ARTICLE
Auteur(s) :, H Mezzour, F Neffati, MF Najjar*
Laboratoire de biochimie-toxicologie, CHU Monastir, Tunisie
Article reçu le 6 Decembre 2004, accepté le 16 Février 2005
Les oxalates et les phosphates de calcium représentent les
principaux agents retrouvés dans les lithiases rénales. En effet,
même en milieu neutre, ces composés peuvent précipiter sous forme
cristalline, induisant la formation de lithiases calciques aux
effets néfastes tant au niveau organique que fonctionnel et
indiquant souvent, au bout du compte, une extraction chirurgicale
du calcul [1, 2].Le citrate est un puissant complexant du calcium
capable d’abaisser la sursaturation urinaire en oxalate et en
phosphate de calcium. Par ailleurs, le citrate, en limitant les
interactions entre le calcium et les macromolécules urinaires, joue
un rôle facilitant l’effet anti-agrégant de protéines urinaires
douées de propriétés inhibitrices comme la protéine de
Tamm-Horsfall [3, 4]. Une hypocitraturie inférieure à 1 mmol/L,
fréquente chez les sujets lithiasiques (15 à 60 % selon les
groupes étudiés), demeure dans 3 à 5 % des cas la seule
anomalie biologique permettant d’expliquer le processus lithiasique
[5, 6].Dans le présent travail, une réévaluation complète du dosage
des citrates urinaires par la méthode colorimétrique de Millan [7]
a été effectuée dans le but d’améliorer et ses performances
analytiques (domaine de mesure, précision, exactitude) et sa
praticabilité par l’automatisation. La validation de la méthode de
dosage a été effectuée selon les recommandations de la SFBC pour la
validation analytique de techniques [8]. Le principe de cette
méthode repose sur la quantification, en milieu acide, du complexe
jaune formé entre le chlorure de fer III et l’acide citrique
urinaire, mesurable à 390 nm après précipitation des phosphates
urinaires avec des sels de magnésium en milieu ammoniacal.
Matériel et méthodes
Réactifs
Le réactif précipitant [7] est composé d’une solution de chlorure
de magnésium MgCl2 à 0,2 M, préparée par dissolution de
40,66 grammes de cristaux (MgCl2, 6H2O :
PM = 203,3 ; Fluka AG®, Buchs, Suisse) dans de
l’eau distillée en quantité suffisante (QSP) pour un volume final
de 1 000 mL. Ce réactif est ajouté à l’échantillon
préalablement alcalinisé par de l’ammoniaque NH4OH à
28 %, prêt à l’emploi (Biotechnica®, Tunis,
Tunisie).
Le réactif complexant [7] est composé d’une solution de chlorure
de fer III à 18 mmol/L, préparée par dilution de 7,13 mL d’une
solution mère à 41 % de
(FeCl3, 6H2O : PM = 162,2 : d
= 1,45 ; Riedel-de Haën®, Seelze, Allemagne) dans
une solution d’acide chlorhydrique HCl 1M QSP 1 000 mL,
elle-même obtenue à partir d’une solution d’acide chlorhydrique HCl
à 10 M préparée par dilution de l’acide chlorhydrique concentré à
12,6 M ; d = 1,18 (Fisher Scientific®, Leicester,
Royaume-Uni) dans de l’eau distillée. À partir de cette solution,
une autre solution tampon d’acide chlorhydrique HCl à 0,01 M, a été
préparée et contrôlée à pH 2 avec un pH-mètre.
Une gamme d’étalonnage à 14 niveaux de concentrations d’acide
citrique (0,0 ; 0,5 ; 1,0 ; 2,0 ; 3,0 ;
4,0 ; 5,0 ; 8,0 ; 10,0 ; 12,0 ;
15,0 ; 17,0 ; 20,0 et 25,0 mmol/L) a été préparée, à
partir d’une solution d’acide citrique à 25 mmol/L, elle-même
obtenue par dilution d’une solution mère à 100 mmol/L, préparée par
dissolution de 21,014 grammes de cristaux d’acide citrique
(C6H8O7, H2O :
PM = 210,14 ; Fluka AG®, Buchs, Suisse) dans de
l’eau distillée QSP 1 000 mL (stable à température
ambiante), puis congelée à – 20 °C.
