ARTICLE
Auteur(s) : A Goffard, M Lazrek, C Schanen, P-E Lobert, L
Bocket, A Dewilde, D
Hober
Service de virologie, UPRES-EA3610, CHRU Lille, Faculté de
Médecine, Université Lille 2, Bâtiment P. Boulanger, Lille
Article reçu le 27 Janvier 2006, accepté le 20 Mars 2006
La notion de virus émergent est difficile à définir. En effet, les
« nouveaux virus » peuvent être associés à d’anciennes
maladies (exemple du virus HHV6 récemment identifié comme étant
l’agent responsable de la roséole) et les « nouvelles maladies
virales » peuvent être dues à d’anciens virus (exemple de
l’identification des virus des hépatites qui ont permis de définir
la notion d’hépatite virale). Le développement des méthodes de
diagnostic (notamment des outils moléculaires) et des réseaux de
surveillance des maladies a permis la mise en évidence de virus que
l’on peut qualifier de « nouvellement identifiés » qui ne
sont pas, pour autant, de nouveaux virus. On peut ainsi parler de
virus « d’évolution nouvelle » : il s’agit de virus
descendant de virus existants qui ont acquis une virulence plus
importante grâce à différents mécanismes de mutations ou de
réassortiments génétiques (comme les virus grippaux par exemple).
Il peut aussi s’agir de virus existants dans des conditions
écologiques qui ont été modifiées favorisant les contacts entre des
animaux ou des insectes porteurs de virus pathogènes et l’homme
(exemple du virus de la fièvre jaune) ou favorisant la transmission
interhumaine. Au moins trois mécanismes d’émergence peuvent être
proposés : évolution d’un nouveau variant viral, passage d’un
virus existant à une autre espèce (franchissement de la barrière
d’espèce) ou dissémination large d’un virus auparavant confiné à un
petit groupe de population. Les épidémies d’infections
respiratoires ayant eu lieu ces dernières années permettent
d’illustrer deux de ces points : l’épidémie d’infection à
virus influenza A/H5N1 hautement pathogène est actuellement une
épizootie et on redoute le passage direct d’un virus aviaire, le
virus A/H5N1, chez l’homme et l’épidémie de Sras était due soit à
un virus animal transmis à l’homme dont le réservoir n’a pour le
moment pas été identifié soit à l’acquisition d’un pouvoir
pathogène par un coronavirus humain non pathogène jusque-là et donc
inconnu. Dans cette synthèse, nous ferons le point des
connaissances actuelles sur le virus du Sras et le virus A/H5N1
hautement pathogène.
Le virus du Sras (SARS-CoV)
Le Sras (syndrome respiratoire aigu sévère) est la première maladie
grave et transmissible à émerger au XXIe siècle.
L’épidémie qui a démarré en Chine fin 2002, s’est propagée au
niveau mondial courant 2003 touchant plus de 8 000 personnes et
faisant plus de 800 victimes (pour en savoir plus,
http://www.invs.fr). Grâce à la mobilisation internationale motivée
par l’alerte lancée par l’OMS en mars 2003, l’épidémie a pu être
endiguée par des mesures d’isolement et de mise en quarantaine. La
mobilisation des services de santé, de surveillance et des
scientifiques a permis l’identification rapide de l’agent causal du
Sras, un coronavirus totalement inconnu.
Caractéristiques des coronavirus
Les coronavirus sont des virus enveloppés à ARN simple brin de
polarité positive appartenant à la famille des Coronaviridae, au
genre des coronavirus [1]. En microscopie électronique, les
particules virales présentent des protubérances de surface leur
donnant un aspect « en couronne » (corona, en latin) qui
a servi à la dénomination de ces virus. La classification des virus
au sein de la famille des coronavirus est basée à la fois sur les
réactions sérologiques et sur les résultats des analyses des
séquences génomiques. La famille des Coronaviridae est divisée en
trois groupes : les groupes 1 et 2 comprennent les virus
infectant des mammifères alors que le groupe 3 est constitué de
virus exclusivement aviaires. Dans le groupe 1, on trouve le
coronavirus canin, le virus de la péritonite infectieuse féline, le
virus de la gastroentérite transmissible du porc, le virus
respiratoire porcin et le coronavirus humain 229E ; dans le
groupe 2, le coronavirus bovin, le virus des hépatites murines, le
virus de la silodacryonite du rat et le coronavirus humain OC43.
Enfin, dans le groupe 3, on trouve le virus de la bronchite
infectieuse aviaire et le coronavirus du dindon. Le coronavirus
associé au Sras (SARS-CoV) semble être le premier virus de cette
famille à provoquer systématiquement une maladie grave chez
l’homme. En avril 2003, le séquençage du génome du coronavirus
associé au Sras a été achevé. Les caractéristiques génomiques de ce
virus montrent que le SARS-CoV n’appartient à aucun des groupes
connus de coronavirus et qu’il présente très peu d’homologies de
séquences avec les deux coronavirus humains, HCoV-OC43 et
HCoV-229E. Il a donc été proposé que ce nouveau virus définisse un
quatrième lignage de coronavirus, le groupe 4 [2]. Les données du
séquençage du génome montrent que ce virus n’est ni un mutant d’un
coronavirus connu, ni un recombinant entre des coronavirus connus.
La structure des coronavirus et celle du SARS-CoV ne sont pas
encore parfaitement connues. Les coronavirus sont des virus
sphériques enveloppés dont la nucléocapside serait icosaédrique
[3]. Leur génome est constitué d’un ARN linéaire simple brin de
polarité positive qui code 7 à 10 protéines virales. Certaines
protéines virales sont bien caractérisées. Ainsi, la protéine N
s’associe à l’ARN viral pour former la ribonucléoprotéine ( (figure 1) ). Les
protéines S et E sont présentes à la surface de la particule virale
sous la forme de spicules qui assurent les fonctions de récepteurs
viraux. La protéine E est une petite protéine d’enveloppe. La
protéine S forme des trimères qui reconnaissent les acides
sialiques à la surface des cellules de l’arbre respiratoire et
confère des propriétés hémagglutinantes au virus. Au cours d’une
infection à coronavirus, les anticorps développés contre la
protéine S sont neutralisants. La protéine M constitue la capside
de la particule virale. Elle tapisse l’intérieur de l’enveloppe et
est en contact avec la protéine S, d’une part, et la
ribonucléoprotéine, d’autre part. Certaines souches virales
présentent une protéine HE au niveau de leur enveloppe virale.
Cette protéine aurait des fonctions de type estérasique. Enfin, une
protéine non-structurale a été caractérisée : la réplicase qui
présente des homologies de séquences avec la famille des protéases
et des ARN polymérases ARN dépendantes. La réplicase est
probablement clivée en différentes enzymes nécessaires à la
réplication au cours du cycle viral.
La structure du SARS-CoV est encore moins bien connue. Le
séquençage du génome viral confirme l’appartenance du virus à la
famille des coronavirus. Le gène de la réplicase est bien présent
ainsi que ceux des protéines de structure S, E, M et N. Le gène de
la protéine HE est absent. Par ailleurs, une dizaine de cadres de
lecture ouverts supplémentaires sont présents qui ne présentent pas
d’homologies avec les séquences des protéines des autres
coronavirus connus.
Variabilité des coronavirus
Comme tous les virus à ARN, les coronavirus sont doués d’une grande
capacité de mutations. En effet, les ARN polymérases ne possèdent
pas d’activité correctrice d’erreurs ce qui rend possible
l’intégration de nombreuses mutations dans le génome viral au cours
de la réplication. Par ailleurs, les coronavirus sont capables de
nombreuses recombinaisons entre des coronavirus différents. Les
mécanismes de ces recombinaisons ne sont pas clairement définis
mais les coronavirus sont capables de « capturer » les
gènes pathogènes appartenant à d’autres virus. Ils sont aussi
capables « d’abandonner » une partie de leur génome et de
modifier ainsi leurs cibles cellulaires par exemple. La séquence
des protéines prédite à partir du séquençage du génome complet du
SARS-CoV n’est pas en faveur d’une apparition du virus par mutation
ou recombinaison. En effet, les pourcentages d’homologies des
séquences sont faibles et les régions homologues sont réparties de
façon très disparate sur les séquences protéiques. Les données
actuellement disponibles suggèrent plutôt que le SARS-CoV serait
issu soit d’un coronavirus humain non pathogène encore inconnu soit
d’un virus animal ayant franchi la barrière d’espèce [4].
