ARTICLE
Matériel et méthode
Deux types de matériel végétal du cultivar Bâtard
ont été utilisés. Le premier type correspond à
des vitroplants multipliés à partir de méristèmes
d'apex mis en culture sur le milieu Murashige et Skoog (MS) [7]. Le second
type de matériel végétal provient de la multiplication
in planta réalisée à partir de fragments
de tige. La souche de champignon MA du genre Glomus utilisée
au cours de nos expériences a été initialement isolée
de la rhizosphère de plantains au Cameroun. Le champignon MA a
été piégé, à partir du sol naturel,
sur poireau (Allium sp.) et niébé (Vigna sp.).
Des spores de même morphotype ont ensuite été multipliées
sur le système racinaire du niébé en pot sur substrat
sableux et sous ombrière (température et humidité
ambiantes, arrosage à l'eau de pluie) pour la production d'inoculum.
Après six mois de culture, le substrat contenant les propagules
(spores, racines mycorhizées, mycélium extraracinaire) du
champignon MA a été utilisé comme inoculum pour mycorhizer
les plants de bananier. Chaque plant, au stade sevrage, a reçu
10 g d'inoculum déposé entre deux couches de sable stérilisé
dans des pots de 200 ml environ. Les plants témoins n'ont pas reçu
d'inoculum. Pendant le sevrage, d'une durée de 45 jours, chaque
plant a reçu 100 ml d'une solution nutritive constituée
en macroéléments (mM) : Ca(NO3)2,
0,9 ; CaSO4, 0,05 ; CaCl2, 0,05 ; KCl, 0,5 ; K2SO4,
0,25 ; MgCl2, 0,05 ; MgSO4, 0,05 ; NH4Cl,
0,1 ; (NH4)2SO4, 0,05 ; NaH2PO4,
0,05 ; et en microéléments (muM) FeEDTANa, 80 ; H3BO3,
80 ; ZnSO4, 0,8 ; CuSO4, 0,8 ; (NH4)6Mo7O24,
5,6 ; MnCl2, 8 [6]. Un mois et demi après l'inoculation,
les plants sont transférés dans des sachets de 2,5 l préalablement
remplis avec un substrat constitué d'un mélange de sol volcanique
et de parche de café (stérilisé pendant 24 h à
100 °C) en proportions égales.
Le plan expérimental comporte quatre
traitements : PIF mycorhizés ; PIF non mycorhizés ; vitroplants
mycorhizés ; vitroplants non mycorhizés. Chaque traitement
se compose de 10 répétitions dans un dispositif de type
blocs randomisés. Deux groupes de 10 bananiers (PIF mycorhizés
et vitroplants mycorhizés) sont incorporés dans le dispositif
expérimental pour les mesures de colonisation racinaire en fin
de phase de sevrage. Les données ont été analysées
par la méthode d'analyse de variance avec le logiciel STAT-ITCF
et les moyennes ont été séparées par le test
de Newman-Keuls au seuil 5 %.
En fin de phase de sevrage, la colonisation
racinaire par le champignon MA est mesurée sur les deux groupes
de 10 plants. Des racines sont prélevées et éclaircies
au KOH (10 %) pendant 30 min, puis rincées à l'eau de conduite
avant d'être trempées dans un mélange de bleu trypan-lactophénol
0,1 % pendant 15 min. Les racines sont à nouveau rincées
à l'eau et 30 radicelles (± 10 mm de long) sont prises au
hasard puis disposées entre lame et lamelle pour l'observation
microscopique. La fréquence (% F) de mycorhization (nombre de racines
mycorhizées par rapport au nombre observées) est ensuite
déterminée.
Des mesures végétatives (hauteur, circonférence,
nombre de feuilles émises et surface foliaire) sont faites en fin
de phase de sevrage (45 jours) et en fin d'expérience (3 mois).
La hauteur est estimée depuis la base du bulbe jusqu'au point de
croisement des deux dernières feuilles déroulées.
La circonférence est prise à mi-longueur du pseudo-tronc,
tandis que la surface foliaire est calculée selon la formule L
(longueur) x l (largeur) x 0,7 [8]. La colonisation racinaire par le champignon
MA est mesurée en fin d'expérience suivant la méthode
décrite ci-dessus.
Résultats
En fin de sevrage, les plants mycorhizés, PIF et vitroplants,
ont en moyenne des circonférence, hauteur, surface foliaire et
nombre de feuilles émises supérieurs à ceux des plants
non mycorhizés (tableau).
