Plasmodium falciparum malaria attack in a patient with sickle cell disease: diagnostic difficulties but advantage of HRP II antigen detection

ARTICLE

Le diagnostic parasitologique direct, à la recherche d'hématozoaires sanguins sur frottis minces colorés au May-Grünwald-Giemsa, est positif lors d'un examen effectué le matin dans un laboratoire de ville et le soir lors de l'admission au CHU (parasitémie 19 600/mul, soit 1 % des hématies). L'identification morphologique de l'espèce responsable de l'accès se révèle délicate comme le montrent les figures 1 à 4. Les hématozoaires sont atypiques par la présence marquée de pigment malarique et les frottis polymorphes font évoquer la présence de P. malariae, malgré des hématies parasitées de grande taille. Le lendemain de l'hospitalisation, l'étude du frottis sur un nouveau prélèvement retrouve uniquement P. falciparum. En étudiant rétrospectivement les frottis analysés en ville, nous avons retrouvé ces mêmes éléments atypiques et quelques rares gamétocytes caractéristiques de P. falciparum en forme de faux. Sur tous les frottis, la drépanocytose est responsable de modifications morphologiques des hématies : falciformation, granulations pouvant évoquer des granulations de Schüffner ou des taches de Maurer, érythroblastose... La répartition des différentes formes parasitaires, au cours du temps, est résumée dans le tableau. Le pourcentage respectif des différents stades montre, rétrospectivement, une évolution synchrone rendant peu probable la présence de plusieurs espèces associées. À l'admission, la recherche de l'antigène HRP II (Parasight F, Becton-Dickinson, Grenoble, France et par ICT Malaria P. falciparum, Fumouze, France) s'est révélée positive, ce qui a permis d'identifier rapidement la présence de P. falciparum le 22 au soir. L'amplification d'ADN plasmodial par PCR selon la technique de Snounou [1] confirmera ultérieurement l'identification de la seule espèce P. falciparum et l'absence de P. malariae.

Le traitement antiparasitaire par quinine IV (8 mg/kg x 3/j) pendant 3 jours a été relayé par Quinimax^® (25 mg/kg de quinine base) per os pendant 4 jours. Parallèlement, un traitement de la crise drépanocytaire associe : de l'oxygène 4 l/min, Topalgic 50^® 1 cp 3 fois par jour, Speciafoldine^® 4 cp 4 fois par jour, vitamine C 1 g/j per os, et une hyperhydratation par soluté glucosé à 5 % et soluté de bicarbonates à 14 ‰ : 24 h après le début du traitement, la température s'est normalisée pendant que la parasitémie a diminué de moitié. Les agglutinines irrégulières circulantes anti-E, K, Le b et Fy a ont rendu toute transfusion impossible. Le 25 septembre, l'hémoglobine était à 5,6 g/l, le 28 à 6,6 g/l. La sortie a lieu le lendemain.

Commentaires

Un patient atteint de drépanocytose peut présenter un accès palustre. La drépanocytose est une maladie génétique de l'hémoglobine due à une mutation du sixième codon de la chaîne beta de la globine (beta₆Glu => Val). Cette affection est fréquente en Afrique occidentale et centrale où elle touche 5 à 20 % des populations. Elle est aussi fréquente en Amérique du Nord, aux Caraïbes, en Amérique du Sud, dans les pays du Maghreb, aux Indes et retrouvée en Europe [2]. L'hémoglobine S protège de façon importante (SS plus encore que AS) et incomplète contre les accès graves à P. falciparum, et le mécanisme de cette protection reste mal connu et controversé [3, 4]. Selon certains auteurs, la présence du trait drépanocytaire ne réduit pas le risque d'infection palustre, mais diminue l'importance de la parasitémie. La présence d'HbS n'empêche pas la pénétration du parasite contrairement à l'absence des antigènes de groupe sanguin Duffy qui constituent les récepteurs des mérozoïtes de P. vivax ; en revanche le développement parasitaire est entravé [5]. L'HbS serait un mauvais substrat pour P. falciparum [6]. Dans le globule rouge parasité, on observe une diminution de la densité en oxygène et du pH intracellulaire conduisant à une falciformation plus rapide de l'hématie parasitée. La falciformation induit également une diminution du K⁺ intracellulaire de l'hématie dont la destruction plus rapide explique les plus faibles parasitémies [7]. La falciformation diminue la capacité à former des rosettes in vitro, ce qui expliquerait la moindre fréquence des paludismes pernicieux [8]. Enfin, l'infectivité des gamétocytes est 2 à 4 fois supérieure quand ils se sont développés dans des globules rouges AS. Ainsi, la protection génétique, provoquant une réduction du nombre de parasites circulants, a finalement un effet global limité grâce à la transmission potentiellement accrue du parasite aux moustiques [9].