Épidémiologie des infections par le SARS-CoV
Le Sras est une maladie infectieuse nouvelle identifiée en février
2003 (pour en savoir plus : http://www.SARSRefence.com). Il
est apparu pour la première fois en novembre 2002 dans la province
du Guangdong en Chine. Il a fallu deux mois pour que l’infection se
propage à Hong-Kong, région pourtant proche du foyer initial,
suggérant une faible contagiosité du virus. Les épidémies qui ont
suivi sont restées limitées à des groupes familiaux résidant dans
des zones de forte densité de population, à des hôtels (Hong-Kong)
ou à des hôpitaux (Hanoï, Toronto). Cette extension limitée est un
argument en faveur de la faible transmissibilité du virus. Comparé
aux virus grippaux qui sont capables d’infecter rapidement des
millions de personnes dans le monde entier, le virus du Sras ne
semble pas se propager rapidement. À ce jour, une seule épidémie de
Sras a eu lieu, en 2003. Elle avait touché au moins 8 000
personnes, un certain nombre de cas secondaires n’ayant
probablement pas été identifiés. L’année suivante, en 2004, 9 cas
ont été signalés, uniquement en Chine. Cette année-là, les cas
index étaient systématiquement décrits chez des personnes
travaillant dans des laboratoires étudiant le virus responsable du
Sras (étudiante en virologie, étudiant en stage post-doctoral). Ces
cas index étaient à l’origine de la contamination des autres
personnes touchées (parents, infirmière, etc.).
Le virus du Sras se propage essentiellement par contact direct
avec des gouttelettes de sécrétions respiratoires provenant d’une
personne infectée. La notion de « super-contaminateur » a
été définie pour des patients capables d’infecter individuellement
un nombre important d’autres personnes. Cette notion est
probablement liée aux quantités importantes de virus excrétées par
ces patients. Des données complémentaires sont nécessaires pour
mieux connaître les modes de transmission du virus du Sras. Une
transmission par voie environnementale semble possible mais moins
fréquente. En effet, en 2003, un des foyers d’infection survenu
dans un quartier de Hong-Kong semble s’être développé à partir
d’eaux d’égouts contaminées. Enfin, le virus du Sras peut
contaminer le personnel soignant au cours d’une hospitalisation.
Cette contamination a lieu soit au cours d’actes médicaux créant
des aérosols infectés (bronchoscopie, intubation endotrachéale…)
soit au cours des soins quotidiens apportés aux patients. Au cours
de l’épidémie qui s’est développée en 2003, le personnel de santé a
été fréquemment infecté par le virus du Sras. À Hanoï, où
l’épidémie a commencé, 63 % des personnes infectées faisaient
partie du personnel de santé, à Hong-Kong, c’était 46 % des
cas qui appartenaient à ce corps professionnel [5]. Par ailleurs, à
Taïwan, un pourcentage non négligeable (11,5 %) du personnel
soignant a été colonisé par le virus du Sras sans développer de
signe d’infection respiratoire [6]. L’absence de signes d’infection
respiratoire chez ces personnes suggère qu’il pourrait exister des
porteurs sains du virus, mais cette notion n’a pas été confirmée
pour le moment.
Des travaux sont en cours pour évaluer la résistance du virus du
Sras dans l’environnement. Les données actuelles montrent que le
virus est stable dans les urines ou les selles pendant 24 à
48 heures à température ambiante. Sa stabilité est plus grande
en cas de selles diarrhéiques. La stabilité du virus dans les
surnageants de culture est remarquable : la diminution de la
concentration virale est très faible après 21 jours à 4 °C ou
à – 80 °C. Après 48 heures à température ambiante, la quantité
de virus a diminué d’un log. Toutes ces données prouvent que le
SARS-CoV est plus stable dans ces conditions que les autres
coronavirus. L’exposition à la chaleur (56 °C) inactive rapidement
le virus. L’effet neutralisant des détergents et fixateurs utilisés
couramment en laboratoire n’est pas encore confirmé. Afin d’étayer
l’hypothèse du franchissement de la barrière d’espèce, les
spécialistes sont à la recherche de l’hôte animal du SARS-CoV. Le
virus du Sras a été isolé chez la civette palmiste à masque, un
animal dont la viande est consommée en Chine [7]. Les séquences des
virus isolés chez les civettes étaient très proches de celle du
Sras responsable de l’épidémie humaine. Cependant, on ne sait pas
pour le moment quel rôle joue la civette dans l’épidémiologie du
virus. En effet, les civettes infectées étaient des animaux
sauvages capturés puis élevés dans des fermes avant l’abattage.
Elles ont donc pu être contaminées par d’autres animaux sauvages,
domestiques voire même par des humains au cours de leur captivité.
L’origine animale du SARS-CoV reste donc à démontrer. À l’heure
actuelle, la contamination humaine à partir de marchandises
animales ou d’animaux sauvages ou domestiques n’a jamais été
démontrée.
Symptomatologie d’une infection par le SARS-CoV
Le diagnostic d’une infection par le SARS-CoV repose sur l’examen
clinique, les signes radiologiques et la notion de voyage dans un
pays où le virus a été détecté [8]. Les signes initiaux de
l’infection ne sont pas spécifiques et ce diagnostic reste un
diagnostic d’exclusion. Le symptôme le plus habituel du Sras est
une fièvre supérieure à 38 °C apparaissant assez brutalement après
une période d’incubation de 2 à 10 jours. Cependant, cette
fièvre peut être absente au début de la maladie ou chez des
patients porteurs d’une autre pathologie altérant les réactions
fébriles. La fièvre peut être associée à un malaise général, à des
frissons, des myalgies, des céphalées… La symptomatologie initiale
ressemble surtout à un tableau de pneumopathie atypique. Une toux
productive, une dysphagie douloureuse, des nausées et vomissements
sont plus rares. La diarrhée a été un symptôme fréquent dans un
foyer épidémique rapporté à Hong-Kong, mais semble rare dans les
autres groupes qui ont été décrits. L’auscultation pulmonaire peut
trouver des râles inspiratoires au niveau des bases mais il
n’existe habituellement pas de sibilance. Sur le plan biologique,
de nombreuses anomalies hématologiques ont été rapportées au cours
de l’évolution de la maladie [9]. Une lymphopénie est présente chez
98 % des patients avec les taux les plus bas observés au cours
de la deuxième semaine d’évolution et une normalisation au cours de
la troisième semaine. Cependant, dans 30 % des cas, la
lymphopénie persistait à la cinquième semaine d’évolution. À la
phase initiale de la maladie, les taux de CD4 et CD8 pouvaient être
abaissés. Selon certaines études, des taux bas de CD4 et CD8
seraient un facteur de mauvais pronostic [10]. Une leucopénie
transitoire a été rapportée chez 64 % des patients au cours de
la première semaine de la maladie. Chez 61 % des malades, une
leucocytose était retrouvée au cours de la deuxième et de la
troisième semaine d’évolution. Une neutrophilie est observée dans
82 % des cas, probablement liée au traitement par corticoïdes.
Une thrombocytopénie relative spontanément résolutive a été
retrouvée chez 55 % des patients. Aucune hémorragie grave n’a
été observée. Le reste du bilan biologique montre une élévation des
LDH, des transaminases et de la créatine kinase. Les taux élevés de
LDH et de transaminases peuvent être secondaires au traitement par
la ribavirine. Cependant, dans certaines études, le taux élevé de
LDH est rapporté comme étant un facteur de mauvais pronostic [10].
