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c-MYC amplification confers a bad prognosis in patients with non Hodgkin’s malignant lymphomas

Hématologie. Volume 13, Number 6, 465-70, Novembre-Décembre 2007, Cas anatomoclinique

DOI : 10.1684/hma.2007.0194

Author(s) : Hossein Mossafa, Diane Damotte, Arash Jenabian, Richard Delarue, Anne Vincenneau, Isabelle Amouroux, Roland Jeandel, Eli Khoury, Jean-Michel Martelli, Thierry Samson, Georges Flandrin, Xavier Troussard , Pasteur-Cerba, Cergy-Pontoise, Service d’anatomo-pathologie, Hôpital européen Georges-Pompidou, Paris, Service d’hématologie, Hôpital européen Georges-Pompidou, Paris, Service d’hématologie, Hôpital Necker, Paris, Service d’anatomo-pathologie, Centre hospitalier de Meaux, Service d’hématologie, Hôpital Antoine-Béclère, Clamart, Service d’hématologie, Centre hospitalier de Montfermeil, Service d’hématologie, Centre hospitalier de Meulan, Service d’hématologie, Hôpital d’instruction des armées Percy, Service d’hématologie, Hôpital Necker, Paris, Laboratoire d’hématologie, Centre hospitalier de Caen.

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ARTICLE

Auteur(s) : Hossein Mossafa¹, Diane Damotte², Arash Jenabian³, Richard Delarue⁴, Anne Vincenneau⁵, Isabelle Amouroux⁶, Roland Jeandel⁵, Eli Khoury⁷, Jean-Michel Martelli⁸, Thierry Samson⁹, Georges Flandrin¹⁰, Xavier Troussard¹¹

¹Pasteur-Cerba, Cergy-Pontoise
²Service d’anatomo-pathologie, Hôpital européen Georges-Pompidou, Paris
³Service d’hématologie, Hôpital européen Georges-Pompidou, Paris
⁴Service d’hématologie, Hôpital Necker, Paris
⁵Service d’anatomo-pathologie, Centre hospitalier de Meaux
⁶Service d’hématologie, Hôpital Antoine-Béclère, Clamart
⁷Service d’hématologie, Centre hospitalier de Montfermeil
⁸Service d’hématologie, Centre hospitalier de Meulan
⁹Service d’hématologie, Hôpital d’instruction des armées Percy
¹⁰Service d’hématologie, Hôpital Necker, Paris
¹¹Laboratoire d’hématologie, Centre hospitalier de Caen

Le lymphome de Burkitt typique (LB) est caractérisé par la présence de cellules lymphoïdes B anormales monomorphes de taille petite à moyenne, un cytoplasme basophile et vacuolé. Deux autres formes morphologiques ont été aussi décrites : le LB avec différenciation plasmocytoïde et le lymphome de Burkitt atypique (LB atyp) caractérisé par un pléomorphisme plus marqué dans la forme et la taille du composant tumoral. Les cellules tumorales expriment des immunoglobulines de surface, CD10 et Bcl6. Une t(8;14)(q24;q32), t(2;8)(p12;q24) ou t(8;22)(q24;q11) est constamment détectée.

Parmi 241 patients avec un lymphome malin non hodgkinien (LMNH), nous avons identifié 16 patients avec des aspects morphologiques et/ou cytologiques de LB, sans t(8;14)(q24;q32), t(2;8)(p12;q24) ou t(8;22)(q24;q11) mais avec une amplification du gène c-MYC présente dans tous les cas. Le LMNH est de type B chez 15 patients (6 patients avec un lymphome folliculaire [LF], 4 avec un lymphome à cellules du manteau [LCM], 2 avec un lymphome de la zone marginale [LZM] et 3 avec un lymphome B diffus à grandes cellules [LDGC]). Il est de type T chez un seul patient. L’identification de ces patients est extrêmement importante compte tenu du pronostic très défavorable de ces lymphomes.

Matériels et méthodes

Seize patients, avec des aspects morphologiques ou histologiques de LB, ont été inclus dans cette étude et identifiés parmi 60 patients avec un LF, 26 patients avec un LZM, 40 patients avec un LCM, 103 patients avec un LMNH non LF non LCM et non Burkitt, et enfin 12 patients avec un LB typique.

L’examen morphologique a été réalisé après coloration au May-Grünwald-Giemsa des frottis sanguins, médullaires, spléniques ou ganglionnaires : au moins 30 images non sélectionnées ont été numérisées (TRANSPATH) pour chaque cas. L’histologie a été effectuée sur des prélèvements ganglionnaires dans 5 cas, médullaires dans 3 cas, ganglionnaires et médullaires dans 3 cas et spléniques dans le dernier cas.