Il s'agit donc d'une patiente ayant présenté un accès palustre simple à P. falciparum rapidement résolutif sous traitement, révélé par une crise drépanocytaire. La drépanocytose a rendu le diagnostic parasitologique difficile. Le problème s'est alors posé d'une infection due à P. malariae, à P. falciparum ou mixte. Le décompte des différents stades parasitaires des trois frottis montre un synchronisme probablement incompatible avec cette dernière hypothèse puisque P. falciparum est responsable de fièvre tierce et P. malariae de fièvre quarte. Le polymorphisme des frottis est la conséquence de la saturation des capacités de séquestration viscérale des hématies, liée à la drépanocytose. Sur le plan morphologique, le nombre d'hématies parasitées de grande taille, le pigment jaune présent dans les schizontes âgés et l'absence de ces formes atypiques sur le frottis du 23 septembre seraient plus en rapport avec P. falciparum. Ces arguments morphologiques, associés à la présence de l'antigène circulant, auraient dû permettre d'affirmer cette identification. La détection de l'antigène HRP II en urgence a permis de diagnostiquer rapidement P. falciparum, confirmant son aide au diagnostic. Bien que cette technique ait pu être prise en défaut [10], elle doit désormais faire partie des réactifs de confirmation, dans les laboratoires de biologie. Seul P. falciparum peut conduire à un accès pernicieux ; elle s'avère donc nécessaire pour confirmer un frottis négatif et en cas de difficulté d'identification morphologique de l'espèce. La PCR pratiquée dans deux laboratoires différents, spécifique pour les quatre espèces, a permis de confirmer l'identification morphologique en ne mettant en évidence que la présence de P. falciparum.

CONCLUSION

REFERENCES

1. Snounou G, Viryakosol S, Jarra W, Thaithong S, Brown KN. Identification of the four human malaria species in field samples by the polymerase chain reaction and detection of a high prevalence of mixed infections. Mol Biochem Parasitol 1993 ; 58 : 283-92.

2. Girot R. Thalassémie, drépanocytose, physiopathologie et diagnostic. Rev Prat 1999 ; 49 : 667-74.

3. Gendrel D, Kombila M, Nardou M, et al. Paludisme et hémoglobine S : interactions chez l'enfant africain. Presse Méd 1992 ; 21 : 887-90.

4. Le Hesran JY, Personne I, Personne P, et al. Longitudinal study of Plasmodium falciparum infection and immune responses in infants with or without the sickle cell trait. Int J Epidem 1999 ; 28 : 793-98.

5. Cartron JP. Groupes sanguins et relation structure-fonction. Transfus Clin Biol 1998 ; 5 : 9s-32s.

6. Luzzatto L. Genetics of red cells and susceptibility to malaria. Blood 1979 ; 54 : 961-73.

7. Ronald L, Roth N, Roth EF. Malaria and red cell genetic defects. Blood 1989 ; 74 : 1213-21.

8. Carlson J, Nash GB, Gabutti V, Al-Yaman F, Wahlgren M. Natural protection against severe Plasmodium falciparum malaria due to impaired rosette formation. Blood 1994 ; 84 : 3909-14.

9. Robert V, Tchuinkam T, Mulder B, et al. Effect of the sickle cell trait status of gametocyte carriers of Plasmodium falciparum on infectivity to anophelines. Am J Trop Med Hyg 1996 ; 54 : 111-3.

10. Gautret P, Rodier MH, Kauffmann-Lacroix C, Jacquemin JL. Diagnostic du paludisme : attention aux faux négatifs avec des réactifs sur bandelette. Presse Méd 1999 ; 28 : 913.