oligomère de 840 kDa qui comporte 14 sous-unités identiques de 60 kDa chacune. Les protéines chaperons interviennent généralement dans la maturation des protéines, leur translocation à travers les membranes et la « récupération » suite à un stress. Cependant, le rôle de la symbionine dans le métabolisme du puceron est inconnu. Elle est produite et stockée exclusivement dans les mycétocytes, et n'est que rarement exportée dans l'hémolymphe du puceron [28]. L'exportation aurait lieu suite à une dégradation des endosymbiotes et des mycétocytes lors des phénomènes de vieillissement des pucerons [26].

Il a été montré que les sous-unités ainsi que la protéine native constituée de 14 sous-unités sont capables de se lier in vitro à des virions de la famille des Luteoviridae ou à des protéines RT recombinantes [12, 13, 27, 29]. Lorsque les pucerons sont débarrassés de leurs endosymbiotes par un traitement aux antibiotiques, leur capacité à transmettre du virus est significativement réduite et la quantité de protéine de capside détectée dans les pucerons est diminuée. De façon étonnante, la quantité de RT détectée dans les pucerons n'est pas affectée [13, 29]. Cependant, les résultats de ces expériences doivent être interprétés avec précaution, car la destruction des endosymbiotes a certainement des effets dramatiques sur le métabolisme interne et la physiologie des pucerons.

On a pu montrer l'existence d'une affinité différentielle des virions de six espèces virales de la famille des Luteoviridae avec le GroEL d'E. coli ainsi qu'avec des homologues de GroEL provenant de pucerons vecteurs et non vecteurs [13]. La capacité de liaison n'était pas corrélée à la capacité ou à l'efficacité de la transmission, ce qui suggère que si la symbionine joue un rôle dans la transmission, elle n'intervient pas dans la spécificité du vecteur. Une analyse de la capacité de liaison symbionine/virion testée in vitro avec une série de mutants viraux contenant des délétions dans la RT, indique que la partie N-terminale du RTD contient les déterminants de l'interaction protéique. Les virions qui ne contiennent pas la RT ne se lient pas à la symbionine in vitro et persistent moins longtemps dans l'hémolymphe des pucerons que la souche sauvage de virus [13]. La capacité de la symbionine à interagir avec des virions de la famille des Luteoviridae réside dans les régions N-terminale (acides aminés 1 à 121) et C-terminale (acides aminés 409 à 474) du domaine équatorial de ses sous-unités [30]. Ces régions sont très conservées chez tous les homologues de GroEL des bactéries du genre Buchnera, qui sont capables de s'associer à la plupart des virus de la famille des Luteoviridae [13].

L'ensemble de ces études suggèrent l'existence d'une interaction spécifique entre les virus de la famille des Luteoviridae et les homologues de GroEL synthétisés par les bactéries endosymbiotiques, et que cette interaction aurait une influence sur la stabilité des virions dans l'hémolymphe des pucerons [12, 13]. Les mécanismes de dégradation des virus dans l'hémolymphe sont inconnus. On ne sait pas non plus si la liaison entre les symbionines et le virus protège la particule virale des mécanismes de reconnaissance du système immunitaire des pucerons, ou si elle facilite l'interaction du virus avec les glandes salivaires accessoires.

* Identification de récepteurs membranaires

Plusieurs protéines de pucerons, avec des masses moléculaires de 31 à 85 kDa, ont montré des capacités d'interaction in vitro avec des lutéovirus purifiés [31]. Ainsi, le Barley yellow dwarf virus (BYDV) présente une forte affinité pour des protéines de 31 et 44 kDa extraites des pucerons vecteurs Sitobion avenae et Schizaphis graminum [31]. Cette interaction n'est pas observée avec Rhopalosiphum padi, insecte non vecteur du BYDV. Des anticorps dirigés contre ces deux protéines réagissent uniquement avec des extraits de glandes salivaires des pucerons vecteurs, suggérant que ces protéines sont impliquées dans la reconnaissance spécifique des lutéovirus par les GSA.