Ces différences ne sont significatives que pour la surface foliaire
des PIF, et pour la hauteur et la surface foliaire des vitroplants. Trois
mois après l'inoculation, des différences significatives
sont enregistrées entre plants mycorhizés et non mycorhizés
pour l'ensemble des paramètres de croissance observés (tableau).
La circonférence et la hauteur des plants ont augmenté respectivement
de 75 et 85,7 % sur PIF et de 28,9 et 75,8 % sur vitroplants. Un gain
de 2,8 feuilles par vitroplant et 3,2 feuilles par PIF a été
noté pour les plants mycorhizés par rapport aux plants non
mycorhizés. La surface foliaire est accrue de 2,5 fois chez les
plants mycorhizés (vitroplants ou PIF) par rapport aux plantes
non mycorhizés. De même, la masse racinaire des PIF mycorhizés
et celle des vitroplants mycorhizés ont respectivement augmenté
de 117 et 45 % par rapport aux matériels correspondants non mycorhizés
(tableau). Une bonne mycorhization
(46 %) des plants inoculés (PIF et vitroplant) est obtenue en fin
de sevrage tandis que, en fin d'expérience, (après trois
mois), la fréquence de mycorhization est de 48,9 % sur vitroplant
et de 51 % sur PIF.
Note :
1 Partie de la Belgian Co-ordinated Collections of Microorganisms
(BCCM).
CONCLUSION ...et
discussion
La colonisation racinaire des vitroplants et des PIF par le champignon
MA augmente significativement les paramètres de croissance, ce
qui corrobore les résultats obtenus sur vitroplants de bananiers
de type dessert (Musa AAA) [4] et Musa spp. [9]. En outre,
cette colonisation racinaire est comparable sur les deux types de matériel
végétal, ce qui montre, pour la première fois, la
possibilité d'une mycorhization de plants issus de fragments de
tige (PIF). Par ailleurs, si la plupart des études réalisées
sur la mycorhization des Musacées ont été conduites
avec des bananiers du sous-groupe Cavendish (Musa AAA), nos travaux
montrent que le cultivar Bâtard du sous-groupe plantain (Musa
AAB) réagit également de manière importante à
l'inoculation mycorhizienne. Ceci tend à établir les potentialités
considérables de la mycorhization des plantains dans les systèmes
agricoles à faibles intrants. Eu égard à ces résultats
prometteurs, il y a lieu d'étudier le comportement et le rendement
de ces plants mycorhizés au champs. En effet, si ce gain de croissance
est maintenu au champ, il pourra permettre d'accroître le rendement
des plantains et contribuer ainsi à améliorer l'autonomie
alimentaire des populations locales dépendantes de la production
de plantain.
Remerciements
Ces travaux ont été financés avec les fonds de l'Union
européenne dans le cadre d'un projet INCO-DC, contrat N° EEC.ERBI.C1C18.CT97-0208.
REFERENCES
1. Anonymous. Estimation des chiffres mondiaux de production et commercialisation
de banane. Fruitrop 1998 ; 51 : 9-10.
2. Smith SE, Read DJ. Mycorrhizal symbiosis, 2nd edition. San
Diego : Academic Press, 1997 ; 605 p.
3. Hooker JE, Gianinazzi S, Vestberg M, Barea JM, Atkinson D. The application
of arbuscular mycorrhizal fungi to micropropagation systems : an opportunity
to reduce chemical inputs. Agr Sci Finland 1994 ; 3 : 227-32.
4. Declerck S, Plenchette C, Strullu D. Mycorrhizal dependency of banana
(Musa acuminata, AAA group) cultivars. Plant Soil 1995 ;
176 : 183-7.
5. Jaizme-Vega MC, Tenoury P, Pinochet J, Jaumot M. Interactions between
the root-knot nematode Meloidogyne incognita and Glomus mosseae
in banana. Plant Soil 1997 ; 196 : 27-35.
6. Rufiyikiri G, Declerck S, Dufey JE, Delvaux B Arbuscular mycorrhizal
fungi might alleviate aluminium toxicity in banana plants. New Phytol
2000 ; 148 : 343-52.
7. Murashige T, Skoog F. A revised medium for rapid growth and bioassays
with tobacco tissue cultures. Physiol Plant 1962 ; 15 : 473-97.
8. Champion J. Le bananier. Paris : GP Maisonneuve et Larose,
1963 ; 263 p.
9. Yano-Melo AM, Saggin Junior OJ, Lima Filho JM, Melo NF, Maia LC.
Effect of arbuscular mycorrhizal fungi on the acclimatization of micropropagated
banana plantlets. Mycorrhiza 1999 ; 9 : 119-23.
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