L’analyse immunologique a été effectuée par cytométrie en flux sur les cellules sanguines (4 cas), médullaires (4 cas), ganglionnaires (1 cas) ou spléniques (1 cas).

L’examen cytogénétique conventionnel a été réalisé au diagnostic sur des prélèvements ganglionnaires (5 cas), sanguins (4 cas), médullaires (3 cas), ganglionnaires et médullaires (3 cas) ou spléniques (1 cas) sans mitogènes et après culture pendant 72 heures après stimulation par le TPA-LPS.

Un examen par FISH a été également réalisé chez tous les patients en utilisant la sonde LSI IgH/MYC/CEP 8 triple couleur double fusion s’hybridant au niveau des bandes 14q32 (IgH) et 8q24 (MYC) et du centromère du chromosome 8 (Vysis) et la sonde LSI MYC double couleur « break apart » qui permet de détecter des réarrangements en 8q24 (Vysis). De plus, nous avons aussi utilisé, en fonction des cas, la sonde LSI IgH/CCND1 double couleur, double fusion qui s’hybride en 14q32.3 (IgH) et en 11q13 (CCND1) (Vysis) ou la sonde IgH/Bcl2 double couleur, double fusion qui s’hybride en 14q32.3 (IgH) et 18q21 (Bcl2) (Q-Biogen). Les signaux ont été évalués sur les noyaux des cellules en métaphase et interphase (minimum de 10 métaphases et analyse de 500 noyaux interphasiques). La présence d’au moins 4 signaux, chacun correspondant à une copie de c-MYC, a été considérée comme amplification. Nous avons aussi testé les échantillons de 12 patients avec un LB, 9 avec une t(8;14), 2 avec une t(2;8)(p12;q24) et 1 avec une t(8;2)(q24;q11). Le seuil de positivité a été fixé à 5 % pour toutes les sondes utilisées.

Résultats

Seize patients (9 femmes, 7 hommes) avec un âge médian de 67 ans (29-92 ans) ont été étudiés (tableau 1). Quatorze d’entre eux ont un mauvais indice de performance et aucun patient n’est positif au VIH. Une splénomégalie est présente dans 4/16 cas et des adénopathies superficielles dans 15/16 cas. L’hémoglobine est à 11 g/dL (6,4-15,1 g/d), les leucocytes à 9,9 x 10⁹/L (3,2-141), les lymphocytes à 1,6 x 10⁹/L (0,34-135,3 g/L) et les plaquettes à 186 x 10⁹/L (16-538).

L’examen morphologique ou histologique a identifié dans tous les cas la présence de cellules de Burkitt (CB) : les cellules tumorales, de taille moyenne à grande, ont un noyau ovale contenant un petit nucléole et un cytoplasme basophile avec des vacuoles cytoplasmiques (figure 1). L’infiltration tumorale est diffuse : il existe aussi de nombreuses cellules en apoptose ou en mitose, et un aspect de ciel étoilé est présent (figure 2). Le marquage au Ki67, réalisé chez 10 patients, est > 85 % dans tous les cas sauf un (70 % de cellules Ki67 positives) (figure 3).

Un caryotype complexe est présent dans 13/16 cas (80 %) (figure 4) et un caryotype normal dans les 3 autres cas. Les données de l’examen cytogénétique conventionnel sont présentées dans le tableau 1. À noter chez tous les patients une absence de t(8;14)(q24;q32), t(2;8)(p12;q24) ou t(8;22)(q24;q11). Une translocation t(11;14)(q13;q32) est présente chez les 4 patients avec un LCM et une t(14;18)(q32;q21) chez les 6 patients avec un LF. L’utilisation de sondes triple couleur double fusion c-MYC 8q24, IgH 14q32 et alpha-satellite 8q11 n’a pas permis de détecter de signal pour c-MYC/IgH permettant d’exclure chez ces patients la présence d’une t(8;14), d’une trisomie ou polysomie du chromosome 8. De plus, la sonde double couleur « break apart » a permis d’exclure avec certitude le remaniement de c-MYC. Nous n’avons jamais détecté de IgL/c-MYC, IgK/c-MYC ou X-c-MYC.

En revanche, une amplification constante de c-MYC en utilisant la sonde double couleur c-MYC 8q24 (figure 5) a permis d’objectiver la présence de plusieurs copies de c-MYC dans 10 à 77 % des cellules. Nous n’avons jamais détecté d’amplification de c-MYC chez les 12 patients avec un LB typique. L’analyse par FISH a permis d’identifier 4 patients avec une t(11;14) et 6 patients avec une t(14;18). L’amplification de c-MYC a été détectée dans les mêmes cellules que celles portant la t(14;18)(q32;q21) ou la t(11;14)(q13;q32).