La corrélation a été effectuée par rapport à une méthode
enzymatique colorimétrique [9, 10] (Citrate E-340-U, Réf.
B10301 ; Sobioda, Laboratoire Bioréa®, Talant,
France, commercialisée en Tunisie par Mediatec SA).
Échantillons
Un pool d’échantillons urinaires a été ensemencé avec une souche
pure de Klebsiella pneumoniae, (germe métabolisant le citrate [6]),
puis incubé pendant une semaine à température ambiante. Cette urine
dépourvue de citrate a été centrifugée avant utilisation, puis
après précipitation des phosphates, des aliquotes ont été
surchargés en citrates pour avoir des concentrations finales de
0,0 ; 0,5 ; 1,0 ; 2,0 ; 3,0 ; 4,0 ;
5,0 ; 8,0 ; 10,0 ; 12,0 et 15,0 mmol/L. Ce pool
a servi pour l’étude du profil de précision et de l’exactitude.
Trois fractions titrant 0,5 ; 5,0 et 10,0 mmol/L en citrates,
ont servi à l’évaluation de la reproductibilité intrasérielle,
tandis que trois autres fractions, titrant 1,24 ; 6,20 et 12,4
mmol/L en citrates, ont servi à l’évaluation de la reproductibilité
intersérielle d’une part, et ont été surchargées en phosphates au
moyen d’une solution de phosphate dipotassique à 250 mmol/L
(préparée par dissolution de 5,7037 grammes
(K2HPO4, 3H2O : PM =
228,15 ; Fluka AG®, Buchs, Suisse) dans de l’eau
distillée QSP 100 mL, pour évaluer l’influence des phosphates
urinaires sur le dosage d’autre part. Les concentrations finales
des urines en phosphates étaient 0,0 ; 2,5 ; 5,0 ;
10,0 ; 15,0 ; 20,0 ; 25,0 ; 30,0 ;
35,0 ; 40,0 ; 45,0 et 50,0 mmol/L. Un pool de 64 urines
prélevées le même jour, avec des concentrations en citrates allant
de 0,13 à 14,9 mmol/L, ont servi pour la corrélation avec la
méthode enzymatique ainsi que pour la validation finale de la
méthode sur automate.
Appareils de mesure
Le pH de la solution tampon a été contrôlé par un pH-mètre
(Mettler-Toledo® MP220, commercialisé en Tunisie par
Technolab SA). L’évaluation de la méthode de Millan a été effectuée
au moyen d’un spectrophotomètre à réseau UV-Visible
(Hitachi® U-2000, Tokyo, Japon). La technique modifiée a
été adaptée sur un automate multiparamétrique de transfert
(Thermoclinical Labsystems® : Konélab 30, Finlande
commercialisé en Tunisie par Bio instruments SA).
Analyse statistique
Le test t de Student a été utilisé pour les comparaisons
statistiques. Les résultats exprimés en moyenne ± un écart-type
avec un seuil de significativité p < 0,05. Tous les calculs ont
été effectués au moyen du logiciel Microsoft Office Excel 2003 de
Microsoft® sur Windows®.
Étape préanalytique
Recueil et conservation du prélèvement
Pour éviter la consommation du citrate par suite d’une
contamination bactérienne pendant la période de recueil, il est
nécessaire que l’urine soit collectée sur azoture de sodium (1-2
mg) ou sur acide chlorhydrique (1 % du volume final). Si le
dosage est différé de plus de 24 heures, les prélèvements
doivent être conservés par congélation à – 20 °C au maximum pendant
un mois. Il est important que le dosage de la citraturie soit
différé d’au moins trois jours après guérison chez les patients
présentant une infection connue des voies urinaires, en particulier
à germes citrate (+) [6].