Geminiviridae

Contrairement aux virus de la famille des Luteoviridae qui sont tous transmis par pucerons, les virus de la famille des Geminiviridae sont transmis par différents homoptères selon le genre auquel ils appartiennent (tableau 2). Les virus faisant partie du genre Mastrevirus sont transmis par plusieurs genres de cicadelles (Auchenorryncha : Cicadellidae). Ceux du genre Curtovirus sont transmis par des cicadelles (Auchenorryncha : Cicadellidae) et des membracides (Auchenorryncha : Membracidae). Ceux du genre Begomovirus sont exclusivement transmis par des aleurodes du genre Bemisia (Sternorryncha : Aleyrodidae).

Les virus de la famille des Geminiviridae sont des virus à ADN simple brin circulaire, dont les capsides sont formées de deux particules quasi icosaédriques (figure 2). Les mastrévirus et les curtovirus ont des génomes monopartites, alors que la plupart des bégomovirus sont bipartites avec un composant A (ADN-A) et un composant B (ADN-B). Les extraits contenant des particules virales doubles sont infectieux, alors que les préparations ne contenant que des particules icosaédriques simples ne le sont pas. La plupart des particules de géminivirus sont facilement endommagées et disloquées, si elles ne sont pas maintenues dans des conditions contrôlées et spécifiques à chaque virus. Le maintien de leur structure semble dépendant de l'interaction entre la coque protéique et l'acide nucléique [32]. Aucune structure icosaédrique vide n'a été décrite chez les géminivirus, ce qui suggère que les interactions protéine-protéine de la capside des géminivirus ne sont pas aptes à conférer une stabilité suffisante à ce type de particule [32]. Dans la sève élaborée, le pouvoir infectieux des particules virales est relativement faible et disparaît après une incubation à 55 °C pendant 10 min. Malgré cette faible stabilité apparente, la majorité des géminivirus persiste pendant de nombreux jours, voire plusieurs semaines dans leurs vecteurs, alors qu'aucune multiplication virale n'a jamais été décrite.

Les suppositions qui ont été faites sur les mécanismes de transmission circulante des géminivirus par les cicadelles et les aleurodes sont pour le moment une transposition des connaissances obtenues sur la transmission circulante des virus de la famille des Luteoviridae par puceron. Les recherches en cours visent à évaluer dans quelle mesure une telle extrapolation est permise et à identifier d'éventuelles spécificités de la transmission des géminivirus.

La protéine de capside (CP) semble être le seul déterminant viral de la transmission pour les virus transmis par aleurodes [33] et par cicadelles [32]. En effet, le remplacement du gène de la CP de l'African cassava mosaic virus (ACMV), un bégomovirus transmis par l'aleurode Bemisia tabaci, avec le gène de la CP du Beet curly top virus (BCTV), un curtovirus transmis par la cicadelle Circulifer tenellus, a abouti à un mutant de l'ACMV transmis par cicadelle [34]. Par ailleurs, l'analyse génétique de l'ACMV montre que le composant génomique B contribue également à l'efficacité de la transmission, car il détermine la répartition du virus dans la plante pour permettre son acquisition par le vecteur [35].

L'utilisation de systèmes d'alimentation artificielle sur membrane a permis de montrer que les cicadelles [32] et les aleurodes [36] doivent acquérir du virus purifié dont les particules virales sont intactes pour que la transmission soit possible. Des virions dont la coque protéique a été altérée par des traitements aux UV, des ADN simple brin nus ou des ADN double-brins clonés ne sont pas transmis.

La plupart des études ont été conduites sur la transmission des bégomovirus par Bemisia tabaci. Les premiers travaux d'immunomarquage en microscopie photonique du Squash leaf curl virus (SLCV), du Tomato mottle virus (ToMoV) et du Cabbage leaf curl virus (CaLCuV) dans leur vecteur B. tabaci indiquent que le virus est présent dans les différents compartiments impliqués dans la transmission circulante [37]. Cependant, malgré les tentatives de visualisation de virions dans leurs vecteurs, aucune donnée ultrastructurale n'a pu être publiée pour le moment [36].