Enfin, les D-dimères peuvent être élevés et le TCA allongé chez un
nombre important de patients. L’imagerie radiologique occupe une
place importante dans le diagnostic initial de l’infection par le
Sras puis dans le suivi de l’efficacité du traitement [11]. Les
images les plus typiques comportent une localisation périphérique
prédominante, des opacités alvéolaires unilatérales et focales
progressant sous traitement vers une atteinte unilatérale
multifocale ou bilatérale. Il n’existe ni excavation, ni
adénopathie, ni épanchement pleural. Le scanner thoracique est un
examen complémentaire qui permet en général de préciser les signes
de pneumopathie sévère.
L’évolution de la maladie et son pronostic sont assez homogènes
dans les différentes études cliniques publiées [12] : la
première semaine de la maladie est marquée par la fièvre, les
myalgies et les symptômes respiratoires qui s’améliorent
rapidement. La deuxième semaine, la fièvre récidive associée cette
fois à une diarrhée et une désaturation en oxygène. Sur le plan
radiologique, l’aggravation des lésions est rapportée dans
80 % des cas. Cette période correspond à l’élévation de la
charge virale du SARS-CoV qui reflète une multiplication accrue du
virus [12]. Cette activité virale intense pourrait être responsable
de l’aggravation clinique. Dans 20 % des cas, les patients
évoluent vers une troisième phase caractérisée par une détresse
respiratoire nécessitant une ventilation assistée. Pendant cette
phase évolutive, on observe un « orage cytokinique »
qui pourrait être à l’origine de la détresse respiratoire observée.
Au total, la mortalité globale due au Sras est estimée à 15 %
par l’OMS, pouvant aller jusqu’à 50 % chez les personnes de
plus de 65 ans présentant d’autres pathologies associées.
De nombreux tableaux atypiques ont été décrits : patients
apyrétiques, présence d’une diarrhée sans signe respiratoire… Ces
formes atypiques constituent une menace pour les malades, le
personnel hospitalier et les proches. L’OMS a défini précisément
les critères de cas probable de Sras : une fièvre supérieure à
38 °C associée à des signes d’atteinte respiratoire basse (toux,
dyspnée, gène respiratoire, etc.) survenant chez une personne en
provenance d’un pays ou d’une zone où une transmission active du
Sras a été décrite ou chez une personne travaillant (ou ayant
travaillé) dans un laboratoire manipulant (ou ayant manipulé) du
Sras (quelle que soit sa localisation géographique).
Diagnostic virologique d’une infection par le SARS-CoV
Actuellement, le diagnostic de Sras ne peut être posé qu’après
avoir éliminé les autres étiologies de pneumonie. En 2004,
différentes méthodes virologiques de diagnostic du Sras ont été
validées par l’OMS. Depuis, les laboratoires industriels ont
développé d’autres tests ou ont affiné la sensibilité et la
spécificité de tests existants mais en l’absence de résurgence
épidémique, ces tests de diagnostic n’ont pas été validés par
l’OMS. Le diagnostic virologique repose sur l’isolement du SARS-CoV
en culture cellulaire ou sur la mise en évidence du génome viral
par une technique de RT-PCR amplifiant un fragment du gène de la
polymérase. Les recherches sont effectuées sur des prélèvements
nasaux, pharyngés, des expectorations, des aspirations
endo-trachéales, du sang, des selles ou des urines (tableau 1)(
Tableau 1 ). L’excrétion du virus
SARS-CoV assez faible au début de la maladie, est maximale environ
10 jours après le début des signes cliniques. Le virus est
alors retrouvé dans les sécrétions respiratoires et dans les
selles. Une étude portant sur l’utilité clinique des différents
tests diagnostiques a montré que l’ARN du SARS-CoV était détecté
par RT-PCR dans les sécrétions nasopharyngées chez seulement
32 % des patients à la phase initiale et dans 68 % des
cas 14 jours après le début des signes cliniques [12]. Une
analyse quantitative a montré que la charge virale atteint son
maximum 10 jours après le début des signes cliniques. L’ARN
viral est détecté dans les selles chez 98 % des patients plus
tardivement au cours de la maladie (vers le 14e jour) et
dans les urines après le 15e jour. Les tests de RT-PCR
sont assez peu sensibles et il est fortement conseillé de
multiplier les examens d’échantillons naso-pharyngés pour améliorer
la valeur prédictive du test. Un test de RT-PCR négatif n’exclut
donc pas le diagnostic de Sras : les échantillons peuvent
avoir été prélevés à un moment où la charge virale était trop
faible pour être détectée par les tests de laboratoires
disponibles. L’amplification d’un fragment du gène de la
nucléoprotéine pourrait améliorer la sensibilité des tests de
RT-PCR en temps réel. Cette hypothèse demande à être confirmée dans
un contexte épidémique.
La présence du virus infectieux peut être mise en évidence en
inoculant des cultures cellulaires (cellules Vero-E6) à partir
d’échantillons de selles, de sang ou de sécrétions respiratoires
(http://www.SARSRefence.com). Une fois le virus isolé, il faut
utiliser d’autres tests (immunofluorescence, par exemple) pour
identifier le SARS-CoV. L’isolement du SARS-CoV en culture
cellulaire doit être réalisé au minimum dans un laboratoire de
niveau de sécurité BSL3. Des résultats de culture cellulaire
négatifs n’excluent pas le diagnostic de Sras, pour les mêmes
raisons que dans les cas de RT-PCR négatives.
Les examens sérologiques n’ont pas d’intérêt dans la prise en
charge des infections par le virus du Sras. Rétrospectivement, le
diagnostic sérologique peut éventuellement permettre de
reconsidérer certains cas difficiles. Un test Elisa permet de
détecter de façon fiable un mélange d’IgG et d’IgM dans le sérum de
patients infectés vers le 21e jour après le début des
signes cliniques [12]. Plusieurs tests d’immunofluorescence
reposant sur l’utilisation de cellules infectées par le SARS-CoV
fixées sur lames permettent de détecter des anticorps de patients
(IgG, IgM ou les deux). Ces tests sont positifs aux environs du
10e jour après le début de la maladie, des résultats
quantitatifs peuvent être rendus en utilisant des dilutions en
séries des sérums de patients. Un test de séroneutralisation a été
développé. Il évalue et quantifie la capacité des sérums de
patients à neutraliser une souche de virus du Sras référencée. Ce
test qui utilise des virus vivants impose de travailler dans un
laboratoire de niveau de confinement BSL3 (Biosafety level 3). Au
cours de l’épidémie de 2003, la Direction générale de la santé
(DGS) avait souhaité qu’en cas de positivité des tests
diagnostiques, tous les prélèvements cliniques réalisés chez un
patient soient transmis au Centre national de référence de la
région concernée (Hospice civil de Lyon pour la région Sud et
Institut Pasteur de Paris pour la région Nord) pour des compléments
d’analyses (isolement de la souche virale, séquençage et génotype
de la souche etc.).
Tableau 1 Échantillons cliniques dans lesquels les
virus du Sras et A/H5N1 peuvent être recherchés. La direction
générale de la santé (DGS) préconise la recherche du virus A/H5N1
dans les aspirations rhino-pharyngées. Cependant, le virus peut
aussi être recherché dans d’autres types d’échantillons. Le
diagnostic sérologique permet un diagnostic rétrospectif.
|
Type d’échantillon
|
Virus A/H5N1
|
SARS-CoV
|
|
Diagnostic direct
|
|
|
|
Aspiration nasopharyngée
|
X
|
X
|
|
Expectoration
|
X
|
X
|
|
Écouvillonnage de gorge
|
X
|
X
|
|
Aspiration endotrachéale
|
X
|
X
|
|
Liquide de LBA
|
X
|
X
|
|
Urines
|
Non
|
X
|
|
Selles
|
X
|
X
|
|
Écouvillonnage rectal
|
X
|
X
|
|
LCR
|
X
|
Non
|
|
Sérum
|
X
|
X
|
|
Diagnostic indirect
|
|
|
|
Sérumsa
|
X
|
X
|
apour le diagnostic sérologique, deux sérums doivent
être prélevés à trois semaines d’intervalle.