Préparation de l’échantillon pour le dosage
Tous les échantillons congelés sont homogénéisés et centrifugés
après décongélation pour éliminer les particules solides, cristaux,
cellules et agrégats protéiques non dissous dans les urines [7].
Étape analytique
Préparation de l’urine déphosphatée par précipitation des
phosphates urinaires avec du MgCl2 à pH alcalin
Les phosphates se lient réversiblement aux ions ferriques en milieu
acide. De ce fait, 4,0 mL d’urine sont additionnés de 100 μL
de NH4OH à 28 %, suivi de 900 μL de réactif
précipitant. On procède à une centrifugation à 4 000 g pendant 10
minutes, après quoi on transvase le surnageant alcalin dans un tube
en polypropylène de 5 mL. On ré-acidifie par addition de 100
μL d’HCl 10 M, suivie d’une douce agitation et d’un contrôle du pH
si nécessaire (pH 2) [7].
Protocole opératoire de la technique originale
À 250 μL d’urine sans phosphate, on ajoute 4,5 mL HCl 0,01 M
et 250 μL de réactif complexant (la réaction est immédiate). La
lecture est faite en point final après une minute à 390 nm par
rapport à un étalon (10,0 mmol/L) et un blanc réactif (4,75 mL
de tampon HCl 0,01 M et 250 μL de réactif complexant). Le blanc
réactif et le standard subissent le même protocole que
l’échantillon [7].
Protocole opératoire de la technique modifiée
À 3 mL d’urine sans phosphate, on ajoute 300 μL de réactif
complexant. La lecture est faite en point final à 390 nm au bout
d’une minute par rapport à des blancs échantillons, après calibrage
linéaire en deux points (0,0 et 5,0 mmol/L), ou non linéaire en
douze points (( figure
1 )). La coloration est stable pendant 2 heures. Le
blanc échantillon comporte 3,0 mL d’urine déphosphatée et 300
μL de HCl 0,01 M). Le blanc réactif comporte 300 μL de réactif
complexant et 3 mL de tampon pH 2. Le blanc réactif et le
standard subissent le même protocole que l’échantillon.
Paramètres étudiés
La méthode originale de Millan ainsi que sa variante en modes
manuel et automatisé, ont été évaluées à 14 niveaux de
concentrations provenant de la gamme d’étalonnage et d’urines
surchargées, selon les recommandations de la SFBC pour la
validation analytique des techniques de dosage : la limite de
linéarité (LL) correspondant au point d’inflexion de la
courbe de calibration permettant de fixer la concentration maximale
déterminée par le système analytique sans dilution préalable, la
limite de détection (LD) du système analytique étant
évaluée par la détermination de la moyenne Xm et de
l’écart-type SD à partir de 10 mesures de blancs
réactifs par la méthode : LD = Xm + 3
SD. La précision ainsi que la stabilité des réactifs ont
été appréciées par l’évaluation de la répétabilité, des
reproductibilités intra- et intersérielle au moyen d’un contrôle de
qualité interne effectué sur 14 jours. L’exactitude a été
évaluée par le test de dilution ainsi que par la technique des
mélanges. Un seuil de 5 % a été retenu comme limite
acceptable. Le rapport R =
Véchantillon/Vréactif optimal a été déterminé
pour une meilleure sensibilité et un large domaine de mesure. Des
spectres différentiels du blanc réactif, de l’échantillon et du
blanc échantillon ont été analysés pour sélectionner la longueur
d’onde optimale de lecture. L’influence de la surcharge en
phosphates urinaires (susceptibles de complexer le fer) a également
été évaluée. Après validation de la technique modifiée, cette
dernière a été adaptée sur l’automate multiparamétrique de
transfert Konélab 30 et corrélée avec la méthode manuelle d’une
part, et avec la méthode enzymatique d’autre part.
