ARTICLE
Auteur(s) : Alicia Ayerdi-Gotor1, Monique
Berger1, Françoise Labalette2, Sylvie
Centis3, Valérie Eychenne4, Jean
Daydé1, Anne
Calmon1
1Université de Toulouse ; École d’Ingénieurs
de Purpan ; Laboratoire d’Agro-Physiologie ; 75, voie
du TOEC, BP 57611, F-31076 Toulouse Cedex 03, France
2ONIDOL, Organisation nationale interprofessionnelle
des oléagineux, 12, avenue George V, 75008 Paris,
France
3ASEDIS-SO, 39, chemin Virebent, 31200 Toulouse,
France
4COGNIS-France, Usine d’Estarac, 31 360 Boussens,
France
Article reçu le 12 Novembre 2008, accepté le 23 Decembre
2008
Introduction
L’huile de tournesol bénéficie d’une bonne image en raison de sa
composition en acides gras insaturés (acides oléique et linoléique)
[1]. Sa faible teneur en acide linolénique (0,2 %) en fait une
huile stable, classée parmi les huiles de friture, ceci d’autant
plus qu’il existe maintenant des variétés contenant plus de 85 %
d’acide oléique, mono-insaturé [2]. Son profil en composés mineurs
: richesse en tocophérols (vitamine E) et composition
originale en phytostérols, apporte un intérêt nutritionnel
supplémentaire [3]. L’huile de tournesol présente en outre un
intérêt industriel pour la production d’esters d’acides gras
(biocarburants et biolubrifiants) [4-6]. Dans ce cas, lors du
processus de fabrication et plus particulièrement de
désodorisation, une fraction dite « insaponifiable » contenant les
composés mineurs (tocophérols et phytostérols) est isolée. Cette
fraction peut être valorisée en un co-produit à forte valeur
ajoutée [7].
Les phytostérols représentent une vaste famille de composés, de
structure analogue à celle du cholestérol chez les animaux, et dont
la fonction biologique est semblable. Ce sont des alcools
stéroïdiens avec un noyau tétracyclique et une chaîne latérale de
17 atomes de carbone (figure 1).
Les principaux phytostérols (60 à 80 %) trouvés dans l’huile
de tournesol sont par ordre décroissant de teneurs : le
β-sitostérol (24β-éthylcholest-5-èn-3β-ol), le Δ7
stigmastérol (24α-éthylcholest-7-èn-3β-ol), le stigmastérol
(24α-éthylcholesta-5,22-dièn-3β-ol), le Δ7-avénastérol
(24-éthylidenecholest-7-èn-3β-ol), le Δ5-avénastérol
(24-éthylidencholest-5-èn-3β-ol), le campestérol
(24β-méthylcholest-5-èn-3β-ol) et le Δ7-campestérol
(24-méthylcholest-7-èn-3β-ol) [8-10].
Les phytostérols permettent de rigidifier et de contrôler le
niveau de fluidité des membranes cellulaires. Mais leur rôle serait
plus actif qu’on ne le pensait initialement : leur implication dans
les régulations hormonales est très étudiée, aussi bien en tant que
précurseurs des brassinostéroïdes que directement au niveau de
l’organisation de la membrane cellulaire, où ils seraient
d’importants médiateurs de l’interaction entre les protéines et les
lipides membranaires [11, 12]. Les effets des phytostérols sur
la santé humaine font l’objet de nombreux travaux depuis quelques
années [13-16]. C’est en raison de leur pouvoir
hypocholestérolémiant que les stérols d’origine végétale ont
suscité le plus d’intérêt. Grâce à leurs propriétés amphiphiles,
ils inhibent l’absorption intestinale du cholestérol en le
remplaçant dans les micelles de sels biliaires [9, 16, 17].
Les phytostérols sont aussi étudiés pour leur action
anticancéreuse [13], immunomodulatrice et anti-inflammatoire [18].
Les phytostérols possèdent également un pouvoir émulsifiant et
pénétrant. Cette propriété est utilisée en cosmétique où ils sont
souvent employés comme agents anti-dessiccateurs de l’épiderme et
du cuir chevelu [7].