Prise en charge thérapeutique d’une infection par le
SARS-CoV
Le traitement d’une infection par le SARS-CoV est symptomatique
[8]. Une antibiothérapie peut être administrée tant que les causes
bactériologiques de pneumonie n’ont pas été éliminées. Une
oxygénothérapie peut être nécessaire en fonction de la
désaturation. La corticothérapie doit être envisagée en fonction du
risque de syndrome de détresse respiratoire aigu (SDRA). La
prescription de ribavirine, antiviral utilisé au cours de
l’épidémie de 2003, est remise en question en raison des nombreux
effets secondaires (anémie, toux, signes cutanés, effet tératogène)
et de leur gravité potentielle. L’isolement des patients et la
protection du personnel soignant et des proches des patients font
partie intégrante du traitement puisqu’il s’agit d’une maladie
transmissible par contact direct.
Le virus responsable du Sras est l’agent d’une nouvelle maladie
virale jusque-là inconnue. En 2003-2004, l’épidémie avait démarré
en Chine et gagné d’autres pays à cause notamment de l’importance
des moyens de transports internationaux. Depuis 2004, aucun nouveau
cas de Sras n’a été déclaré. Une nouvelle épidémie est donc
redoutée et les réseaux de surveillance restent en alerte.
Le virus influenza A/H5N1 hautement pathogène
À ce jour et depuis le début de l’épizootie, en décembre 2003, plus
de 40 pays ou territoires dont 16 pays européens ont déclaré des
infections chez des animaux sauvages ou d’élevage (Allemagne,
Arabie Saoudite, Autriche, Azerbaïdjan, Bosnie-Herzégovine,
Bulgarie, Cambodge, Chine, Chypre, Corée du Sud, Croatie, Égypte,
Éthiopie, France, Géorgie, Grèce, Hong-Kong, Hongrie, Inde,
Indonésie, Irak, Iran, Italie, Israël, Japon, Kazakhstan, Koweït,
Laos, Malaisie, Mongolie, Niger, Nigeria, Pakistan, Roumanie,
Russie, Slovaquie, Slovénie, Suède, Suisse, Thaïlande, Turquie,
Ukraine et Vietnam) (http://www.invs.sante.fr/). En janvier 2004,
l’OMS lançait une alerte liée à la transmissibilité du virus A/H5N1
à l’homme. Entre le 30 novembre 2003 et le 17 mars 2004, 12 cas
d’infections humaines par le virus A/H5N1 ont été rapportés en
Thaïlande et 23 au Vietnam, faisant au total 24 morts. Depuis le
début de l’épizootie, selon l’OMS, des cas humains ont été
rapportés dans 5 pays d’Extrême-Orient : Cambodge, Chine,
Indonésie, Thaïlande, Vietnam ainsi qu’en Turquie (12 cas dont 4
décès) et en Irak (2 cas décédés). Début mars 2006, le nombre de
cas humains atteint un total de 175 personnes dont 95 décès. Trois
cas humains décédés qui ont été rapportés en Azerbaïdjan sont en
cours de confirmation au moment où nous écrivons cette revue.
Caractéristiques des virus grippaux
Le virus A/H5N1 hautement pathogène est un virus enveloppé
appartenant à la famille des Orthomyxoviridae, au genre
Influenzavirus A. Son génome est constitué de huit segments d’ARN.
La particule virale comporte une enveloppe lipidique hérissée de
spicules formées par les glycoprotéines de surface ( (figure 2) ) :
l’hémagglutinine (H) et la neuraminidase (N). L’hémagglutinine, qui
représente environ 40 % de ces glycoprotéines de surface, est
formée par l’association de deux sous-unités, HA1 et HA2, reliées
par un pont disulfure. L’association de trois monomères HA forme
une spicule d’hémagglutinine à la surface de la particule virale.
L’hémagglutinine permet la fixation du virus sur l’acide sialique
terminal des cellules de l’épithélium cilié de l’arbre
respiratoire. Elle est très immunogène induisant la production
d’anticorps dont certains peuvent être neutralisants. L’autre
glycoprotéine d’enveloppe, la neuraminidase (ou
N-acétyl-neuraminyl-hydrolase), est une sialidase présente sous la
forme d’homotétramères à la surface de la particule virale. Sa
fonction reste mal connue : elle permettrait la libération de
virions néoformés, serait impliquée dans la progression du virus
dans les voies respiratoires et favoriserait la fusion des
membranes virales et cellulaires au cours de la phase de
pénétration du virus. La face interne de l’enveloppe virale est
recouverte par une protéine de matrice M1. La protéine de matrice
M2 traverse l’enveloppe virale et joue le rôle de canal ionique
pour les virus de type A. À l’intérieur de la particule virale, le
génome viral est présent sous la forme de huit segments de
ribonucléoprotéines formées par l’association d’une molécule d’ARN
et de nombreuses molécules de nucléoprotéine (NP) de symétrie
hélicoïdale. La protéine NP fait partie des antigènes internes du
virus : elle détermine le type viral A, B ou C. Trois polymérases,
PA (protéine acide), PB1 et PB2 (protéine basique 1 et 2,
respectivement), forment le complexe réplicase/transcriptase et
sont associées aux ribonucléoprotéines.
À l’intérieur du type A, les virus grippaux sont différenciés en
sous-types en fonction des propriétés antigéniques de
l’hémagglutinine et de la neuraminidase : il existe 16
sous-types H et 9 sous-types N. Le virus A/H5N1 hautement pathogène
est un virus de type A avec une hémagglutinine de sous-type H5 et
une neuraminidase de sous-type N1. La nomenclature des virus
grippaux est la suivante : type/lieu d’isolement de la souche
virale/numéro de la souche/année d’isolement (sous-type). Pour le
virus A/H5N1 hautement pathogène, le terme « H5N1 » est
très réducteur. En effet, actuellement, différentes souches virales
circulent dans les pays asiatiques : par exemple, les souches
A/chicken/Shantou/423/2003(H5N1) ou A/bar-headed
goose/Qinghai/5/2005(H5N1) sont présentes chez les oiseaux. La
souche A/chicken/Nakorn-Pathom/Thailand/CU-K2/04(H5N1) a été isolée
et séquencée à partir de patients infectés en Thaïlande. Les virus
grippaux de type A sont aussi caractérisés par leur génotype. Le
génotypage est basé sur l’analyse génétique des 8 fragments de
l’ARN génomique. En 2001, six génotypes étaient connus, provenant
tous de virus aviaires : V à Z+. L’analyse
phylogénétique des virus A/H5N1 qui circulent actuellement montre
que le génotype Z est prédominant [13]. Les virus A/H5N1 de
génotype Z se répartissent en deux clades : l’un regroupe des
virus provenant du Cambodge, du Laos, de Thaïlande et du Vietnam,
l’autre des virus provenant de Chine, d’Indonésie, du Japon et de
la Corée du Nord [14]. Récemment, un nouveau clade est apparu
regroupant des virus provenant de Thaïlande et du sud du Vietnam.
Les génotypes des souches virales isolées à partir de patients
infectés en Turquie n’étaient pas connus au moment où nous
terminons cette revue. Le rôle biologique des génotypes n’est pas
déterminé.