Six des 60 patients (10 %) avec un LF présentent une amplification de c-MYC, avec dans deux cas un aspect nodulaire et dans un autre cas une transformation localisée. Le diagnostic de LF a été établi sur la présence d’une prolifération tumorale B CD5- et CD10+ chez 2 patients, la détection d’une t(14;18) dans 4/6 cas et la présence d’un transcrit de fusion IgH/BCL-2 par FISH dans tous les 6 cas. 4/40 (10 %) patients ont été classés LCM, de type blastique dans 3/4 cas. Une prolifération CD5+ et CD23- est présente dans 3 cas, une t(11;14)(q13;q32) dans 3 cas, un gène de fusion IgH/BCL-1 détecté par FISH dans les 4 cas étudiés. 2/26 (7,6 %) patients avec le diagnostic de LZM présentent aussi des CB avec un caryotype complexe, incluant une +3 et +18 chez un patient, et une +18 et del(6)(q14q25) dans le second cas. Parmi les 103 patients avec un diagnostic de LMNH non LF, non LCM et non Burkitt, seulement 7 patients présentent un LDGC et 3/7 une amplification de c-MYC. Les 3 cas de LDGC sont CD5- CD20+ et ont des aspects homogènes de LB dans 2 cas et de LMNH-T riche en cellules B avec présence de CB dispersées dans le dernier cas. Aucun de ces patients ne présente de translocation c-MYC. Des CB sont aussi détectées dans le cas du LMNH-T CD2+ et CD4+ positif associé à des réarrangements du récepteur des lymphocytes T (TCR-R).

Quinze patients ont reçu en première ligne une chimiothérapie du CHOP, dont trois patients du R-CHOP. Deux patients ont été traités par autogreffe : un patient a rechuté 5 mois plus tard. Un patient avec LZM a été splénectomisé : il est en rémission complète (RC) persistante sans traitement. Le second patient avec un LZM a été perdu de vue. Après un suivi médian de 15 mois, 14 patients sont décédés, dont 7 dans les 6 mois suivant le diagnostic (2/4 avec LCM, 2/6 avec un LF et1/3 avec un LDGC, 1/1 avec LMNH-T), trois patients 15 mois après le diagnostic, et enfin, 4 patients plus de 15 mois après le diagnostic (tableau 1).

Tableau 1 Données des 16 patients avec un aspect type Burkitt et une amplification de c-MYC