Résultats
Évaluation de la méthode originale de Millan
Pour l’étude de la linéarité, la précision et l’exactitude, chaque
point a été testé 5 fois (n = 5). La méthode retrouvée est linéaire
jusqu’à 22,5 mmol/L avec une sensibilité faible ;
S1 = 0,006 A/mmol/L. L’équation de régression est
de : A = 0,0066×C (mmol/L) + 0,1267 ; r = 0,9999 (A =
absorbance et C = concentration en citrate en mmol/L). L’exactitude
est satisfaisante seulement au-delà de 3,0 mmol/L avec une
excellente corrélation (Y = 1,0092 X + 0,0051 ; r = 0,9983).
La précision est satisfaisante seulement à partir de 5,0 mmol/L ((
figure 2A )). La
limite de détection (n = 10) calculée est de LD = 1,48
mmol/L.
Détermination du rapport R =
Véchantillon/Vréactif optimal
La sensibilité du signal (S = ΔA/mmol/L) a été testée en fonction
du rapport R = Véchantillon/Vréactif (( figure 3 )). L’analyse
prévisionnelle suit une loi hyperbolique et montre que le rapport
optimal se situe entre 22 et 30.
Analyse des spectres différentiels du blanc réactif, de
l’échantillon et du blanc échantillon
La linéarité ainsi que l’intensité du signal ont été étudiées à 4
longueurs d’onde différentes (370, 380, 390 et 400 nm). La ( figure 4 ) montre une
sensibilité croissante de la réaction en fonction de la longueur
d’onde. Elle est maximale à 370 nm et minimale à 400 nm. Les
spectres différentiels de l’échantillon et du blanc réactif ont été
établis afin de sélectionner la longueur d’onde optimale de
lecture. La ( figure
5 ) montre que la réaction est très sensible jusqu’à 380 nm
avec un pic de sensibilité à 375 nm. Cette sensibilité chute
brusquement à 385 nm pour s’annuler au-delà de 400 nm.
Au total, un protocole modifié a été adopté, ramenant le rapport
R = Véchantillon/Vréactif à 10 (contre 0,05
pour la méthode originale) pour une sensibilité et une linéarité
optimales, avec une mesure faite en point final à 390 nm en mode
manuel et à 380 nm sur l’automate Konélab 30 (seul filtre
disponible).
Évaluation et validation de la méthode modifiée
Domaine de mesure : la réaction est linéaire au 1er
degré (type y = ax+b) jusqu’à 6,0 mmol/L, et suit une régression de
second degré (type y = ax2+bx+c) jusqu’à 17 mmol/L ((
figure 1 )).
Sensibilité et limite de détection (n = 10) : la
sensibilité de la méthode modifiée est au moins 13 fois supérieure
à la méthode originale et a pour valeur : S2 =
0,0786 A/mmol/L. Quant à la limite de détection, elle est de
loin meilleure (LD = 0,2 mmol/L) que celle de la méthode
originale (1,48 mmol/L).
La répétabilité varie de 0,05 à 3,42 % à 11 niveaux de
concentration allant de 0,5 mmol/L à 17 mmol/L, selon le calibrage
de second degré. Chaque échantillon a été dosé 5 fois.
Le profil de précision (n = 60) est très satisfaisant sur tout
le domaine de mesure avec un coefficient de variation maximum égal
à 2,87 % pour une concentration de 0,5 mmol/L (( figure 2B )). En prenant un
CV % à 5 % comme référence, le domaine d’utilisation pratique
alliant précision et linéarité serait de 0,3 à 17 mmol/L.