Variabilité des virus grippaux
Les virus grippaux varient selon deux mécanismes : les glissements
antigéniques (antigenic drift) ou les cassures antigéniques
(antigenic shift). Les glissements sont des variations antigéniques
discrètes et continues qui ne modifient pas la structure
antigénique globale du virus et permettent donc de conserver une
immunité partielle à court terme. Ces glissements sont dus aux
mutations qui se produisent au moment de la synthèse des ARN viraux
en raison du taux élevé d’erreurs de l’ARN polymérase virale. Pour
tenir compte des glissements antigéniques, les vaccins grippaux
sont préparés chaque année à partir des souches virales ayant
circulé l’année précédente. En février de chaque nouvelle année,
l’OMS fixe les souches virales qui composeront le vaccin
antigrippal de l’année suivante, en fonction des données
épidémiologiques résultant de la surveillance des virus influenza
circulants. Ainsi, en 2005, l’OMS a demandé le remplacement de la
souche influenza A/Fujian/411/2003(H3N2) par la souche
A/California/7/2004(H3N2) pour la préparation des vaccins. Cet
hiver, le vaccin trivalent pour l’hémisphère Nord est constitué des
souches suivantes : A/New Caledonia/20/99(H1N1)-like virus,
A/California/7/2004(H3N2)-like virus et B/Shanghai/361/2002-like
virus [15]. Les cassures antigéniques correspondent à des
changements radicaux de la structure de l’hémagglutinine ou de la
neuraminidase. Elles résultent soit de réassortiments génétiques
survenant entre des virus de sous-types différents, soit du passage
direct d’un virus aviaire à l’homme. Les réassortiments génétiques
concernent les glycoprotéines de surface, aboutissant au
remplacement de l’hémagglutinine ou de la neuraminidase alors que
l’antigène nucléoprotéique NP, lui, est conservé. Il s’agit donc
toujours d’un virus de type A, puisque l’antigène de sous-type est
porté par la protéine NP. L’immunité préexistante aux cassures
antigéniques est sans effet sur le nouveau virus si bien que les
grandes pandémies surviennent suite à ce type d’événement.
En conclusion, l’introduction du virus chez l’homme pourrait se
faire selon deux mécanismes : la recombinaison entre le virus
A/H5N1 aviaire et un virus grippal humain circulant habituellement
(A/H3N2 par exemple) donnant naissance à un nouveau virus ou
l’introduction directe (l’humanisation) du virus aviaire A/H5N1. En
1918, l’épidémie de grippe dite « espagnole » était liée
à l’humanisation d’un virus aviaire A/H1N1. Des études récentes
menées sur des cadavres d’inuits et de norvégiens conservés dans
les sols glacés ont permis de séquencer une partie du génome viral
[13]. Ces études montrent que le virus A/H1N1 présentait 10
mutations d’acides aminés (4 positions sur PA, 1 sur PB1 et 5 sur
PB2) qui ne sont pas retrouvées chez les virus aviaires qui
circulent habituellement. Il aurait donc suffit de 10 mutations
pour que le virus A/H1N1 s’humanise… Certaines de ces mutations ont
été retrouvées dans les séquences d’isolats de virus A/H5N1 qui
circulent actuellement : 7 mutations sur les 10 rapportées
pour le virus A/H1N1.
Épidémiologie des infections grippales
En général, les virus grippaux de type A se manifestent sous la
forme de pandémies, d’épidémies ou de cas sporadiques avec une
périodicité saisonnière très marquée. Ils provoquent des maladies
graves, souvent mortelles chez les sujets à risque (notamment les
personnes de plus de 65 ans). Le principal caractère
épidémiologique de ce virus est son grand pouvoir de diffusion qui
entraîne un taux de morbidité élevé et une mortalité non
négligeable. Dans le monde vétérinaire, des virus grippaux
comparables à ceux qu’on trouve chez l’homme infectent
naturellement les porcs, les oiseaux domestiques ou sauvages, les
chevaux mais aussi les baleines, phoques, visons, etc. Il s’agit
toujours de virus de types A ou C [16]. Les sérotypes A/H3N7,
A/H3N8, A/H7N7 et A/H7N8 sont retrouvés chez le cheval, les
sérotypes A/H1N1, A/H1N2, A/H3N1 et A/H3/N2 chez le porc et tous
les autres sérotypes sont retrouvés chez les oiseaux. La grippe
aviaire est une affection virale à tropisme respiratoire, entérique
ou nerveux atteignant les volailles et oiseaux domestiques ou
sauvages. La forme la plus grave se manifeste par une maladie aiguë
et généralisée à l’origine d’une très forte mortalité. Cette forme
clinique particulièrement grave était appelée antérieurement “
peste aviaire ”. Cette dénomination a été modifiée en “ infection à
virus influenza très pathogène ” lors du symposium de Beltsville en
1981. Le virus A/H5N1 a été isolé pour la première fois en 1997, à
Hong-Kong, à partir d’oiseaux morts. L’épidémie avait eu de lourdes
conséquences économiques avec l’abattage de 1,5 million de
volailles. Dix-huit cas humains dont six décès avaient alors été
décrits. Depuis 1997, le virus A/H5N1 a été retrouvé dans un nombre
de plus en plus grand de pays sur les continents asiatique,
africain et européen. Les virus influenza sont des virus
enveloppés, ce qui explique leur fragilité dans l’environnement.
Les facteurs physiques comme la chaleur, l’acidité ou la sécheresse
les inactivent facilement. De même, la plupart des agents chimiques
(désinfectants et détergents) sont actifs. Par contre, les virus
influenza sont protégés dans des milieux organiques comme les
matières fécales, qui augmentent leur résistance à l’inactivation
chimique ou physique. De façon générale, les conditions froides et
humides favorisent la persistance du virus dans l’environnement. Il
peut par exemple résister dans du lisier en hiver pendant
100 jours, dans des matières fécales pendant 30 à
35 jours à 4 °C et 7 jours à 20 °C. De même, le virus
peut persister dans des eaux contaminées (mares, étangs) pendant
30 jours à 4 °C et seulement 4 jours à 22 °C.
Classiquement, la transmission interhumaine des virus grippaux
se fait lorsqu’un individu infecté génère à la faveur
d’éternuements des aérosols (moins de 5 microns de diamètre)
permettant au virus d’atteindre le nasopharynx et les bronchioles.
Elle se fait également par l’inhalation de gouttelettes de Pflügge
(parole), la toux (plus de 5 microns de diamètre) et le contact
direct qui ne permettent alors au virus qu’une atteinte des voies
respiratoires supérieures. La dose infectante est environ 100 fois
plus faible dans le cas d’une transmission par aérosols (qui est de
l’ordre de quelques doses infectieuses) [17]. Le virus A/H5N1 se
transmet difficilement à l’homme, il est présent essentiellement
chez les animaux qui en constituent le réservoir viral. La
transmission à l’homme se fait par contact direct et indirect avec
des animaux infectés : lors de l’abattage, du dépeçage ou du
plumage d’oiseaux porteurs du virus, de la manipulation de
volailles infectées non cuites, au contact du sang d’oiseaux
infectés. La consommation de viande de volaille cuite à une
température supérieure à 70 °C (les différentes parties de la
volaille doivent être cuites) ne présente aucun risque. Par contre,
la congélation des volailles ne détruit pas le virus. En 1997, les
premiers cas humains d’infection par le virus A/H5N1 sont apparus
chez des personnes vivant ou travaillant au contact étroit
d’oiseaux. Dix-huit cas d’infections humaines par le virus A/H5N1
ont été décrits à Hong-Kong, en 2004, 44 cas sont survenus en
Thaïlande suggérant un certain degré d’adaptation du virus à
l’homme. Les professionnels qui se sont occupés de l’abattage des
oiseaux infectés ont présenté une séroconversion vis-à-vis du virus
A/H5N1 sans développer de signes cliniques d’infection respiratoire
[18]. Actuellement, la transmission interhumaine du virus A/H5N1
reste encore limitée. Elle semble le résultat de contacts intimes
et répétés avec des animaux ou des sujets infectés. Un seul cas de
transmission interhumaine a été documenté chez un enfant de onze
ans décédé d’une pneumopathie due au virus A/H5N1. Sa mère et sa
tante qui avaient prodigué les soins ont très probablement été
contaminées au cours de ces soins puisque l’enquête épidémiologique
n’a pas montré de contact étroit avec des volailles [19].