Suite à une période alimentaire d'acquisition virale, aucune augmentation de la charge virale n'a pu être détectée dans les aleurodes et les cicadelles vectrices au cours du temps, ce qui suggère une absence de réplication virale [38]. L'hypothèse de la non-multiplication virale au sein du vecteur B. tabaci a été proposée pour le Tomato yellow leaf curl virus (TYLCV) du fait de l'absence de forme réplicative du génome viral dans des aleurodes virulifères. D'autres résultats mettent cependant en doute cette hypothèse, notamment les modifications cytopathologiques observées dans certains tissus d'aleurode infectés par le SLCV [39] et l'impact négatif du TYLCV sur la biologie et la reproduction de B. tabaci [40]. En comparaison, aucune modification cytopathologique ou diminution de la valeur sélective n'a été documentée chez les pucerons infectés par des virus de la famille des Luteoviridae.

Nos travaux en PCR quantitative, sur la dynamique de circulation du Maize streak virus (genre Mastrevirus) à travers son vecteur Cicadulina mbila, montrent que la plus forte concentration virale se situe dans le tractus intestinal, puis, par ordre décroissant, dans les glandes salivaires et, enfin, dans l'hémolymphe où la concentration virale est la plus faible [41]. Ces résultats ne confirment pas l'hypothèse émise pour les virus de la famille des Luteoviridae, dans laquelle l'hémolymphe est supposée être le principal réservoir de stockage du virus [12, 13].

La transmission par B. tabaci semble dépendre de protéines homologues à GroEL (symbionines) produites par des bactéries endosymbiotiques du genre Buchnera, et libérées dans l'hémolymphe des insectes. L'alimentation artificielle des aleurodes avec des anticorps anti-GroEL, avant l'acquisition du TYLCV, réduit de 80 % la transmission virale sur des plantes de tomate [42]. Des anticorps anti-GroEL sérologiquement actifs ont été extraits de l'hémolymphe des insectes traités, ce qui suggère qu'ils ont été potentiellement capables de fixer l'homologue de GroEL, qui aurait été ainsi gêné dans son interaction avec le TYLCV. La diminution de l'efficacité de la transmission s'accompagne d'une rapide diminution de la charge virale présente dans l'hémolymphe, suggérant que les particules virales non protégées par les symbionines sont dégradées. La très forte identité de séquence entre la région N-terminale des sous-unités de l'homologue de GroEL produit par les bactéries endosymbiotiques de B. tabaci et de celles des homologues de GroEL produites par les bactéries du genre Buchnera indique que cette région de la protéine, impliquée dans l'interaction avec les virus de la famille des Luteoviridae, a été conservée au cours de l'évolution. En revanche, aucune homologie de séquence n'a été détectée entre la protéine de capside du TYLCV et la région N-terminale du domaine RTD des virus de la famille des Luteoviridae, impliquée dans l'interaction avec les homologues de GroEL. Cela suggère que l'interaction - CP/homologues de GroEL - est principalement déterminée par des caractéristiques conformationnelles des protéines [42].