La reproductibilité intrasérie est effectuée sur 14 échantillons
d’urines surchargées en citrates, à trois niveaux de concentration
(0,50 ; 5,00 ; 10,00 mmol/L) (tableau 1( Tableau 1 )). La reproductibilité intrasérie est
très satisfaisante et reste en deçà de 4,00 %, l’exactitude
l’est aussi de même. La reproductibilité intersérie est effectuée à
trois niveaux de concentrations (1,24 ; 6,20 et 12,40
mmol/L) sur trois échantillons d’urines aliquotés et congelés à –
20 °C. La décongélation est faite à température ambiante au moment
du dosage (tableau 1). La reproductibilité intersérie est
excellente et demeure sous 5,60 % pour les trois niveaux de
concentrations testés.
L’exactitude par le test de dilution (n = 60) est très
satisfaisante sur tout le domaine de mesure avec une droite de
régression d’équation : y = 1,0268 x + 0,0395 ; r =
0,9997
Tableau 1 Reproductibilité intra- et intersérie.
|
Reproductibilité intrasérie
|
Reproductibilité intersérie
|
|
Concentrations cibles (mmol/L)
|
0,50
|
5,00
|
10,00
|
1,24
|
6,20
|
12,40
|
|
Moyenne (mmol/L) (n = 14)
|
0,52
|
5,02
|
10,09
|
1,25
|
6,25
|
12,45
|
|
Écart-type (mmol/L) (n = 14)
|
0,02
|
0,10
|
0,19
|
0,07
|
0,13
|
0,29
|
|
Coefficient de variation (%)
|
4,00
|
1,99
|
1,88
|
5,60
|
2,08
|
2,33
|
|
Coefficient d’exactitude (%)
|
3,84
|
0,39
|
0,89
|
0,80
|
0,80
|
0,40
|
Analyse de l’interférence des phosphates sur la détermination
de la citraturie sur la méthode modifiée
L’interférence des phosphates sur la détermination de la citraturie
(n = 60) par la méthode modifiée a été étudiée, en surchargeant des
urines par des concentrations croissantes de phosphates de
potassium. La méthode s’est révélée parfaitement insensible jusqu’à
des taux de surcharge en phosphates de 50 mmol/L, et ce à trois
niveaux de concentrations en citrates (C1 = 1,24
mmol/L ; C2 = 6,20 mmol/L ; C3 =
12,4 mmol/L). L’interférence des phosphates est non significative
pour un risque de 5 % (0,148 ≤ p ≤ 0,980 ; test de Student.).
Adaptation sur automate multiparamétrique de transfert Konélab
30 et corrélation avec la méthode manuelle
La réaction étant linéaire jusqu’à 6,0 mmol/L, nous avons opté pour
un calibrage linéaire en double point avec un étalon primaire titré
à 5,0 mmol/L d’acide citrique contre de l’eau bidistillée et une
lecture en point final à 380 nm (la réaction étant très peu
sensible à 405 nm).
La corrélation entre les citraturies en manuel et les valeurs
mesurées sur Konélab 30 est excellente (y = 0,7135 x –
0,0033 ; r = 0,9999) avec un profil de précision très
satisfaisant sur tout le domaine de mesure (( figure 2C )) et surtout une
limite de détection améliorée (LD = 0,09 mmol/L). Le
domaine d’utilisation sur l’automate s’étale donc de 0,12 à 18
mmol/L avec une limite de CV % à 5 % et avec une post-dilution
au tiers. Nous avons noté une pente plus basse pour les valeurs sur
automate, nécessitant un facteur de correction égal à 1,4015. Ce
facteur de correction trouve son explication par deux faits :
d’une part, l’étalon d’acide citrique utilisé sur l’automate n’a
pas subi les mêmes étapes de déphosphatation que les échantillons
dosés en mode manuel, ce qui d’emblée impose une majoration du
résultat d’un facteur F1 = 1,275 ; d’autre part, le
paramétrage comprend une lecture d’un blanc-échantillon d’une urine
déphosphatée mais pure, c’est-à-dire sans addition du tampon pH 2
au lieu du réactif (nous avons opté pour cette méthodologie pour
améliorer la reproductibilité intrasérie, en diminuant les étapes
analytiques), ce qui nous amène à une seconde majoration du signal
d’un facteur F2 = 1,1.