Cas	Âge	Échantillon	Diagnostic	Immunophénotype	Ki-67	Examen cytogénétique conventionnel	FISH				Suivi
IgH, IgL,IgK/MYC	IgH/CCND 1	IgH/Bcl-2	c-MYC amplification
1	29	G	LCM	CD19+, CD20+, CD5-, Bcl2-	100 %	51-55,XY,+X,+5,+6,del(6)(q15q22),+8,+9,+11,t(11;14)(q13;q32),4xdm [CP 13]	-	92%	-	4 à 5 copies dans 69% cellules	DCD (J820)
2	76	M	LCM	CD19+, CD20+, CD5+, CD23-, FMC7-	80 %	40-43,XY,-3,dic(5;13)(q35;p11), der(6)(q?),-6, add(8)(q24),der(9)t(9;?)(q34;?),der(11),-12, der(14)(q?),del(15)(q13q24), der(16)t(16;?)(p11;?),der(17) t(8;17)(q11;q11), r(?),+mar1,+mar2 [CP 13]	-	69%	-	> 7 copies dans 23 % cellule	DCD (J425)
3	92	S	LCM	CD19+, CD20+, CD5+, CD23-CD79b+, FMC7+	ND	45-46,XX,del(1)(p34),i(6)(p10),10,t(11;14)(q13;q32),+mar1 [CP 06]	-	73%	-	5 à 7 copies dans 42 % cellules	DCD (J38)
4	83	M	LCM	CD19+, CD20+, CD22+, CD5+, CD23+, FMC7+, CD79b+	ND	43,XY,-9,t(11;14)(q13;q32),-12,-15,-17,-21, -22,+2-3mar [CP 10]	-	78%	-	> 7 copies dans 17 % cellules	DCD (J45)
5	61	R	MZL	CD20+, CD5-, CD10-, Bcl-2-	85 %	47-49,XY,del(6)(q14q25), der(8)dup(8)(q23qter),der(10)(q?), +18,+mar [CP 10]	-	-	-	> 7 copies dans 47 % cellules	RC 60 mois après Spénectomie
6	47	S	MZL	CD19+, CD20+, CD22+, CD23+, CD5-, FMC7+ CD10-, CD103-	ND	48,XY,der(2)t(2;?)(p13;?),+3,der(8)t(8;?)(q24;?),+18 CP [03] 48,XY,+3,der(8)t(8;?)(p23;?), +der(8)t(8;?)(p23;?),der(22)t(22;?)(q13;?) [CP 03]	-	-	-	5 à 7 copies dans 17 % cellules	RP 24 mois après (R-CHOP)
7	66	S	LF	CD19+, CD20+, CD10-, CD22+, CD79a+	ND	46,XX,del(2)(p12),der(3)t(3;?)(q26;?), t(14;18)(q32;q22)[01] 46,XX,der(1)t(1;?)(q44;?),del(2)(p12),der(3)t(3;?)(q26;?),t(14;18)(q32;q22) [02]	-	-	52%	4 à 5 copies dans 19 % cellules	DCD (J24)
8	53	G	LF	CD20+, CD5-, CD10-, Bcl2+	90 %	46,XY,t(14;18)(q32;q22) [02] 47,XY,t(14;18)(q32;q22),+21[18] 48,XY,t(14;18)(q32;q22),+21,+4 [01]	-	-	81%	4 à 6 copies dans 22 % cellules	DCD (J145)
9	68	G, M	LF	CD20+, CD5-, CD10+,Bcl2+	90 %	46,XX[30]	-	-	53%	> 7 copies dans 10 % cellules	DCD (J73)
10	72	G	LF	CD20+, CD5-,CD10-,Bcl2+	90 %	46,XX[30]	-	-	64%	> 7 copies dans 11 % cellules	DCD (J270)
11	79	G, M	LF	CD20+, CD5+, CD10+, Bcl2+	100 %	46,XX,t(14;18)(q32;q22) [02] / 48,XX,+X,der(12)t(12;?)(p13;?), add(13)(q14), t(14;18) (q32;q22), +mar1 [cp 07]	-	-	83%	> 5copies dans 43 % cellules	DCD (J575)
12	59	M	LF	CD19+, CD20+, CD5, CD10+, CD79b+	ND	48,XY,der(3)t(3;?)(p25;?),del(8)(q24.3), der(9)t(9;?)(q34;?),t(12;16)(p13;q11), t(14;18) (q32;q22), +mar1x2 [CP 05] 46,XY [15]	-	-	45%	> 7 copies dans 10 % cellules	DCD (J545)
13	72	G	LDGC	CD20+,CD5-,CD10-, Bcl2+	90 %	47-49,XX,+X,+X,add(1)(p36), del(3)(p24),t(4;15)(q35;q14),+der(17),-8,+mar1 [CP 02] / 47-49,XX,+X,+X,add(1)(p36), del(3)(p24),t(4;15)(q35;q14), del(14)(q21q31), +der(17),-8, +mar1 [CP 11]	-	-	-	> 7 copies dans 77 % cellules	DCD (J450)
14	57	G	LDGC	CD20+, CD19+	85 %	47,XX,+X [01] / 47,XX,+X,der(12) t(12;?)(q24;?), del(13) (q12q14) [01] 48,XX,+X,der(12)t(12;?)(q24;?),del(13) (q12q14),+20 [CP 02] 43-46,XX,+X,der(12)t(12;?)(q24;?), del(13)(q12q14), +20 [CP 03]	-	-	-	> 5 copies dans 11 % cellules	DCD (J500) Rechute après auto
15	75	PB	LMNH-T	CD2+, CD3-, CD4+, CD7+, CD8-, CD16-, CD25-, CD30+, CD56-	ND	46,XY	-	-	-	> 7 copies dans 27 % cellules	DCD (J3)
16	56	G, M	LDGC	CD20+, CD10-, CD5-, Bcl-2-	100 %	45-46,XX,del(1)(p35),-2,-3,del(3)(p21),del(5)(q35),del(6)(p22),-7,-8,der(9) t(9;?)(p23;?),der(14)t(14;?)(p11;?),-21,+3-4mar [CP 07]	-	-	-	5 à 6 copies dans 22 % cellules	DCD (J3)

Discussion

Cette étude a permis rétrospectivement d’identifier 16 patients avec un LMNH avec présence de cellules de type Burkitt, amplification de c-MYC et absence de t(8;14)(q24;q32), t(2;8)(p12;q24) ou t(8;22)(q24;q11) [1]. Il est important d’identifier ces patients : 14/16 (87,5 %) patients sont décédés rapidement. Ce profil est observé quels que soient le type de lymphome B ou T [2] et le diagnostic d’hémopathie maligne B. Il a été identifié chez 6 patients avec un LF, 4 avec un LCM, 2 avec un LZM et 3 patients avec un LDGC. Chez les patients avec un LZM, l’amplification c-MYC pourrait être de moins mauvais pronostic, 1 des 2 patients étant en RC un an après la splénectomie.