Comme pour les tocophérols [19], la teneur et composition en
phytostérols varie en fonction de l’espèce végétale : soja, colza,
tournesol, avoine et selon les variétés [10, 20]. La majorité
des huiles végétales contient de 100 à 800 mg de stérols·100
g-1 d’huile. L’huile de tournesol présente
majoritairement du β-sitostérol, puis du campestérol et du
stigmastérol ce qui en fait une huile de profil original [21]. Par
comparaison, le colza ne synthétise pas de stigmastérol et accumule
du brassicastérol dont les effets sur la santé pourraient être
négatifs et le soja accumule significativement moins de
phytostérols [22]. Les différences génotypiques ont été
observées chez le seigle [23], l’avoine [20], l’arachide [24] et le
colza [25, 26]. L’effet environnemental affecte significativement
la distribution des stérols, cependant l’effet du lieu de culture
est beaucoup moins important que sur les tocophérols [23, 26] voire
inexistant sur un essai réalisé sur de l’avoine [20]. Chez le soja,
la concentration en phytostérols totaux augmente si la température
est élevée durant la maturation de la graine [10]. On observe aussi
une modification significative de la composition des phytostérols :
augmentation du pourcentage en campestérol et diminution des
teneurs en stigmastérol et en β-sitostérol [10].
Le tournesol est donc une espèce oléagineuse de grande culture
dont le profil stérolique atypique est recherché pour des
valorisations industrielles. Cependant, les teneurs totales en
phytostérols sont inférieures à celles observées pour d’autres
espèces oléagineuses (colza, maïs). La connaissance de la
variabilité de teneur et composition en phytostérols des hybrides
commerciaux est une première étape d’investigation pour envisager
la faisabilité d’une sélection pour ce caractère. L’objectif de
cette étude s’inscrit dans une démarche similaire à celle
entreprise sur l’étude des tocophérols [19], à savoir suivre le
remplissage de la graine en phytostérols totaux et individuels au
cours de la maturation de l’akène chez des hybrides commerciaux
pour deux années de culture (2002 et 2003). Ce travail
permettra ainsi d’évaluer les influences génétiques et
environnementales sur la teneur et la composition en phytostérols
et de rechercher d’éventuelles phases critiques lors du
remplissage.
Matériel et méthodes
Matériel végétal
En 2002, 4 variétés commerciales hybrides (Allstar RM, LG5420M,
LG5660, Prodisol) ont été cultivées à Baziège (31). En 2003, onze
variétés commerciales hybrides : neuf classiques (Alisson RM,
Allstar RM, LG 5420M, LG5660, Melody, Parma, Tekny, Tellia,
Prodisol) et deux variétés commerciales à haute teneur en acide
oléique (Haut oléique) (Alisson RMO, Aurasol) ont été mises en
place sur trois lieux : Mondonville (31), St. Sauveur (31) et
Caussade (81). Seuls les quatre hybrides de 2002 sont présents
pendant les deux années d’essai (2002/2003).
Les variétés, l’itinéraire cultural, les prélèvements et la
préparation des akènes sont décrits dans Ayerdi-Gotor et al. [19].
Comme pour l’étude sur les tocophérols, les prélèvements effectués
sur le site de Baziège en 2002 et sur le site de Mondonville en
2003 ont été utilisés pour l’étude de la cinétique des teneurs et
compositions en phytostérols au cours du remplissage des akènes
(tableau 1). L’autofécondation a été
assurée par empochage des capitules juste avant et pendant la
période de la floraison. Après la floraison, les sacs ont été
ouverts excepté sur le site de St Sauveur (31) où les capitules
sont restés empochés jusqu’à la récolte. Pour les cinétiques, à
chaque date de prélèvement, 3 à 5 capitules par parcelle ont été
collectés. Pour des raisons d’homogénéité de stade de
développement, seuls les trois cercles extérieurs de chaque
capitule ont été égrenés. Les akènes des capitules
sélectionnés ont été ensuite regroupés par parcelle, lyophilisés
pendant 48 heures puis stockés à – 18 °C jusqu’à
l’analyse.