Au total, le facteur de correction total F s’exprime comme
suit : F = F1 × F2 = 1,275 × 1,1 = 1,4025
Ce facteur final correspond quasi exactement à la correction
nécessaire (F = 1,4015) au redressement de la pente de la courbe
d’étalonnage sur le Konélab 30 pour un rendu exact des résultats.
La corrélation effectuée sur 64 urines prélevées le jour même a
donné une droite de régression ayant pour équation : y =
1,0132 x + 0,0422 ; r = 0,9999
Corrélation entre la méthode de Millan modifiée et la méthode
enzymatique
La méthode enzymatique repose sur la conversion, à pH 8,2 en
présence de Zn2+, du citrate en oxaloacétate et acétate
par la citrate-lyase (E.C.4.1.3.6) [9, 10]. En présence de malate
et de lactatedéshydrogénase, ainsi que de NADH,H+,
l’oxaloacétate et son produit de décarboxylation, le pyruvate, sont
réduits respectivement en L-malate et L-lactate avec oxydation du
NADH,H+ dont la disparition est suivie à 340 nm. La
corrélation entre les deux méthodes (n = 64) sur une échelle de
concentration allant de 0,13 à 14,9 mmol/L est excellente avec une
droite de régression ayant pour équation :
y = 0,9956 x + 0,1336 ; r = 0,9962
Discussion
L’acide citrique est le principal acide carboxylique de l’urine
humaine. Porteur de trois acidités, il est capable de complexer le
calcium urinaire et d’abaisser la sursaturation en oxalate et en
phosphates de calcium de l’urine. En outre, il possède une activité
inhibitrice vis-à-vis de la croissance et de l’agrégation des
cristaux d’oxalates de calcium et de phosphates calciques [11].
Le dosage des citrates dans les urines peut être réalisé à
l’aide de différentes techniques [6, 12]. La méthode de dosage la
plus répandue repose sur la réaction enzymatique utilisant la
citrate lyase [9, 10]. D’autres méthodes d’apparition plus
récentes, la chromatographie ionique et l’électrophorèse capillaire
[4, 6, 12], sont utilisées dans des laboratoires spécialisés. En
1987, Millan et al. [7] ont présenté une technique colorimétrique
en point final à 390 nm, très simple pour la quantification des
citrates dans les urines. L’évaluation de cette technique a permis
de montrer que, en plus d’être peu sensible, cette technique est
peu précise dans les concentrations physiologiques (citraturie
normale : 1,5 - 6,0 mmol/24 h), rendant son intérêt
limité surtout dans le diagnostic des sujets faiblement
citrate-sécréteurs [5, 13].
La réévaluation de cette technique a porté sur deux aspects
essentiels : d’abord, l’étude de la sensibilité du signal S =
ΔA/mmol/L en fonction du rapport R =
Véchantillon/Vréactif, et ensuite la
sélection de la longueur d’onde pour une fiabilité optimale.
L’étude de la réaction en mode manuel montre qu’elle est linéaire
au 1er degré jusqu’à 6,0 mmol/L, et qu’elle suit une
régression de second degré jusqu’à 17 mmol/L (( figure 1 )). Ce résultat
permet ainsi à tout laboratoire disposant d’un spectrophotomètre
incapable d’intégrer une régression de second degré d’effectuer un
calibrage de premier degré jusqu’à une limite maximale de 6,0
mmol/L, après quoi une seconde dilution s’impose pour des
concentrations plus élevées. En outre, ce protocole demeure
pertinent d’une part, pour des spectrophotomètres peu performants
avec une limite d’absorbance n’excédant guère 1,2 A et,
d’autre part, à cause de la possible perte de sensibilité pour des
concentrations au-delà de 10 mmol/L (début d’incurvation de la
courbe). Par ailleurs, ce protocole devient souhaitable si la
réaction est automatisée, les opérations de distributions et de
post-dilutions s’en trouvant facilitées.