* Une transmission transovarienne et sexuelle

La découverte récente d'une transmission transovarienne [43] et d'une transmission sexuelle [44], d'un isolat de l'espèce TYLCV-Israël (TYLCV-Is) chez B. tabaci ajoute une originalité supplémentaire à la transmission des bégomovirus. Ces résultats, contraires aux données publiées précédemment [36], décrivent pour la première fois l'existence d'une transmission sexuelle pour un phytovirus [44]. Quant à la transmission transovarienne, elle cautionnerait l'hypothèse d'une multiplication du TYLCV dans son vecteur, car cette transmission, dite verticale, est généralement décrite pour les virus multipliants. Étant donné que tous les gènes du génome des géminivirus ont pu être associés à des fonctions spécifiques dans la plante, il faut supposer que certains de ces gènes pourraient également être fonctionnels dans l'insecte vecteur. En revanche, si l'absence de multiplication virale se confirme, il faudra admettre qu'un bégomovirus (TYLCV-Is) a réussi à développer un mode d'interaction original avec son vecteur, à savoir une transmission verticale en l'absence de réplication virale. L'ensemble de ces résultats suggère que les mécanismes de la transmission circulante des géminivirus sont plus complexes que ceux des virus de la famille des Luteoviridae et demeurent encore largement inconnus.

La transmission circulante multipliante

Les phytovirus, dont le mode de transmission est de type circulant multipliant, peuvent être considérés comme des arbovirus infectants des plantes ou comme des phytoarbovirus (tableau 2). La plupart d'entre eux ne présentent pas d'effets délétères marqués sur leurs hôtes arthropodes, suggérant une longue coévolution entre les virus et leurs hôtes vecteurs [45]. Cependant, certains arbovirus et phytoarbovirus affectent la longévité et la fécondité de leurs insectes vecteurs [45, 46]. Du fait de leur impact économique généralement faible, les phytoarbovirus n'ont pas reçu beaucoup d'attention, à quelques exceptions près, tel le Tomato spotted wilt virus (TSWV, genre Tospovirus) (tableau 2). De plus, leurs génomes sont relativement grands et complexes, et la plupart se sont avérés récalcitrants aux analyses classiques effectuées par les techniques de la biologie moléculaire.

La compétence du vecteur

Chaque espèce d'arbovirus et de phytoarbovirus est généralement transmise par une seule ou un nombre réduit d'espèces vectrices. Des variations intraspécifiques ont été observées dans différentes populations d'insectes vecteurs, en ce qui concerne la sensibilité au virus et la capacité à le transmettre [47]. De ce fait, la majeure partie des recherches effectuées sur la transmission a porté sur sa spécificité. Globalement, le parcours du virus à travers l'insecte est sensiblement le même pour tous les arbovirus. Le virus est acquis par l'intermédiaire des liquides vasculaires des plantes ou sanguins des animaux ; il infecte les cellules des tissus intestinaux, qui peuvent accumuler de fortes charges virales. Après relargage dans l'hémolymphe, d'autres types de tissus peuvent être infectés. Quand les organes reproducteurs sont infectés, le virus peut être transmis verticalement à la descendance. La transmission horizontale à d'autres plantes ou animaux dépend de l'infection des glandes salivaires qui relarguent les virions par l'intermédiaire des sécrétions salivaires, lors d'une alimentation.

* Les barrières à la transmission par vecteur

La compétence du vecteur, c'est-à-dire sa capacité à transmettre un virus, n'est pas seulement déterminée par la « perméabilité » des membranes cellulaires à l'entrée et à la sortie des virus, mais également par la sensibilité des tissus à l'infection virale (pour revue [46], tableau 3). La non-sensibilité des cellules épithéliales de l'intestin moyen fut longtemps considérée comme l'obstacle majeur, qui empêchait certains vecteurs potentiels de transmettre des virus. La découverte de vecteurs potentiels, infectés par du virus qu'ils n'étaient pas capables de transmettre, témoignait de la présence d'autres barrières. Hardy et al. [48] rapportèrent pour la première fois l'existence de deux barrières supplémentaires, en analysant la transmission d'arbovirus par moustique, une au niveau du relargage du virus de l'intestin moyen vers l'hémolymphe et une au niveau de l'infection des glandes salivaires (tableau 3). Enfin, une quatrième barrière a été mise en évidence chez des moustiques, qui empêche l'émission des virions des glandes salivaires vers le canal salivaire.