Tableau 1 Echelonnement des prélèvements réalisés en
2002 (4 hybrides) et en 2003 (11 hybrides).
|
Année
|
Lieu des essais
|
Prélèvement intermédiaire (JAF*)
|
Prélèvement final (JAF)
|
|
2002
|
Baziège (31)
|
20 à 60, tous les 5 jours
|
60
|
|
2003
|
Caussade (82)
|
35
|
77
|
|
Mondonville (31)
|
20, 30, 40, 53
|
63
|
|
St. Sauveur (31)
|
/
|
65
|
Analyses
Extraction de l’huile
L’huile des akènes a été extraite à l’hexane pendant 4 heures
dans un appareil de Soxhlet [19]. Après extraction, l’huile de
chaque échantillon a été récupérée et stockée dans des piluliers à
– 18 °C. Chaque échantillon a été analysé en double
répétition.
Analyse des phytostérols
La détermination de la teneur en phytostérols des huiles brutes a
été réalisée selon la norme ISO 12228 : 1999 [27].
La séparation complète des différents phytostérols a été
obtenue par chromatographie en phase gazeuse (CPG) (GC 8000 –
FISONS Instrument, Italie). Le principe de l’analyse des
phytostérols est basé sur un isolement de l’insaponifiable puis une
silylation de la fraction insaponifiable avant injection directe en
chromatographie en phase gazeuse (CPG).
Saponification
Dans un ballon de 50 mL, on introduit 250 mg d’huile,
1 mg de bétuline/mL d’acétone (bétuline : étalon interne –
Sigma Aldrich, Saint Quentin Fallavier, France) et 5 mL d’une
solution éthanolique d’hydroxyde de potassium (KOH/0,5 M).
Le mélange est porté à ébullition sous reflux pendant 15
minutes. Immédiatement après l’arrêt de la saponification,
5 mL d’éthanol (qualité HPLC – SDS, France) sont ajoutés au
mélange chaud.
Extraction des stérols
Pour isoler la fraction insaponifiable, 5 mL de la solution
sont versés dans une colonne d’oxyde d’aluminium. Cette colonne en
verre (diamètre : 30 mm) est préalablement préparée et remplie
de 10 g d’oxyde d’aluminium (neutre, pH = 7,5, 50 –
100 μm, PROLABO/SUBRA-France) hydratés avec de l’éthanol
(Qualité HPLC, SDS, France). La substance résultant de la
première élution n’est pas récupérée. Une modification de protocole
a été effectuée en plaçant dans un entonnoir un filtre Whatmann
(papier n°41) sur un deuxième ballon afin de retenir les particules
d’alumine contenues dans l’éluat. L’insaponifiable est extrait par
5 mL d’éthanol puis par 30 mL d’éther diéthylique
(Qualité HPLC, SDS, France). Les solvants sont évaporés sous
vide (Rotavapor, Bioblock Scientific HS 40 HUBER, Heildolph).
Le dépôt présent sur les parois est décollé avec 2 mL
d’éther diéthylique et récupéré dans un tube à hémolyse. L’éther
diéthylique est ensuite évaporé avec un flux continu d’azote (Air
Liquide, France).
Identification des stérols
100 μL de réactif silylant (95 μL de
N-méthyle-N-(triméthylsilyl)-heptafluorobutyramide (Sigma Aldrich,
Saint Quentin Fallavier, France) et 5 μL de 1-méthyle imidazol
(Sigma Aldrich, Saint Quentin Fallavier, France) sont ajoutés dans
les tubes à hémolyse contenant les stérols isolés. Le tube est
ensuite chauffé pendant 15 min à 105 °C dans un bain
d’huile préchauffé.
0,5 μL ont été injectés manuellement avec une
micro-seringue (ou 1 μL par le passeur automatique) sur une
colonne capillaire en silice fondue SAC-5 (30 cm ×
0,25 mm × 0,25 μm, Cluzeau, Puteaux La Défense,
France), l’injecteur est à 320 °C, et l’azote (gaz vecteur) à
1 mL/min avec une pression de 130 kPa (Air Liquide,
France). Un gradient de température de 240 à 320 °C avec une
augmentation de 4 °C/min est appliqué, la température finale
est ensuite laissée constante pendant 10 min.