Pathogenèse de l’infection par le virus A/H5N1
La gravité de l’infection par le virus A/H5N1 est liée à la fois à
des caractéristiques du virus lui-même et aux interactions entre le
virus et l’organisme qu’il infecte. Au cours de l’épidémie de 1997,
des souches virales obtenues à partir de patients infectés ont pu
être étudiées. Ces analyses ont permis de mettre en évidence
certains facteurs viraux intervenant dans la virulence du virus
A/H5N1. Le virus grippal s’attache à la cellule-hôte grâce à son
hémagglutinine. L’hémagglutinine est formée de deux sous-unités,
HA1 et HA2. Par sa sous-unité HA1, elle reconnaît un acide sialique
(acide N-acétyl neuraminidique) de glycoprotéines ou de
glycolipides cellulaires. L’hémagglutinine du virus aviaire A/H5N1
reconnaît préférentiellement les acides sialiques α2,3 présents à
la surface des cellules d’oiseaux alors que l’hémagglutinine des
souches virales humaines reconnaît les acides sialiques α2,6. Les
deux types d’acides sialiques, α2,3 et α2,6, sont présents à la
surface des cellules humaines [20]. Après son attachement, la
particule virale entre dans la cellule-hôte par endocytose. Dans la
vacuole d’endocytose, la particule virale est exposée à un pH acide
qui induit des modifications conformationnelles de
l’hémagglutinine. Ce changement de conformation rend le peptide de
fusion porté par la sous-unité HA2 de l’hémagglutinine accessible
aux enzymes cellulaires. Les virus grippaux peu pathogènes pour
l’homme présentent un peptide de fusion constitué par un seul
résidu basique (arginine) [12]. Ce résidu basique est reconnu
spécifiquement par les enzymes cellulaires de type trypsine qui
sont présentes dans les cellules du tractus respiratoire ou du
tractus gastro-intestinal. En l’absence de clivage de
l’hémagglutinine par des enzymes cellulaires, le cycle de
réplication virale s’arrête. L’hémagglutinine du virus A/H5N1 peut
être clivée par des protéases cellulaires appartenant à la famille
des furines qui sont présentes dans un grand nombre de cellules. De
cette manière, le virus A/H5N1 peut disséminer dans un plus grand
nombre de tissus que les autres virus grippaux. Par ailleurs,
l’analyse de la séquence du gène de la protéine PB2 a montré une
modification de la protéine (substitution d’un résidu glutamine en
lysine, en position 627) [12]. Cette substitution potentialise le
déclenchement de la réplication virale dans les cellules. Enfin, la
protéine NS1 présente aussi une substitution (glutamine en arginine
en position 92) qui induit une résistance du virus à l’effet
inhibiteur des interférons et du tumor necrosis factor α (TNFα)
[12]. Cette substitution est aussi responsable d’une réplication
virale prolongée chez le porc [12]. Depuis 1997, le virus A/H5N1
continue d’évoluer : l’antigénicité du virus évolue, le
spectre des espèces d’oiseaux susceptibles d’être infectés
augmente. Le virus est désormais capable d’infecter les félidés.
Enfin, la stabilité du virus dans l’environnement augmente. Toutes
ces observations montrent que le virus A/H5N1 évolue rapidement.
Nous ne savons pas encore où mèneront ces évolutions mais elles
semblent converger vers la constitution d’un virus proche de celui
qui fut responsable de l’épidémie de grippe de 1918. Comme nous
l’avons vu précédemment, les virus A/H5N1 qui sont responsables de
l’épizootie actuelle appartiennent au génotype Z. Pour des raisons
qui restent inconnues pour le moment, ce génotype est connu comme
étant particulièrement virulent.
À côté des caractéristiques propres du virus qui peuvent
expliquer sa forte pathogénicité, les réactions développées par
l’organisme infecté influencent l’évolution de la maladie. La
dissémination du virus A/H5N1 n’est pas encore bien connue mais on
sait déjà que la période de réplication virale est prolongée par
rapport aux infections grippales communes [21]. Le virus peut être
détecté dans le nasopharynx pendant 3 à 16 jours (médiane à
6,5 jours), chez les patients hospitalisés. Dans le
nasopharynx, la réplication a lieu à un niveau plus faible que lors
des infections grippales communes. L’ARN du virus A/H5N1 est aussi
retrouvé dans les selles des patients infectés mais absent de leurs
urines, suggérant que le virus se réplique dans le tractus
gastro-intestinal et expliquant les épisodes de diarrhée associés à
l’infection. Chez les patients infectés, le virus est retrouvé dans
le sérum 4 à 9 jours après le début de la maladie. Il est
aussi présent dans le sang, le LCR et les selles. Actuellement,
aucune contamination à partir de selles ou de sang infecté n’a été
documentée [21]. La faible transmissibilité interhumaine du virus
A/H5N1 montre que les barrières d’espèces sont encore un obstacle à
la propagation du virus. Les cas décrits jusqu’à maintenant
surviennent au sein de familles ayant des contacts étroits avec des
oiseaux, suggérant une origine de contamination commune.
L’existence éventuelle de facteurs génétiques induisant une
sensibilité particulière à l’infection par le virus A/H5N1 est une
hypothèse émise par certaines équipes mais qui demande à être
explorée. Au cours de l’épidémie de 1997, des taux élevés d’IL-6,
de TNFα, d’IFNγ et de récepteur soluble à l’IL-2 ont été observés
dans le sang des patients infectés. En 2003, on notait en plus une
élévation du taux de MCP-1 et d’autres chimiokines induites par
l’IFNγ dans le sérum des patients infectés entre le 3e
et le 8e jour après le début de la maladie. Récemment,
il a été montré que chez des patients décédés suite à une infection
par le virus A/H5N1, les taux plasmatiques de médiateurs de
l’inflammation (IL-8, IL-1b, MCP-1) étaient plus élevés que chez
les survivants [21]. Cet « orage cytokinique » pourrait
être à l’origine des lésions tissulaires (syndrome de détresse
respiratoire aigu, atteinte multiorganique, sespis) responsables du
décès de certains patients infectés par le virus A/H5N1.
Symptomatologie des infections humaines liées au virus
A/H5N1
Les premiers tableaux cliniques ont été décrits suite aux cas
humains d’infections apparus en 1997. Depuis, les éléments du
diagnostic clinique et radiologique se sont étoffés. La période
d’incubation de la maladie est de 5 à 7 jours pouvant aller
jusqu’à 17 jours. Les premiers symptômes associent une forte
fièvre (supérieure à 38,5 °C) et un syndrome grippal classique
(céphalées, arthralgies, myalgies, catarrhe oculo-nasal, trachéite
et/ou pharyngite). Une conjonctivite peut être associée. Des signes
digestifs sont souvent décrits : douleurs abdominales, diarrhée,
vomissements sont présents dans 67 à 100 % des cas selon les
séries [21]. Deux cas d’encéphalopathie avec diarrhée et sans signe
respiratoire ont été rapportés suggérant que le nombre de cas
humains diagnostiqués a pu être sous-estimé. Au 5e jour
après le début de la fièvre, une pneumopathie apparaît avec une
dyspnée de type tachypnée, une toux productive avec des
expectorations souvent teintées de sang. L’atteinte pulmonaire peut
aller jusqu’au syndrome de détresse respiratoire aiguë. Les
anomalies radiologiques sont présentes au 7e jour de la
maladie avec un infiltrat pulmonaire bilatéral extensif. Les
atteintes pleurales sont exceptionnelles. Progressivement, les
infiltrats s’étendent à l’ensemble du parenchyme complétant le
tableau de détresse respiratoire. À ce stade, des lésions
extra-pulmonaires peuvent aggraver le tableau : anomalies de la
fonction rénale, troubles cardiaques (dilatation cardiaque,
tachy-arythmie). Chez les patients hospitalisés, la maladie évolue
très souvent vers le décès, dans 33 % des cas en 1997 à
100 % des cas en 2004. Le décès survient entre 9 et
10 jours après le début des signes cliniques, il est lié à la
progression de la détresse respiratoire. Cependant, les patients
présentant un tableau clinique moins sévère notamment sans détresse
respiratoire évoluent vers la guérison dans un délai de 8 à
15 jours après le début de la maladie.