Une barrière liée au relargage du virus de l'intestin moyen vers l'hémolymphe a également été mise en évidence pour un virus de plante, le TSWV. Ce virus peut infecter et se multiplier dans les cellules épithéliales de l'intestin moyen des thrips larvaires et adultes, mais la migration vers d'autres types de tissus n'est possible que chez les larves [49]. De même, une barrière au niveau des glandes salivaires a également été mise en évidence pour des virus de plantes, le Wound tumor virus (genre Phytoreovirus) et le Sowthistle yellow vein virus (genre Nucleorhabdovirus), transmis par cicadelles et pucerons respectivement. Dans des populations vectrices, ces phytoarbovirus sont capables d'envahir et de se répliquer dans différents types de tissus, y compris les glandes salivaires, alors que, chez les individus non transmetteurs, le virus n'y est pas associé. On ne peut cependant pas exclure que le virus soit incapable de survivre dans l'hémolymphe des individus non transmetteurs. En revanche, la quatrième barrière empêchant l'émission de virions des glandes salivaires vers le canal salivaire n'a pas encore été détectée pour les phytoarbovirus [45].

Le succès de la transmission virale dépend de la capacité du virus à franchir chacune des barrières potentielles. Ce passage est déterminé par des interactions moléculaires qui sont propres à chaque combinaison virus-vecteur. Les facteurs environnementaux ou abiotiques jouent également un rôle dans le devenir des interactions virus-vecteurs, mais leurs influences semblent porter sur le niveau d'efficacité de l'interaction plutôt que sur son résultat définitif.

* La génétique de la transmission virale par vecteur

L'analyse génétique des populations d'insectes vecteurs a permis de montrer que la capacité d'un insecte à transmettre un virus était en général un caractère multigénique complexe [50]. Cependant, l'incapacité d'une souche d'Aedes aegypti à transmettre plusieurs flavivirus a été corrélée à un gène unique ou à quelques gènes étroitement associés [51]. Chez les insectes vecteurs des phytoarbovirus, il a été montré que la multiplication du Rice hoja blanca virus (genre Tenuivirus) dans son delphacide hôte, Sogatodes oryzicola, était contrôlée par un gène récessif [52]. Bien que les mécanismes génétiques qui régulent la compétence des vecteurs à transmettre les arbovirus et les phytoarbovirus soient largement inconnus, des avancées dans ce domaine sont à prévoir grâce aux technologies moléculaires, largement utilisées pour les analyses génétiques des animaux et des végétaux.

* L'intervention de récepteurs membranaires

Des protéines de moustique jouant le rôle de récepteur membranaire pour les virus du genre Alphavirus, dont le Chikungunya virus (CHIKV) et le Western equine encephalitis virus (WEEV), ont été localisées dans l'intestin moyen [53]. La liaison du CHIKV est sensiblement plus forte dans les fractions membranaires des intestins de moustiques compétents que ceux issus des insectes réfractaires [53]. Cinq protéines issues de la fraction membranaire de l'épithélium intestinal et de la fraction membranaire des cellules C6/36 d'Aedes albopictus sont connues pour s'associer avec le CHIKV. Des études ultérieures d'accrochage de virus sur cette lignée cellulaire indiquent que plusieurs protéines de surface pourraient servir de récepteurs membranaires au virus de la dengue de type 4 (DENV-4, genre Flavivirus) et au Venezuelan equine encephalitis virus (VEEV). Il y a de fortes présomptions pour qu'une protéine de 32 kDa de type laminine intervienne dans l'interaction C6/36-VEEV. Le fait que les protéines réceptrices de type laminine soient généralement très conservées pourrait expliquer le très large spectre de vecteurs qui transmettent le VEEV, comprenant plusieurs genres de moustiques et de tiques.