Si le Konélab 30 présente un avantage certain quant à
l’automatisation et la précision des étapes analytiques
(distribution, lecture automatique du blanc échantillon…), son
principal inconvénient est de ne présenter que deux filtres
optiques, l’un à 380 nm et l’autre à 405 nm. De ce fait, le choix
de la longueur d’onde de 380 nm a été surtout guidé par des
contraintes matérielles pour la méthode automatisée (seul filtre
disponible sur l’analyseur Konélab 30), la longueur d’onde de 390
nm (recommandée par Millan et al. [7]) en méthode manuelle a
surtout été employée pour s’éloigner le plus possible du spectre du
proche ultraviolet (commençant à 370 nm), source de nombreuses
interférences.
En plus d’augmenter sa fiabilité, la réévaluation de cette
technique a permis d’améliorer sa détectabilité ainsi que ses
différentes performances, surtout avec l’introduction de
l’automatisation. En effet, cette technique modifiée, simple,
rapide, peu coûteuse et aisément automatisable, est fiable et
surtout plus sensible, s’adaptant particulièrement à la détection
des sujets souffrant d’un déficit sécrétoire en citrate [5,
13].
Compte tenu des seuils de décisions diagnostiques respectifs, le
domaine de mesure est satisfaisant et reste plus étendu que ceux de
la méthode enzymatique [9, 10] (0,1 – 10,0 mmol/L) ainsi que la
chromatographie ionique [4-12] (0,01 – 5,0 mmol/L), avec un profil
de précision amélioré par rapport à la méthode originale (( figure 2 )).
Le point fort de cette adaptation reste une bien meilleure
détectabilité (LD = 0,09 mmol/L Vs LD = 1,46
mmol/L pour la méthode originale) qui reste comparable à la méthode
enzymatique [9, 10] (LD = 0,05 mmol/L) et à la
chromatographie ionique [4, 12] (LD = 0,01 mmol/L),
offrant une meilleure possibilité de dépistage des hypocitraturies
[5, 13] à moindre coût.
Par ailleurs, la méthode modifiée est fiable, reproductible et
exacte par le test de dilution. Toutes ces performances sont
améliorées par l’automatisation avec un domaine de mesure s’étalant
de 0,12 à 18 mmol/L sur l’automate multiparamétrique Konélab 30,
avec une meilleure précision et une bonne corrélation avec la
méthode manuelle modifiée.
La méthode s’est révélée insensible aux hyperphosphaturies
jusqu’à des taux de surcharge en phosphates de 50 mmol/L, et ce à
trois niveaux de concentrations (C1 = 1,24 mmol/L ;
C2 = 6,20 mmol/L ; C3 = 12,4
mmol/L).
Enfin, l’excellente corrélation avec la technique enzymatique
[9, 10] Bioréa®, moins aisée à manier, permet de
conforter cette méthode réévaluée de Millan en première place pour
le dosage des citrates dans les urines en routine dans notre
laboratoire.
Conclusion
Cette méthode de Millan modifiée, rapide, plus facile d’emploi et
automatisable, est une méthode fiable, suffisamment précise et
exacte dans un domaine de linéarité permettant de répondre à toutes
les prescriptions de ce dosage. Elle constitue en outre une
excellente alternative à faible coût pour le dosage de la
citraturie en cas d’absence du kit enzymatique ou de
chromatographie ionique ou encore d’électrophorèse capillaire, avec
une excellente fiabilité, même en cas d’hyperphosphaturie.
Références
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Gerron GG, Bleier J. Hypocitraturia in calcium
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