Diagnostic biologique des infections par le virus A/H5N1
Dans 60 à 80 % des cas, on note une leucopénie avec
principalement une lymphopénie associée à une thrombocytopénie
modérée [22]. Une élévation modérée des transaminases est observée
dans les mêmes proportions. Le diagnostic virologique de
l’infection repose sur la mise en évidence du virus lui-même ou
d’un de ses constituants (antigènes, fragment d’ARN). Les tests
diagnostiques sont effectués sur différents types de prélèvements
en fonction de la symptomatologie observée. En cas de signes
respiratoires, une aspiration nasopharyngée, une expectoration, un
prélèvement de gorge ou un liquide de lavage bronchoalvéolaire
pourront être analysés. En cas de diarrhée, un prélèvement rectal
et de selles doivent être testés. Chez les patients présentant une
encéphalopathie, l’étude du liquide céphalorachidien (LCR) et du
sérum peuvent permettre le diagnostic étiologique (tableau 1). Les
prélèvements doivent respecter les règles d’asepsie et être
réalisés dans un milieu de transport adapté à l’isolement viral en
culture cellulaire (Virocult® ou Viralpack®).
Les prélèvements sont réalisés le plus rapidement possible dès
qu’une suspicion d’infection par le virus A/H5N1 est évoquée. Les
échantillons biologiques sont acheminés dans un triple emballage
conforme à la réglementation ADR classe 6.2 régissant le transport
d’échantillons biologiques infectieux à visée diagnostique
(recommandation de la DGS). L’échantillon doit être transporté à 4
°C. La mise en évidence du virus se fait soit par isolement viral
sur culture cellulaire, soit par détection spécifique de l’ARN
viral par RT-PCR, soit par l’association des deux méthodes.
L’isolement viral est obtenu par culture sur des cellules de rein
de chien (MDCK), accessoirement sur des cellules de rein de singe
rhésus (LLC-MK2) ou encore par l’inoculation d’œufs embryonnés de
poulet (tableau 2)( Tableau 2 ). Comme
les autres virus grippaux, le virus A/H5N1 ne donne pas d’effet
cytopathogène spécifique. Son identification se fait donc à partir
des cellules en culture par immunofluorescence avec un anticorps
monoclonal dirigé contre la protéine NP. On définit ainsi le
sous-type A de la souche virale. Le sous-typage spécifique H5N1 se
fait soit par RT-PCR à partir du surnageant de culture, soit par
des tests d’inhibition de l’hémagglutination ou de l’activité
neuraminidase avec un panel d’antisérums de référence spécifiques
des différents sous-types [22]. Ces tests imposent de travailler
dans un laboratoire de niveau de confinement BSL3. L’ARN viral est
mis en évidence par une RT-PCR spécifique du virus A/H5N1.
Différentes stratégies sont actuellement développées :
amplification d’un fragment du gène M, commun aux virus influenza
de type A, puis en cas de positivité, détermination du sous-type
par l’amplification d’un fragment du gène de l’hémagglutinine H5,
H1 et H3 [23] ou amplification d’un fragment du gène de
l’hémagglutinine H5 spécifique du virus A/H5N1 [24]. Une étude
récente portant sur l’amplification du gène M a estimé le nombre de
copies d’ARN viral à 85 copies/μL dans le sérum, 64 copies/μL dans
le LCR, 180 copies/μL dans les prélèvements pharyngés et 98
copies/μL dans les selles [25]. Au cours de l’épidémie qui a eu
lieu au Vietnam en 2004, l’ARN viral a été retrouvé dans les
crachats du deuxième au quinzième jour après le début des signes
cliniques (médiane à 5,5 jours) et l’isolement viral à partir
de prélèvements pharyngés était positif entre le quatrième et le
huitième jour après le début de la maladie [21]. La recherche
d’antigènes viraux par des tests commerciaux utilise une méthode
d’immunofluorescence. Dans un premier temps, la présence de la
nucléoprotéine (NP) des virus influenza A est recherchée puis, en
cas de positivité, la recherche des antigènes H1, H3 et H5 permet
de préciser le sous-type viral présent. Cette méthode est moins
sensible et moins spécifique que la détection du génome viral par
isolement en culture cellulaire. En effet, la recherche rapide
d’antigènes viraux était positive dans 4 cas sur 11 patients pour
lesquels la recherche du virus par isolement viral était positive
[26]. Un test diagnostique basé sur une méthode
immunochromatographique sur membrane a été développé dans le
commerce. Cette technique n’est pas spécifique du virus A/H5N1 et
présente une sensibilité de 70 % par rapport à l’isolement du
virus sur culture cellulaire. Pour ces différentes raisons, son
utilisation n’est pas recommandée. Les tests sérologiques
recherchant des anticorps dirigés contre le virus A/H5N1 ont un
intérêt rétrospectif et servent pour les études épidémiologiques.
La méthode d’inhibition de l’hémagglutination est la méthode
standard pour le diagnostic sérologique des infections grippales :
les anticorps développés par un patient infecté inhibent l’activité
hémagglutinante de l’hémagglutinine virale. Cependant, les tests
d’inhibition de l’hémagglutination actuellement disponibles
semblent peu sensibles en raison soit de la faible immunogénicité
des virus aviaires, soit de la faible avidité des anticorps
produits, soit de la difficulté de détecter des taux faibles
d’anticorps [22]. Le diagnostic virologique d’une infection par le
virus A/H5N1 repose donc sur la positivité d’une culture virale ou
d’une RT-PCR spécifique du virus A/H5N1, ou sur la positivité d’une
immunofluorescence utilisant des anticorps monoclonaux dirigés
contre l’hémagglutinine H5. Le diagnostic sérologique nécessite
classiquement l’analyse de deux sérums prélevés à trois semaines
d’intervalle et doit montrer une augmentation d’au moins quatre
fois du titre d’anticorps. En France, la DGS impose que le
diagnostic virologique d’une infection par le virus A/H5N1 soit
réalisé par une méthode de RT-PCR spécifique du virus A/H5N1. Les
centres de nationaux de référence (CNR Nord à Paris et CNR Sud à
Lyon) ont mis à la disposition de laboratoires agréés un technique
de RT-PCR amplifiant un fragment du gène de l’hémagglutinine H5 (
(figure 3) ). En
cas de positivité des tests diagnostiques, les échantillons
cliniques réalisés chez un patient sont transmis au Centre national
de référence de la région concernée pour des compléments d’analyses
(isolement de la souche virale, séquençage et génotype de la souche
etc.).
Tableau 2 Tests diagnostiques utilisés dans le cadre
des infections par le virus A/H5N1. Les délais de rendus de
résultats sont donnés à titre indicatif.
|
Spécificité
|
Délai de rendu des résultats
|
|
Diagnostic direct
|
|
|
|
Isolement viral sur cellules MDCK, LL-MK2 ou œufs embryonnés de
poulet associé au sous-typage par RT-PCR ou inhibition de
l’hémagglutination
|
Virus A/H5N1
|
> 48 heures
|
|
Recherche de l’antigène NP par immunofluorescence confirmée par la
recherche des antigènes H1, H3 et H5
|
Virus Influenza A puis sous-typage
|
2 heures puis 2 heures en cas de sous-typage
|
|
RT-PCR
|
En fonction des gènes cibles
|
> 24 heures
|
|
Diagnostic indirect
|
|
|
|
Test d’inhibition de l’hémagglutination
|
Virus A/H5N1
|
24-48 heures
|
Agents antiviraux
In vitro, deux molécules inhibitrices de la neuraminidase sont
actives sur le virus A/H5N1 : l’oseltamivir
(Tamiflu®) et le zanamivir (Relenza®). Un
autre inhibiteur de la neuraminidase, le peramivir, est
actuellement en cours d’évaluation. Sur le plan thérapeutique, les
recommandations actuelles sont de traiter les patients suspects
d’infection par le virus A/H5N1 par un inhibiteur de la
neuraminidase en attendant les résultats des examens de
laboratoire. Les doses optimales et la durée des traitements sont
encore en cours d’évaluation. En effet, les posologies
d’oseltamivir préconisées au cours de l’épidémie de 1997 seraient
insuffisantes pour éradiquer les souches A/H5N1 qui circulent
actuellement. Le traitement par oseltamivir nécessiterait des doses
plus fortes et une durée plus longue pour être efficace [27]. Des
souches virales résistantes à l’oseltamivir sont apparues chez
16 % des patients traités par l’oseltamivir [28]. Ces souches
virales sont moins infectieuses en culture cellulaire que la souche
A/H5N1 d’origine et restent sensibles au zanamivir [29, 30]. La
souche de virus A/H5N1 circulant en 2004 était fortement résistante
aux inhibiteurs de la protéine M2, amantadine et rimantadine, dont
l’utilisation est donc déconseillée.