Les différents phytostérols sont quantifiés par un détecteur à
ionisation de flamme à 310 °C avec un débit d’hydrogène de
30 mL/min et un débit d’air de 300 mL/min. Le signal
a été intégré avec l’appareil Data Jet Integrator (Thermo Finnigan,
Courtaboeuf, France).
Chaque phytostérol est identifié à partir de son temps de
rétention défini à l’aide de mélanges d’étalons standards
(β-sitostérol, stigmasterol et campestérol (Sigma Aldrich, Saint
Quentin Fallavier, France)).
Calibration interne – Quantification des phytostérols
Pour quantifier les stérols présents dans l’échantillon, les temps
de rétention relatifs (TRR) ont été obtenus en divisant le temps de
rétention (TR) du stérol concerné par le TR de la bétuline. Dans
cette méthode, on considère que les facteurs de réponse de tous les
stérols et de la bétuline sont égaux. La quantification a été
calculée à partir des aires des pics pour les différents
phytostérols comparée à l’aire du pic correspondant à l’étalon
interne (bétuline).
Analyse des phytostérols avant 20 jours après
floraison
Sur des stades très jeunes de la plante (avant 20 jours après
floraison JAF), l’insuffisance d’huile extraite n’a pas permis de
réaliser le dosage des phytostérols par la méthode ISO 12228 :
1999. L’extraction a été réalisée par une méthode directe sur
broyat de graines basée sur la méthode normée NF 5508 [28] et
réalisée par le Laboratoire de chimie agro-industrielle de
l’ENSIACET. Les résultats par échantillon correspondent à la
moyenne de 4 essais ; et ils sont exprimés en mg stérols pour
100 g de matière sèche d’akènes. La teneur en huile a été
déterminée sur un échantillon indépendant.
Traitement des données
Les analyses statistiques (corrélations et analyses de la variance
(ANOVA) à deux facteurs) ont été réalisées sous Microsoft Excel
pour Windows® 97 et sous SPSS 11.0 pour
Windows® (Paris, France).
Résultats
Les chromatogrammes obtenus (figure 2) montrent une
séparation efficace des différents phytostérols et de l’étalon
interne. Ainsi pour l’intégration des pics, les temps de rétention
relatifs (TRR) calculés par rapport à la bétuline sont :
campestérol (0,79) ; stigmastérol (0,81) ;
Δ5-campestérol (0,83) ; β-sitostérol (0,85) ;
Δ5-avénastérol (0,86) ; Δ7-stigmastérol
(0,94) et Δ7-avénastérol (0,96). Les teneurs en
phytostérols sont exprimées en mg·100 g-1 d’huile ou en
mg par 100 g de matière sèche d’akènes (mg·100 g-1 MS).
Effets du lieu de culture et du génotype
sur la teneur en phytostérols totaux
à maturité
La teneur en phytostérols totaux à maturité a été analysée dans
l’huile de 11 hybrides cultivés sur trois lieux en 2003 (tableau 2). Elle varie entre 329 et
595 mg·100 g-1 d’huile et entre 142 et
268 mg·100g-1 de matière sèche. Tous comme les
résultats obtenus sur les tocophérols, la différence significative
observée entre les essais est probablement liée à leurs conditions
de réalisation. Sur le site de Saint Jory, les capitules sont
restés empochés jusqu’à la récolte, ce qui a engendré un stress
thermique supplémentaire dû au sac. L’effet de l’environnement,
essentiellement de la température, semble être un facteur clé dans
la teneur en phytostérols. Ces résultats semblent indiquer que
les températures élevées induisent une augmentation de la
concentration de l’huile en phytostérols. L’analyse de variance
(ANOVA) montre que les effets génétiques et environnementaux
affectent les teneurs en phytostérols (tableau
3) mais ces variations sont moindres par rapport à celles
observées sur les teneurs en tocophérols [19]. L’interaction
génotype × lieu présente une part de la variance totale similaire à
la variation génotypique.