Les glycoprotéines (G1 et G2) de l'enveloppe externe des bunyavirus sont suspectées d'intervenir dans l'interaction entre le virus et le vecteur [54]. L'utilisation de la technique de Far-Western, dans le but d'identifier les interactions protéine-protéine entre un virus et son vecteur, ont permis d'isoler deux protéines de thrips de 50 et 94 kDa présentant des affinités particulières pour les glycoprotéines du TSWV [54, 55]. La glycoprotéine G2 du TSWV contient un motif très conservé en acides aminés Arg-Gly-Asp (RGD), proche de l'extrémité N-terminale. Ce motif est connu pour être un déterminant important dans l'accrochage cellulaire de plusieurs pathogènes et virus animaux, dont le Foot-and-mouth disease virus (FMDV), le coxsackievirus humain A9 (CAV-9) et le spiroplasme Borrelia burgdorferi, responsable de la maladie de Lyme. Cependant, en raison de la sensibilité de la protéine G2 aux protéases et de la forte concentration d'enzymes protéolytiques probablement présentes dans la lumière intestinale, G2 ne semble pas intervenir dans l'accrochage cellulaire du virus au niveau du tractus intestinal des thrips [55]. Une caractérisation supplémentaire et une localisation tissulaire de la protéine de 94 kDa sont requis pour pouvoir expliquer son rôle potentiel dans le passage du TSWV à travers le thrips.

* L'intervention des endosymbiotes

Les bactéries endosymbiotiques des cicadelles sont impliquées dans la transmission verticale du Rice dwarf virus (RDV, genre Phytoreovirus). De façon similaire, les mouches tsé-tsé, qui sont d'importants vecteurs de maladies chez l'homme et l'animal, présentent des associations symbiotiques très proches de celles observées chez les pucerons, incluant une surexpression des protéines GroEL [56].

La compétence virale

La génétique de la transmission virale n'est pas seulement contrôlée par le vecteur, mais également par le virus qui contribue à l'ensemble du processus. Cependant, dans le cas des phytoarbovirus, très peu de progrès ont été réalisés dans l'identification des gènes et de leurs produits qui influencent la transmission par vecteur. L'absence de lignées cellulaires stables d'insectes vecteurs et la difficulté à obtenir des mutants viraux avec un phénotype déficient pour la transmission ont contribué à cette faible progression.

* La dynamique du virus dans son vecteur

Les études sur insectes entiers virulifères ont permis d'identifier des différences dans l'accumulation des protéines et des ARN viraux, entre les plantes et les insectes hôtes. Ainsi, une protéine non structurale du Maize stripe virus (MStV, genre Tenuivirus) s'accumule dans le maïs, mais pas dans son delphacide vecteur. Des résultats similaires ont été décrits récemment pour le Rice grassy stunt virus (genre Tenuivirus) dans le riz et dans les delphacides hôtes [57]. La fonction de cette protéine non structurale est inconnue. Elle pourrait intervenir soit comme protéine de mouvement du virus, soit comme facteur assistant à l'acquisition du virus par le vecteur, sans pour autant être indispensable à sa réplication dans le vecteur. Au contraire, les ARN du MStV codant pour des protéines de type glycoprotéine membranaire sont abondants dans les cellules hôtes à la fois de l'insecte et de la plante [58]. Les données actuelles ne permettent pas de dire si ces protéines s'accumulent à un niveau équivalent dans les cellules des deux hôtes et si elles sont indispensables à l'infection des deux hôtes. Cependant, par analogie avec d'autres modèles [59], on peut supposer qu'elles interviennent dans l'interaction avec les membranes cellulaires de l'insecte.

Toutes les protéines sérologiquement détectables du RDV sont présentes à la fois chez les insectes et chez les plantes hôtes [60]. Des données similaires ont été décrites chez les alphavirus [61]. Cependant, des divergences dans les processus post-traductionnels de maturation des protéines virales et dans les voies de glycosylation, entre les cellules des moustiques et des vertébrés, entraînent des différences dans l'accrochage des polysaccharides et, de ce fait, dans les clivages protéolytiques. De plus, des différences dans les voies de méthylation et de maturation des ARN viraux entre les cellules des invertébrés et des vertébrés semblent affecter la réplication des alphavirus et leurs taux d'accumulation [61]. Ces différences semblent contribuer aux divergences observées dans la pathogénicité induite par les alphavirus dans les cultures cellulaires de moustiques et de vertébrés [62].