Vaccination contre le virus A/H5N1
Les vaccins produits chaque année pour lutter contre la grippe sont
constitués de virus inactivés produits par culture sur œufs
embryonnés de poulet. Étant donné la forte pathogénicité du virus
A/H5N1 vis-à-vis des poulets, la production d’un vaccin par cette
méthode classique est impossible. Différentes approches ont été
développées pour contourner ce problème : méthode de génétique
inverse, synthèse d’une hémagglutinine recombinante, vaccination
par de l’ADN, etc. [22]. Un vaccin expérimental basé sur une
méthode de génétique inverse pour protéger spécifiquement contre le
virus A/H5N1 a été testé. Il apporte une immunité protectrice chez
l’animal contre le virus A/H5N1 ayant servi à synthétiser le vaccin
(virus homologue) et aussi contre d’autres souches H5 (virus
hétérologues). Les essais cliniques chez l’homme sont en cours.
D’autres essais de vaccination ont été réalisés avec une souche de
virus A non pathogène H5N3 isolée en 1997. Ce candidat-vaccin
induit la synthèse de taux élevés d’anticorps protecteurs mais
nécessite l’utilisation de quantités importantes d’adjuvant MF59
qui peut induire des effets secondaires sévères. Enfin, les essais
de vaccination par de l’ADN se sont révélés décevants, les
anticorps induits par la vaccination ne protégeant pas contre les
virus A/H5N1 hétérologues.
Conclusion
Malgré( Tableau 3 ) la survenue de
quelques cas humains, l’épidémie de virus A/H5N1 hautement
pathogène est pour le moment une épizootie. À ce titre, elle fait
l’objet d’une surveillance rapprochée par l’Organisation mondiale
de la santé animale, l’OIE (http://www.oie.int). Cet organisme
mondial s’appuie sur un réseau vétérinaire régional qui surveille
toutes les maladies animales et particulièrement, l’épidémie de
virus A/H5N1 hautement pathogène. Elle centralise tous les nouveaux
cas animaux déclarés dans le monde, fait le point sur l’évolution
des foyers infectieux déclarés, propose des mesures de surveillance
et de prévention de l’épidémie et aussi une aide pour l’éradication
de foyers déclarés. L’OIE dispose aussi de laboratoires de
référence chargés de confirmer les cas déclarés, de recenser les
souches virales isolées chez des animaux afin de les caractériser
et de les comparer. Ces analyses scientifiques permettent de
surveiller l’évolution des souches virales qui circulent chez les
animaux sauvages et domestiques. C’est ainsi, par exemple, qu’on a
pu suivre la dissémination des souches virales de génotype Z.
Parallèlement, l’apparition des premiers cas humains d’infection
par le virus A/H5N1a entraîné la mise en alerte du réseau de
surveillance de l’OMS (http://www.who.int). De la même façon que
l’OIE au niveau animal, l’OMS recense tous les cas humains
déclarés, dispose de laboratoires scientifiques qui confirment (ou
infirment) les cas possibles et réalise une synthèse régulière de
l’évolution de l’infection chez l’homme. En France, l’InVS
(http://www.invs.fr) fait régulièrement la synthèse des données
animales et humaines au plan mondial et national, propose des
fiches pratiques destinées aux professionnels de santé :
définition des cas possibles d’infection, prise en charge des
patients, questionnaires épidémiologiques à remplir, etc. Ces
différents réseaux de surveillance permettent de suivre l’évolution
de l’infection. Jusqu’à maintenant, plusieurs pandémies de grippe
ont été décrites, surtout au XXe siècle. Grâce aux
connaissances accumulées à la fois sur les migrations des oiseaux
mais aussi sur les virus aviaires, l’évolution d’une épizootie de
grippe aviaire peut être suivie de manière très précise. De même,
c’est la première fois qu’on est en mesure de surveiller
l’évolution des souches virales circulantes chez les animaux et
celles qui sont passées chez l’homme. Toutes les informations
disponibles peuvent parfois donner un sentiment de panique face à
une épidémie qui semble évoluer inéluctablement mais elles
permettent aux différents acteurs de disposer en temps réel des
informations, d’alimenter les réflexions scientifiques et de mettre
en place des mesures préventives. Ainsi en 2003, lors de
l’apparition du virus du Sras, la mobilisation mondiale lancée par
l’OMS a permis de définir rapidement la maladie clinique, de
proposer des solutions thérapeutiques, de caractériser le virus
SARS-CoV, de mettre en place des mesures radicales pour
circonscrire la maladie à quelques foyers infectieux. C’est ainsi
que finalement, l’épidémie a fait relativement peu de victimes.
Dans l’état actuel des connaissances, il est impossible de savoir
si une nouvelle épidémie d’infection à virus du Sras est à craindre
ou d’affirmer que le virus aviaire A/H5N1 sera responsable de la
prochaine pandémie de grippe que le monde entier redoute. Mais nous
disposons des moyens scientifiques de surveiller ces maladies et
d’essayer de les contrer.
Tableau 3 Conduite à tenir devant un cas possible
d’infection par le virus A/H5N1. Recommandations de la DGS
(http://www.sante.gouv.fr/htm/dossiers/grippe_aviaire/).
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Devant tout cas possible
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- le praticien libéral doit contacter le Samu-centre 15 qui exclura
le cas au regard de la définition ou contactera à son tour
l’InVS ;
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- le praticien hospitalier du service des urgences, de maladies
infectieuses ou de réanimation prenant directement en charge un cas
suspect dans un établissement de santé exclura le cas au regard de
la définition ou contactera à son tour l’InVS.
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Dès confirmation en cas possible
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- le Samu-centre 15 ou le praticien hospitalier en établissement de
santé contactera la DDASS en transmettant les coordonnées du
patient et l’existence éventuelle de cas co-exposés. Le cas
échéant, le médecin traitant du patient sera contacté ;
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- le praticien hospitalier du service des urgences, de maladies
infectieuses ou de réanimation réalise le prélèvement en respectant
les règles d’asepsie les plus strictes et en portant des lunettes
de protection et un masque de protection FFP2. Il complète la fiche
de renseignements fournie par la DGS, et remet le prélèvement
pré-conditionné triple emballage à 4 °C, au laboratoire ;
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- le laboratoire hospitalier contacte le laboratoire de
l’établissement de santé P3 agréé pour la réalisation de la RT-PCR
grippe pour l’informer et valider les modalités d’acheminement. Il
contacte sans délai le prestataire de transport ;
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- L’InVS informe le Centre national de référence concerné.
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Remerciements
Nous remercions l’ensemble du personnel du service de virologie du
CHRU de Lille et particulièrement G. Drode, V. Lambert, P. Lekeux,
J. Ogiez, J.M. Pouillaude et B. Wion, P. Olivier pour la formation
au travail en laboratoire BSL3, J.T. Aubin et S. van Der Werf de
l’Institut Pasteur de Paris pour la mise à disposition des
techniques de RT-PCR du virus A/H5N1 et du virus du SRAS et des
contrôles positifs.
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