Tableau 2 Moyennes des teneurs en phytostérols totaux
(mg.100 g-1 d’huile). Les erreurs standard sont
respectivement 19, 13 et 43 pour les moyennes des variétés (n = 6
échantillons par variété), des lieux (n = 20 échantillons par lieu)
et des variétés par lieu (n = 2 répétitions).
|
Variétés
|
Moyenne variétés 2003
|
|
|
|
|
Alisson
|
442ab
|
419
|
407
|
499
|
|
Alisson RMO
|
483ab
|
382
|
418
|
595
|
|
AllStar
|
437ab
|
398
|
378
|
535
|
|
Aurasol
|
423ab
|
346
|
334
|
589
|
|
LG5420
|
403a
|
371
|
438
|
401
|
|
LG5660
|
432ab
|
474
|
369
|
454
|
|
Melody
|
443ab
|
401
|
384
|
546
|
|
Parma
|
420ab
|
486
|
329
|
476
|
|
Prodisol
|
469ab
|
510
|
355
|
543
|
|
Tellia
|
530b
|
561
|
462
|
567
|
|
Moyennes lieux
|
|
436b
|
387a
|
520c
|
Tableau 3 Résultats de l’analyse de variance de 11
hybrides de tournesol cultivés sur 3 lieux (Caussade (81),
Mondonville (31) et St Jory (31)).
|
dl
|
- Phytostérols totaux
- (mg .100 g -1 d’huile)
|
|
|
SC
|
MC
|
F
|
|
Lieu
|
2
|
374 167
|
187 083
|
55,5*
|
|
Génotype
|
9
|
126 481
|
14 053
|
4,2*
|
|
L × G
|
18
|
217 014
|
12 056
|
3,6*
|
|
Erreur
|
83
|
280 027
|
3 374
|
|
Évolution de la teneur en phytostérols totaux
au cours de la maturation de l’akène
Par souci de clarté, les cinétiques d’accumulation présentées
graphiquement ici concernent uniquement les variétés Prodisol et
Allstar, représentatives de l’évolution des autres variétés
étudiées.
La fraction lipidique commence à s’accumuler dès le
10e jours après floraison (JAF) et atteint rapidement un
plateau vers le 25e JAF, seuil au-delà duquel le
pourcentage d’huile se stabilise jusqu’à la maturité de l’akène
(figure 3).
Les teneurs observées en 2003 sont cependant nettement plus
faibles.
La teneur en phytostérols totaux exprimée par rapport à l’huile
(mg·100 g-1 d’huile, figure 4), ne semble pas
montrer d’accumulation, mais une teneur finale établie dès 20 à 30
JAF après une forte diminution de la teneur initiale. En fait,
cette diminution coïncide avec le début du remplissage en huile de
l’akène : elle traduit donc un effet de dilution des phytostérols
issus de la phase lipidique des tissus de l’embryon. Par la suite,
la teneur en phytostérols reste constante, qu’elle soit exprimée
par rapport à la matière sèche (figure 5) ou par rapport à
l’huile : ceci traduit donc une synthèse active de phytostérols
synchrone à celle des acides gras.
En 2003 les teneurs exprimées par rapport à la MS sont
similaires à celles de 2002 sur les stades précoces. Elles
apparaissent cependant nettement plus faibles au cours de la
maturation : ceci peut s’expliquer par l’effet année sur la teneur
en huile, comme le montre la figure 3. On constate
qu’avant 40 JAF, la concentration en phytostérols dans l’huile
reste plus élevée en 2003. Ceci pourrait être lié à l’épisode
caniculaire du début du mois d’août.
L’analyse de variance (tableau 4)
réalisée sur les 4 hybrides : Prodisol, Allstar RM, LG5420 et
LG5660, sur l’ensemble des prélèvements et sur les deux années 2002
et 2003, montre qu’il n’y a pas de différence de génotype mais
qu’un effet année peut être mis en évidence sans être aussi marqué
que celui observé sur les teneurs en tocophérols [19].