* Les mutants viraux non transmis par vecteur

Un certain nombre de mutants stables, présentant un phénotype déficient pour la transmission, ont été obtenus par des inoculations mécaniques répétées de plantes hôtes, sans passage par l'insecte vecteur. Par ailleurs, une souche du RDV non transmise par vecteur a été obtenue en maintenant le virus pendant 12 ans sur des plantes de riz propagées végétativement. Cette souche virale ne produisait plus sa protéine de capside externe P2. La protéine P2 ne s'est pas avérée indispensable à l'infection de la plante hôte, mais son absence ne permettait pas au virus d'infecter son insecte hôte et d'être transmis à d'autres plantes [63]. Ces données argumentent l'hypothèse, déjà décrite, que les protéines externes de la capside des phytoarbovirus interviennent dans les mécanismes d'infection des cellules d'insectes. Cela ne semble pas être le cas pour les cellules des plantes hôtes, dans lesquelles le virus est introduit par les insectes grâce à leurs stylets, capables de perforer parois et membranes cellulaires sans tuer les cellules. Les progrès technologiques, qui permettent de caractériser génétiquement des mutants non transmis, devraient nous octroyer la possibilité de mieux comprendre les interactions virus-vecteur, en dépit des difficultés à obtenir des cultures cellulaires d'insectes vecteurs et à construire des clones viraux infectieux.

Les stratégies et les défis futurs

Les techniques permettant d'exprimer des gènes viraux et d'analyser leurs fonctions sont de plus en plus performantes. Elles devraient permettre d'identifier les gènes viraux qui interviennent dans la transmission par vecteur et de mettre en évidence les interactions du produit de ces gènes avec des protéines d'insectes. Le prochain défi sera de mieux comprendre les interactions virus-vecteur dans les différents compartiments de l'arthropode vecteur et de déterminer quels sont les facteurs génétiques codés par le vecteur qui déterminent le processus général de la transmission.

La sensibilité des techniques de détection s'améliore, comme en témoigne par exemple la détection des particules de potyvirus marquées à l'iode 125 au niveau des stylets des insectes, la visualisation des particules virales de la famille des Luteoviridae dans des vésicules d'endocytose au sein de cellules épithéliales de la paroi intestinale et des glandes salivaires par microscopie électronique, et la mise en évidence de l'association des symbionines avec la protéine de translecture des virus de la famille des Luteoviridae. Cependant, un certain nombre d'obstacles persistent. Des environnements aussi différents que l'intestin, l'hémolymphe et les sécrétions salivaires doivent induire des changements conformationnels des particules virales à l'intérieur de leurs vecteurs. Ces changements sont très certainement critiques pour les interactions virus-vecteur et pour le processus de transmission viral. La présence d'un nombre réduit de particules virales dans un petit groupe de cellules du vecteur ou sur une surface réduite de la cuticule de l'insecte représente un problème majeur pour l'étude des interactions biologiques.

Comprendre ce qui fait qu'un insecte soit vecteur et développer des outils qui permettent d'identifier rapidement et avec précision des vecteurs potentiels sont importants pour la compréhension de l'épidémiologie du virus. L'identification de récepteurs qui interviennent dans la spécificité de vection de nombreux pathogènes de plantes et de mammifères devrait nous offrir de nouvelles opportunités pour contrôler les maladies, comprenant la neutralisation de l'interaction virus-vecteur par le biais de traitements ou de protéines recombinantes produites par les plantes. Nos moyens de contrôler la transmission virale dans une stratégie de lutte intégrée sont dépendants de notre capacité à comprendre les processus de transmission et à prédire efficacement les étapes de ce processus qui sont vulnérables à des interventions.

CONCLUSION

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