La classification WHO a identifié plusieurs sous-types de LB : une forme classique (la plus fréquente), une forme avec différenciation plasmocytoïde et la forme « Burkitt-like » avec un pléomorphisme plus important [3]. Ces aspects ne peuvent être appliqués à nos cas sachant que ces termes sont réservés aux formes avec t(8;14)(q24;q32), t(2;8)(p12;q24) ou t(8;22)(q24;q11).

Le LDGC peut être difficile à distinguer du LB, les deux entités ayant une population tumorale homogène et un taux élevé de cellules en apoptose ou mitose [4]. L’examen cytogénétique peut dans ces cas aider à préciser le sous-type exact du lymphome. Dans une étude rétrospective, le Southwest Oncology Group a comparé les aspects morphologiques du LB et du LDGC : un index de prolifération plus élevé (88 %) a été constamment observé dans le LB [5]. Le marquage du Ki67 réalisé chez 10 patients a été supérieur à 85 % dans la plupart des cas et le pourcentage est similaire à celui observé dans l’étude du SWOG [5]. Un marquage élevé de Ki-67 est associé à un risque élevé de décès précoce [6], ce que nous avons aussi confirmé dans notre étude. Nous montrons également la présence d’une amplification de c-MYC sans détecter néanmoins de t(8;14), t(2;8) ou t(8;22). Cette amplification est associée à la présence d’une t(11;14)(q13;q32) et/ou d’un gène de fusion IGH/CCND1 chez les patients avec un LCM et d’une t(14;18)(q32;q21) ou d’un gène de fusion IGH/Bcl2 chez les patients avec un LF.

Les sondes utilisées LSI, IgH/MYC/CEP 8 et LSI, MYC double couleur « break apart » permettent d’exclure une translocation cryptique impliquant le locus MYC (IgH/MYC, IgL/MYC, IgK/MYC or X/MYC). Pour les patients avec un LCM ou un LF, le pourcentage de cellules tumorales (noyaux en métaphases et interphases) avec t(11;14) ou t(14;18) est supérieur au pourcentage de cellules avec une amplification de MYC. Ces données suggèrent que l’amplification de c-MYC pourrait être un événement secondaire.

Conclusion

Des aspects morphologiques, cytologiques/histologiques évocateurs d’un LB mais sans t(8;14)(q24;q32), t(2;8)(p12;q24) ou t(8;22)(q24;q11) doivent faire rechercher la présence d’une amplification de c-MYC. Cette amplification pourrait être de mauvais pronostic et son existence devrait inciter à la mise en place de nouveaux protocoles thérapeutiques chez ces patients.

Références

1 Mossafa H, Damotte D, Jenabian A, et al. Non-Hodgkin’s lymphomas with Burkitt-like cells are associated with c-Myc amplification and poor prognosis. Leuk Lymphoma 2006 ; 47 : 1885-93.

2 Ohno H, Fukuhara S, Arita Y, et al. Establishment of a peripheral T-cell lymphoma cell line showing amplification of the c-MYC oncogene. Cancer Res 1988 ; 48 : 4959-63.

3 Diebold J, Jaffe ES, Raphael M, Warnke RA. In : Jaffe ES, Harris NL, Stein H, Vardiman JW, eds. World Health Organization classification of tumours. Lyon : IARC Press, 2001 : 181-4.

4 Nakamura N, Nakamine H, Tamaru J, et al. The distinction between Burkitt lymphoma and diffuse large B-Cell lymphoma with c-MYC rearrangement. Mod Pathol 2002 ; 15 : 771-6.

5 Braziel RM, Arber DA, Slovak ML, et al. The Burkitt-like lymphomas : a Southwest Oncology group study delineating phenotypic, genotypic, and clinical features. Blood 2001 ; 97 : 3713-20.

6 Miller TP, Grogan TM, Dahlberg S, et al. Prognostic significance of the Ki-67 associated proliferation antigen in aggressive non-Hodgkin’s lymphomas : a prospective Southwest Oncology Group Trial. Blood 1994 ; 83 : 1460-6.