Tableau 4 Résultats de l’analyse de variance en moyenne
des carrés des tocophérols et phytostérols totaux de 4 hybrides
(Allstar, Prodisol, LG5420 et LG 5660) cultivés en 2002 et 2003 et
5 dates de prélèvement à 20, 30, 40, 55 et 65 jours après
floraison (JAF).
|
Facteurs
|
d.l.
|
Tocophérols totaux (mg·kg-1 huile)
|
Phytostérols totaux (mg·100 g-1 huile)
|
|
JAF
|
1
|
62 135*
|
128 441
|
|
Génotype
|
3
|
11 4230
|
3 606
|
|
Année
|
1
|
278 790**
|
26 836*
|
|
Génotype × Année
|
3
|
9 463
|
717
|
|
Erreur
|
53
|
9 306
|
5 947
|
Évolution des teneurs en phytostérols individuels
au cours de la maturation de l’akène
L’ensemble des phytostérols (β-sitostérol, stigmastérol,
campestérol) présente une cinétique d’accumulation similaire à
celle des phytostérols totaux (mg·100 g-1 d’huile).
Le β-sitostérol est en quantité majoritaire (environ 60 %) ;
les autres phytostérols représentent chacun 10 % (ou moins) des
phytostérols totaux. Contrairement à ce qui a été observé pour les
tocophérols, la composition en phytostérols (en mg par 100 g
d’huile) semble relativement constante dès 20 JAF (tableau 5). Cependant, le β-sitostérol semble
disparaître au cours de la maturation pour certaines variétés
telles que LG 5420 et LG5660, ce qui entraînerait la décroissance
observée à maturité.
Tableau 5 Teneurs en campésterol, stigmastérol,
β-sitostérol et phytostérols totaux, exprimées en
mg·100g-1 d’huile, de deux variétés à 5 stades 20, 30,
40, 55 et 65 jours après floraison (JAF) de la graine pour
deux années de culture 2002 et 2003.
|
Variétés
|
Phytostérols
|
Année
|
Jours après floraison (JAF)
|
|
20
|
30
|
40
|
55
|
65
|
|
Allstar RM
|
Campestérol
|
2002
|
45,50
|
37,00
|
31,00
|
45,40
|
45,00
|
|
2003
|
53,43
|
60,19
|
52,18
|
41,26
|
31,13
|
|
Stigmastérol
|
2002
|
60,00
|
44,50
|
39,00
|
56,00
|
56,50
|
|
2003
|
100,83
|
66,16
|
57,43
|
53,81
|
36,29
|
|
β-sitostérol
|
2002
|
297,00
|
278,00
|
243,00
|
338,00
|
332,00
|
|
2003
|
386,54
|
243,00
|
363,37
|
302,50
|
295,22
|
|
Phytostérols totaux
|
2002
|
472,50
|
426,50
|
376,50
|
527,00
|
516,00
|
|
Prodisol
|
Campestérol
|
2003
|
624,72
|
591,04
|
533,25
|
470,74
|
398,31
|
|
2002
|
32,33
|
40,33
|
43,00
|
44,67
|
40,67
|
|
2003
|
91,05
|
61,02
|
46,72
|
21,85
|
41,55
|
|
Stigmastérol
|
2002
|
54,33
|
48,67
|
47,67
|
50,67
|
50,00
|
|
2003
|
84,68
|
61,22
|
49,83
|
24,99
|
47,17
|
|
β-sitostérol
|
2002
|
268,00
|
289,33
|
270,67
|
313,67
|
293,67
|
|
2003
|
333,82
|
277,60
|
310,01
|
147,69
|
326,02
|
|
Phytostérols totaux
|
2002
|
391,00
|
425,00
|
460,33
|
492,00
|
444,33
|
|
2003
|
621,92
|
487,96
|
470,96
|
231,43
|
458,30
|
Discussion Conclusion
Cette étude de la teneur en phytostérols à maturité de différents
hybrides commerciaux montre que les différences variétales sont
moins importantes pour la teneur en phytostérols que pour les
tocophérols. Un classement des hybrides par rapport à leur teneur
en phytostérols dans les akènes à maturité est beaucoup plus
difficile à réaliser que pour les tocophérols [19]. La variété
Tellia présente un potentiel élevé en phytostérols tandis que la
variété Melody se classe significativement parmi les plus faibles.
L’effet de l’environnement et plus particulièrement de la
température interviendrait sur la teneur en phytostérols totaux.
L’effet des fortes températures observées en 2003 et un stress
thermique supplémentaire au niveau du capitule favorisent des
teneurs plus élevées en phytostérols totaux. Ces résultats
corroborent ceux décrits par Vlahakis et Hazebroek [10] chez le
tournesol. Cependant, ces effets ne sont pas comparables à ceux
observés sur les tocophérols. De fortes températures durant le
remplissage de l’akène limiteraient l’accumulation des tocophérols
car ils pourraient être utilisés pour protéger les acides gras
accumulés de dégradation subie lors du stress oxydatifs induit par
les températures élevées [19, 29]. La température semble être
un facteur clé dans la teneur en phytostérols et des investigations
supplémentaires devront être menées dans des conditions contrôlées
afin d’affirmer l’importance de ce facteur. En effet, si l’effet de
la chaleur induisait des teneurs plus élevées alors des semis plus
précoces et à fortiori des récoltes plus précoces dans des régions
du Sud de l’Europe conduiraient à des variétés à plus haute teneur
en phytostérols.
Après avoir étudié la variabilité des phytostérols à maturité,
il nous a semblé nécessaire, dans une seconde phase, d’apporter des
connaissances sur le remplissage de l’akène en phytostérols.
La cinétique d’accumulation des phytostérols totaux montre
qu’ils sont présents dans tous les stades de développement de la
graine. L’accumulation en phytostérols dans l’akène comporte deux
périodes. Pendant la première phase, la teneur en phytostérols
totaux diminue fortement pour atteindre une teneur finale qui
s’établit dès 20 à 30 jours après floraison (JAF) selon le
génotype. La diminution pourrait correspondre au début de
l’accumulation de l’huile qui entraînerait alors une dilution des
phytostérols dans les tissus de l’embryon. Dans un second temps, la
stabilisation observée indique que l’accumulation active des
phytostérols a commencé et qu’elle est synchrone à celle des acides
gras. L’étude du remplissage des tocophérols dans des akènes de
tournesol a mis en évidence que la phase d’accumulation active des
tocophérols coïncidait avec celle des acides gras et de la matière
sèche. L’étude de la cinétique montre une augmentation de la teneur
en α-tocophérol jusqu’à 25 JAF puis une stabilisation tandis que
les autres tocophérols (β et γ) diminuaient progressivement. Pour
les phytostérols, nous ne notons pas de variation significative du
profil de composition.
On constate qu’en 2003 avant 40 JAF, période de la canicule du
début du mois d’août, la teneur en phytostérols dans l’huile reste
plus élevée. Il a été montré que les phytostérols ont un rôle
dans l’adaptation des plantes aux fortes températures [30, 31]. Par
contre, de fortes températures durant le remplissage de l’akène
limiteraient l’accumulation des tocophérols afin de préserver la
semence du stress oxydatif, de manière similaire aux mécanismes mis
en jeu au niveau de la feuille [31]. Les travaux de Harker et
al. [32] sur des graines de colza et de tabac montrent des
résultats similaires.
En conclusion, cette étude montre que la variabilité de la
teneur en phytostérols dans l’huile de tournesol est due au
génotype et à un effet environnemental amplifié par de fortes
températures pendant la maturation de la graine. Cependant, la
température apparaît comme un des facteurs environnementaux le plus
déterminant sur les teneurs finales en tocophérols et en
phytostérols dans l’huile. Au regard des résultats, il s’avère
qu’augmenter les teneurs en tocophérols dans des akènes de
tournesol sera possible par la sélection variétale tandis que
l’enrichissement en phytostérols sera plus limité.
Les conditions culturales et la date de prélèvement seront des
facteurs clés sur les teneurs en phytostérols. Il serait
nécessaire d’établir plus précisément l’effet de la température sur
la teneur en phytostérols finale en effectuant un essai avec des
conditions environnementales contrôlées, mais également de
prospecter sur un potentiel de variabilité génétique plus
riche.
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